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Disséquer des lésions démyélinisantes colorées du corps calleux d’un cerveau de souris.
Ces lésions contiennent des microglies résidentes du cerveau exprimant l’intégrine de surface cellulaire CD11b.
Prélevez le tissu et ajoutez-y une solution contenant une enzyme protéolytique et de la DNase.
L’enzyme dégrade la matrice extracellulaire, tandis que la DNase dégrade l’ADN libre.
Ajoutez un tampon froid et filtrez la suspension à travers une passoire pour éliminer les amas cellulaires.
Centrifugez, jetez le surnageant et remettez en suspension les cellules granulées dans un milieu à gradient de densité.
Recouvrir d’un tampon et d’une centrifugeuse pour recueillir les débris restants dans les couches supérieures ; les cellules intactes se déposent au fond.
Retirez les débris et remettez les cellules en suspension dans une mémoire tampon.
Ajouter des billes magnétiques anti-CD11b pour étiqueter la microglie.
Chargez les cellules sur une colonne contenant des sphères ferromagnétiques placées dans le champ magnétique du séparateur magnétique.
Sous le champ magnétique externe, les microglies liées aux billes sont retenues dans la colonne tandis que les cellules non liées circulent à travers.
Retirez la colonne du champ magnétique. Ajouter un tampon pour éluer la microglie.
Commencez par microdisséquer les lésions marquées par un colorant neutre autour du corps calleux au microscope stéréoscopique. Centrifugez le tissu disséqué à 300 x g pendant 30 secondes pour prélever l’échantillon au fond du tube. Préchauffer le mélange d’enzymes 1 et le mélange d’enzymes 2 à 37 degrés Celsius dans un incubateur. Ensuite, ajoutez 1 950 microlitres de mélange d’enzymes préchauffé 1 à un échantillon et digérez dans un incubateur à 37 degrés Celsius pendant 5 minutes. Ajoutez 30 microlitres d’enzyme mix 2 préchauffé et mélangez délicatement.
Après la digestion, ajoutez 4 millilitres de PBS froid dans le tube et secouez doucement. Centrifugez les échantillons de tissus à 300 x g pendant 10 minutes à 4 degrés Celsius et aspirez le surnageant lentement et complètement. Remettez doucement en suspension la pastille cellulaire avec 1 550 microlitres de PBS froid. Ajoutez 450 microlitres de solution froide pour l’élimination des débris et mélangez-les bien.
À l’aide d’une pipette de 1000 microlitres, superposez le mélange très lentement et doucement, avec 2 millilitres de PBS froid. Centrifugez le mélange puis recherchez les 3 couches. À l’aide d’une pipette de 1000 microlitres, aspirez complètement les 2 couches supérieures et remplissez le tube jusqu’à 5 millilitres de tampon de chargement à froid. Retournez doucement le tube 3 fois.
Ensuite, après la centrifugation et l’aspiration du surnageant, remettre en suspension la pastille cellulaire avec 90 microlitres de tampon de charge et ajouter 10 microlitres de billes CD11b. Bien mélanger et incuber pendant 15 minutes à 4 degrés Celsius. Après l’incubation, ajoutez 1 millilitre de tampon de chargement et lavez les cellules en pipetant doucement le liquide de haut en bas avec une pipette de 1000 microlitres.
Centrifugez les cellules à 300 x g pendant 10 minutes à 4:00 degrés Celsius et aspirez complètement le surnageant pour éliminer les billes non liées. Remettez les cellules en suspension dans 500 microlitres du tampon de chargement, et placez la colonne MS avec son séparateur pour une sélection positive dans le champ magnétique. Rincez la colonne avec 500 microlitres de tampon de chargement pour protéger les cellules, et assurez l’efficacité du tri magnétique basé sur le protocole du fabricant.
Appliquez la suspension cellulaire sur la colonne MS et jetez le flux contenant les cellules non étiquetées. Ajoutez 500 microlitres de tampon de chargement pour laver la colonne et retirez-la du séparateur. Placez la colonne sur un tube à centrifuger de 15 millilitres et ajoutez 1 millilitre de tampon de chargement dans la colonne. Enfin, poussez le piston vers le bas de la colonne pour évacuer les cellules marquées magnétiquement.