Une étude électrophysiologique des synapses de rétinogéniculate et de corticogéniculate dans des tranches de cerveau de souris

Placez une tranche de cerveau de souris dans une chambre d’enregistrement imprégnée d’une solution d’enregistrement oxygénée.

La tranche contient le noyau géniculé latéral dorsal, ou dLGN, qui est riche en neurones relais. Ces neurones forment des synapses rétinogéniculées avec les projections des cellules ganglionnaires rétiniennes et des synapses corticogéniculées avec des projections neuronales du cortex visuel.

Positionnez une pipette stimulante sur le tractus optique pour étudier les synapses rétigéniculées ou sur le noyau réticulaire thalami pour étudier les synapses corticogéniculées.

Placez une pipette d’enregistrement près de la tranche. À l’aide d’un microscope, localisez un neurone relais.

Appliquez une pression positive pour éviter le colmatage de la pipette à l’approche du neurone.

Passer en pression négative, former un joint avec la membrane cellulaire, puis la rompre pour établir une continuité avec le cytoplasme.

À l’aide de la pipette de stimulation, délivrez des impulsions électriques qui incitent les projections à libérer des neurotransmetteurs excitateurs, qui se lient pour relayer les récepteurs synaptiques des neurones, déclenchant le flux d’ions mesuré par la pipette enregistreuse.

Dans cette procédure, tirez les pipettes d’enregistrement à l’aide de capillaires en verre borosilicaté et d’un extracteur de filament. Ensuite, tirez les pipettes stimulantes en utilisant le même protocole mais cassez légèrement la pointe après avoir tiré pour augmenter le diamètre. Ensuite, remplissez les pipettes d’enregistrement avec une solution intracellulaire et de la biocytine et remplissez les pipettes de stimulation avec de la solution d’enregistrement.

Ensuite, placez les tranches dans la chambre d’enregistrement et perfusez-les continuellement avec une solution d’enregistrement oxygénée à température ambiante. Visualisez les coupes à l’aide d’un microscope droit équipé d’une vidéomicroscopie IR-DIC. Vérifiez toutes les tranches et sélectionnez celles qui affichent des faisceaux optiques intacts. Placez la pipette stimulante sur la tranche avant de patcher la cellule avec la pipette d’enregistrement.

Pour étudier les synapses rétinogéniculées, placez la pipette de stimulation directement sur le tractus optique où les fibres axonales des cellules ganglionnaires de la rétine sont regroupées. Pour analyser les synapses corticogéniculées, placez l’électrode de stimulation sur le noyau réticulaire thalami, qui est rostro-ventralement adjacent au noyau géniculé dorsolatéral. Une fois que la pipette d’enregistrement est immergée dans la solution d’enregistrement, appliquez un pas de cinq millivolts pour surveiller la résistance de la pipette.

Réglez le potentiel de maintien à zéro millivolt et annulez le potentiel de décalage de sorte que le courant de maintien soit de zéro picoampère. Approchez-vous de la cellule avec une pipette d’enregistrement tout en appliquant une pression positive. Lorsque la pipette est en contact direct avec la membrane cellulaire, relâchez la pression positive et réglez le potentiel de maintien à moins 70 millivolts.

Ensuite, appliquez une légère pression négative pour permettre à la membrane cellulaire de se fixer à la pipette en verre de sorte qu’un joint gigaohm se forme. Compensez la capacité de la pipette et ouvrez la cellule en appliquant des impulsions de pression négative. Pour étudier la fonction synaptique, appliquez des impulsions de courant de 0,1 milliseconde via la pipette de stimulation. Surveillez en permanence la résistance en série en appliquant un pas de cinq millivolts.

La résistance série peut être estimée en divisant cinq millivolts par l’amplitude de crête du courant évoqué. N’utilisez que les cellules avec une résistance série inférieure à 20 mégaohms pour l’analyse.