Imagerie confocale en accéléré de la dynamique dendritique neuronale dans des explants rétiniens de souris

0 vues3:15 min • June 17th, 2025

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Commençons par un explant rétinien de souris postnatales vivantes monté sur un filtre à membrane et placé dans une chambre d’incubation sous un microscope confocal.

La rétine est transfectée pour exprimer une protéine fluorescente dans les membranes des interneurones amacrines en étoile.

Placez un poids d’échantillon pré-humidifié sur la rétine pour la stabiliser.

Remplissez la chambre avec un tampon.

Maintenir un débit tampon et une température optimaux dans la chambre pour préserver la viabilité neuronale.

Positionnez un objectif à immersion dans l’eau dans la chambre d’imagerie.

Démarrez l’imagerie par épifluorescence.

La lumière laser, dirigée à travers l’objectif, excite la protéine fluorescente dans les cellules amacrines.

La fluorescence émise est capturée par le même objectif, ce qui permet de visualiser les cellules amacrines marquées.

Identifiez une cellule fluorescente pour l’imagerie.

Définissez les paramètres d’imagerie.

Capturez des images sur plusieurs plans Z pour obtenir une visualisation 3D de la morphologie dendritique complète.

Effectuez une imagerie en accéléré pour suivre les changements de morphologie dendritique au fil du temps.

Assemblez la chambre d’incubation d’imagerie en direct et remplissez-la d’aCSF oxygéné. Allumez la pompe et le régulateur de température, en vous assurant que la température ne dépasse pas 34 degrés Celsius. La température de la chambre peut prendre jusqu’à une heure pour se stabiliser. Il est recommandé de mettre en place la chambre d’incubation avant de commencer le curage rétinien. La température stable de la chambre permet de réduire la dérive de l’échantillon.

Pour transférer le monticule plat rétinien dans la chambre de perfusion, arrêtez la pompe et retirez l’aCSF qui se trouve dans la chambre. Ensuite, placez le disque MCE avec le support plat rétinien dans la chambre d’incubation. Pré-mouillez un poids d’échantillon pour briser la tension superficielle, puis placez-le sur le monticule plat, en vous assurant que le poids de l’échantillon est placé sur le papier MCE pour réduire la dérive de l’échantillon. Remplissez la chambre avec l’aCSF réchauffé et faites circuler l’aCSF à raison d’environ 1 millilitre par minute.

Positionnez l’embout nasal avec l’objectif à 25 trempage dans l’eau dans la chambre d’imagerie. Recherchez les cellules d’intérêt marquées à l’aide d’une lumière épifluorescente et ajustez le volume d’imagerie pour capturer les caractéristiques dendritiques d’intérêt.

À l’aide d’une table de correspondance qui identifie à la fois les pixels sursaturés et sous-saturés, ajustez la puissance laser de sorte qu’aucun pixel ne soit sursaturé. Acquérez le volume d’imagerie 3D et répétez l’acquisition à la fréquence d’images souhaitée. Le volume d’imagerie peut être ajusté entre chaque point temporel pour compenser la dérive de l’échantillon.

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Dernière mise à jour : 15 août 2026