Imagerie de la dynamique intracellulaire de l’ATP à l’aide de capteurs basés sur FRET dans une tranche d’hippocampe de souris organotypique

0 vues3:40 min • April 28th, 2025

Sécurisez une tranche d’hippocampe de souris organotypique dans une chambre expérimentale.

La tranche contient des neurones et des astrocytes transduits exprimant un capteur ATP avec des protéines fluorescentes donneuses et accepteuses.

Place la chambre sur une platine de microscope à fluorescence et perfuse-la avec de l’ACSF oxygéné.

Permet à la tranche de s’adapter aux conditions tamponnées.

À l’aide de la lumière de transmission, concentrez la tranche et identifiez la zone d’intérêt.

Passez en mode fluorescence et excitez la protéine fluorescente donneuse pour initier l’émission de fluorescence.

Lors de la liaison ATP, le capteur subit des changements de conformation, permettant le transfert d’énergie basé sur la fluorescence du donneur à l’accepteur, qui émet de la fluorescence à une longueur d’onde plus longue.

Utilisez un miroir dichroïque et des filtres passe-bande pour isoler et séparer les émissions du donneur et de l’accepteur.

Sélectionnez une région sans fluorescence pour la soustraction de l’arrière-plan. Ensuite, identifiez les cellules cibles et enregistrez leur fluorescence au fil du temps.

Calcule le rapport FRET pour surveiller les niveaux d’ATP intracellulaires en temps réel.

Préparez l’ACSF expérimental et obtenez un pH de 7,4 en le faisant bouillonner avec 95 % d’oxygène et 5 % de dioxyde de carbone à travers un tube inséré connecté à l’alimentation en carbogène pendant au moins 30 minutes. Gardez la solution saline à bulles pendant toute la durée de l’expérience. Ensuite, allumez la source de lumière fluorescente du monochromateur.

Transférez la culture en tranches organotypiques dans la chambre expérimentale. Placez une grille sur la culture en tranches organotypiques avec le cadre vers le bas, sans toucher la culture, et les fils vers le haut, en touchant la membrane. Placez la chambre sur la platine du microscope et connectez-la au système de perfusion.

Allumez la pompe péristaltique à un débit de 1,5 à 2,5 millilitres par minute. Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuite du système de perfusion. À l’aide de la lumière à transmission, faites la mise au point sur la tranche cultivée et identifiez la zone où les expériences doivent être effectuées.

Avant de commencer les expériences d’imagerie, attendez au moins 15 minutes pour permettre aux coupes de s’adapter aux conditions salines. Ensuite, allumez l’appareil photo et le logiciel d’imagerie. Exciter la protéine fluorescente donneuse à 435 nanomètres. Réglez le temps d’exposition entre 40 et 90 millisecondes.

Ensuite, insérez le miroir dichroïque et les filtres dans l’unité de séparateur de faisceau. Divisez l’émission de fluorescence à 500 nanomètres à l’aide d’un séparateur d’image d’émission, et utilisez des filtres passe-bande à 482 plus ou moins 16 et 542 plus ou moins 13,5 nanomètres pour isoler davantage la fluorescence du donneur et de l’accepteur.

Sélectionnez une région d’intérêt apparemment dépourvue de fluorescence cellulaire pour la soustraction du bruit de fond. Encerclez les structures uniques des tissus marqués dans l’image à l’écran pour créer des ROI. Réglez la fréquence d’acquisition de l’image dans la durée globale de l’enregistrement. Pour les expériences de plus de 30 minutes, une fréquence d’acquisition de 0,2 à 0,5 Hertz est recommandée pour éviter la phototoxicité. Par la suite, démarrez l’enregistrement.

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Dernière mise à jour : 29 août 2026