Imagerie des lésions cérébrales induites par l’hypoxie-ischémie cérébrale dans un modèle murin

Prenez une souris anesthésiée et fournissez-lui de l’oxygène à l’aide d’un cône nasal.

L’artère carotide commune droite de la souris a été ligaturée pour réduire le flux sanguin vers l’hémisphère cérébral droit, ce qui la prédispose aux dommages induits par l’hypoxie.

Insérez un cathéter pour administrer du glucose radiomarqué par voie intraveineuse.

Placez la souris dans un scanner pour imager simultanément le métabolisme du glucose à l’aide de la tomographie par émission de positons (TEP) et les changements structurels à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique (IRM).

Induire l’hypoxie en réduisant l’oxygène, exacerbant ainsi le stress cellulaire dans l’hémisphère vulnérable. Le stress conduit à une accumulation d’eau intracellulaire, limitant le mouvement des molécules d’eau dans les cellules gonflées par rapport à l’espace extracellulaire.

Sur les images IRM, le mouvement restreint des molécules d’eau apparaît sous forme de zones sombres dans l’hémisphère affecté, indiquant des dommages induits par l’hypoxie.

Simultanément, le glucose radiomarqué injecté atteint le cerveau et est absorbé par les cellules saines.

L’imagerie TEP montre une distribution du glucose radiomarquée, où les zones sombres de l’hémisphère affecté indiquent une réduction de l’absorption de glucose en raison des dommages induits par l’hypoxie.

Vérifiez le fonctionnement des débitmètres d’oxygène et d’azote en allumant d’abord les sources d’erreur d’oxygène et d’azote. Ensuite, allumez les débitmètres. Au débit de 1 litre par minute, réglez le débit d’oxygène à 114,3 milligrammes par minute et le débit d’azote à 1,150 gramme par minute.

Ensuite, préparez le lit d’animal en vous assurant que les systèmes d’anesthésie, de protection respiratoire et de chauffage sont positionnés de manière sûre et fonctionnelle. Fixez ensuite des repères contenant un radiotraceur sur le lit de l’animal dans le champ de vision. Anesthésie la souris avec de l’isoflurane et préchauffe sa queue pour la préparer à l’insertion du cathéter.

Une fois prêt, insérez jusqu’à 5 centimètres d’un cathéter PE-10 prérempli de solution saline héparinisée. Fixez la ligne IV au site d’insertion avec une goutte d’adhésif cyanoacrylate. Transférez ensuite l’animal dans le lit d’animal préparé. Réappliquez la pommade ophtalmique sur les yeux de la souris pour éviter le dessèchement et stabilisez la tête de l’animal en plaçant ses incisives supérieures autour de la barre dentaire et en mettant les barres d’oreille en place.

Commencer un débit d’isoflurane de 1 % à 2 % entre 0,5 et 1 litre par minute. Insérez un thermomètre à sonde rectale. Assurez-vous que les relevés de température et de respiration sont fonctionnels. Ensuite, prélevez environ 600 microcuries de la dose de radiotraceur dans 200 microlitres de solution saline dans une seringue de 1 millilitre et placez-la dans un pousse-seringue.

Connectez environ 3 mètres de tube PE-10 hépariné à la seringue et l’autre extrémité à la ligne de cathéter veineux de la queue. Vérifiez que le positionnement de l’antenne d’IRM et des lignes et câbles, en particulier la tubulure d’anesthésie, ne sont pas emmêlés.

Assurez-vous que le centre du cerveau est aligné avec les centres de la bobine d’IRM, du système d’animaux de compagnie et de l’aimant IRM. Faites ensuite glisser avec précaution le lit de l’animal vers l’avant dans l’alésage de l’aimant. Effectuez le réglage et l’adaptation de la bobine IRM en tournant les boutons de réglage sur la bobine pour minimiser les déséquilibres d’impédance et de fréquence.

Ensuite, sélectionnez la séquence pilote d’essai rare et exécutez la séquence à partir de la fenêtre de contrôle de balayage pour acquérir une image de repérage. Vérifiez le positionnement de l’animal et ajustez sa position si nécessaire jusqu’à ce que le cerveau soit centré. Réinitialisez ensuite les cales à zéro. Maintenant, exécutez une séquence de balayage spectroscopique à résolution ponctuelle dans le cerveau en utilisant un volume rectangulaire de 3,9 millimètres sur 6 millimètres sur 9 millimètres.

Vérifiez la largeur de la ligne de flottaison à l’aide de la commande de macro CalcLinewidth. Si la largeur totale à la moitié de la valeur maximale est acceptable, positionnez le plan de coupe pour le balayage d’imagerie pondéré en diffusion à l’aide de l’éditeur géométrique. Lorsque le plan de coupe résultant est aligné comme vous le souhaitez, copiez-le dans la fenêtre de contrôle de balayage pour tous les balayages ultérieurs et commencez l’acquisition de l’image.

Ensuite, avec l’acquisition de l’animal préparée et prête à commencer, démarrez la pompe à perfusion. Après l’injection de la solution saline du cathéter, commencez l’acquisition de l’animal afin de capturer l’entrée du radiotraceur. Surveillez le taux de numération et recherchez une augmentation progressive du nombre de numérations indiquant une injection réussie. Après 10 à 15 minutes, lancez le défi hypoxique en coupant le flux d’air médical et en allumant immédiatement les débitmètres d’oxygène et d’azote pour fournir 8 % d’oxygène et 92 % d’azote.

À ce stade, réduisez l’isoflurane à 0,8 %. Immédiatement après avoir initié la provocation hypoxique, commencez l’acquisition d’images pondérées en diffusion à l’aide de la configuration de balayage précédente. Commencez l’acquisition d’une deuxième image pondérée en diffusion immédiatement après la fin du premier balayage.

Mettez fin au défi hypoxique en éteignant les débitmètres, en rétablissant le flux d’air médical et en ramenant la concentration d’isoflurane à 1 % à 2 %. Acquérez un balayage d’imagerie pondéré de diffusion post-hypoxie, puis éteignez la pompe à perfusion et acquérez des images anatomiques dans les plans axial et sagittal. À l’aide de l’éditeur de géométrie, assurez-vous que le champ de vision d’acquisition couvre le cerveau.