Imagerie confocale du mouvement mitochondrial dans les oligodendrocytes dans des cultures de coupes cérébrales organotypiques

0 vues4:11 min • April 28th, 2025

Commencez par une configuration de chambre de bain de microscope confocal avec une solution d’imagerie circulante et une température contrôlée.

Prenez une membrane polymère hydrophile contenant une tranche de cerveau de souris organotypique dans laquelle les oligodendrocytes ont été transduits pour exprimer une protéine fluorescente rouge spécifique aux mitochondries et une protéine fluorescente verte spécifique au cytosol.

La double fluorescence permet une visualisation claire de la dynamique mitochondriale dans le cytosol de l’oligodendrocyte.

Immergez la tranche au centre du bain et fixez-la avec une ancre de harpe.

Abaissez l’objectif et sélectionnez un oligodendrocyte sain pour le balayage.

Ajustez la puissance du laser pour minimiser la toxicité cellulaire et le photoblanchiment.

Règle les paramètres du microscope, puis enregistre des images en accéléré de mitochondries marquées par fluorescence.

Capturez des images z-stack à différentes profondeurs pour obtenir une vue tridimensionnelle haute résolution de la cellule entière.

Traitez les images pour visualiser le mouvement mitochondrial au sein de l’oligodendrocyte.

Utilisez des pinces pour transférer les confettis avec la tranche de la boîte de Pétri vers le haut du bain. Placez ensuite les deux pointes de la pince de chaque côté des confettis de manière à ce qu’elles touchent les confettis sans toucher la tranche. Et poussez les confettis à travers la solution jusqu’au fond du bain. Centrez les confettis au milieu du bain.

Utilisez des pinces pour placer l’ancre ou la harpe sur les confettis sans toucher la tranche. Ensuite, rallumez la pompe péristaltique. Abaissez l’objectif jusqu’à l’échantillon. Ensuite, utilisez les oculaires et la lampe fluorescente pour trouver rapidement un oligodendrocyte d’apparence saine avec une expression de protéine fluorescente.

Utilise la fonction live dans le logiciel pour identifier la cellule à l’écran. Et choisissez la zone d’intérêt. Ici, une zone contenant plusieurs processus primaires et une gaine de myéline sera imagée. Zoom sur le domaine d’intérêt. Cela produira généralement une image avec une taille de pixel de 0,14 à 0,30 micron.

Sélectionnez l’outil Régions et dessinez un rectangle autour de la zone. Choisissez l’option permettant d’analyser uniquement la région sélectionnée. Le temps de balayage et donc l’exposition au laser sont réduits en ne scannant que la région sélectionnée.

Ajustez la puissance et le gain du laser pour obtenir une bonne vue des mitochondries. Utilisez une faible puissance laser et un gain élevé pour éviter le blanchiment pendant l’imagerie en direct. Si nécessaire, ajustez le décalage numérique.

Minimise le temps de balayage en sélectionnant une vitesse de balayage rapide. Définissez la fréquence et la durée de l’enregistrement en accéléré pour l’imagerie mitochondriale et les oligodendrocytes. Capturez des images toutes les deux secondes pendant un total de 20 minutes. Démarrez l’enregistrement en accéléré.

Le flux continu de solution peut provoquer le mouvement de la tranche. Cela vaut la peine de passer un peu de temps à minimiser ce mouvement en ajustant l’entrée et la sortie du bain. Vous pouvez également réduire la vitesse de la pompe.

Surveillez continuellement l’écran pendant l’imagerie en accéléré, car de petits changements de mise au point se produisent généralement encore. Ajustez la mise au point si nécessaire. Après l’imagerie en accéléré, capturez une pile Z de la cellule entière, pour une identification future de la cellule et du processus imagé.

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Dernière mise à jour : 29 août 2026