Inhibition de l’activité neuronale et sa détection par électrophysiologie chez le rat

Commençons par un rat anesthésié fixé dans un cadre stéréotaxique avec son crâne exposé.

À l’aide des repères anatomiques, le bregma et le lambda, localisez le colliculus supérieur, une structure cérébrale profonde responsable du traitement de l’information visuelle.

Percez pour créer un lambeau osseux, retirez-le et appliquez un tampon pour garder le cerveau exposé hydraté.

Positionnez un ensemble injectrode composé d’une micropipette avec une électrode fixée à une microseringue.

La micropipette contient une solution de neurotransmetteur inhibiteur pour supprimer l’excitabilité neuronale pendant que l’électrode enregistre simultanément l’activité neuronale.

Abaissez l’injectrode dans le colliculus supérieur et couvrez la surface exposée avec de la gélose fondue pour éviter la déshydratation.

Présente des éclairs lumineux à l’œil pour stimuler les neurones et évoquer des potentiels d’action synchronisés.

Injectez le neurotransmetteur, qui se lie à ses récepteurs et déclenche l’afflux d’ions chlorure.

Cet afflux hyperpolarise le potentiel membranaire, supprimant ainsi les potentiels d’action.

Au fur et à mesure que la concentration de neurotransmetteurs diminue au fil du temps, l’activité neuronale se rétablit.

Pour préparer les pipettes d’injection d’enregistrement, tirez d’abord sur un capillaire de 7 centimètres avec un diamètre extérieur de 1 millimètre. Pour un modèle vertical flic 720 ou une unité similaire, réglez le radiateur sur 18 et le solénoïde sur un. Ensuite, avec des gants, cassez manuellement la pointe pour faire une ouverture et vérifiez au microscope que le diamètre intérieur est compris entre 30 et 40 micromètres. Mesurez cela avec la règle du viseur. Il produira une impédance relativement faible de 0,3 à 0,6 mégaohms.

Ensuite, à partir de l’extrémité non effilée, insérez dans la pipette un fil d’argent d’environ 7 centimètres de long et laissez 1 à 2 centimètres pendre de la pipette. Pliez ce fil en excès orthogonalement au capillaire. Ensuite, prenez une aiguille hypodermique de calibre 30 et appliquez un adhésif plastique flexible sur la tige. Ensuite, insérez lentement l’aiguille dans la pipette aussi loin que possible.

Ajoutez plus d’adhésif pour créer une étanchéité à la jonction entre la pipette et l’aiguille. Avec la pointe de la pipette vers le haut, laissez sécher l’ensemble pendant environ 12 heures. Après avoir anesthésié et mis le rat dans un cadre stéréotaxique, appliquez une pommade ophtalmique, rasez-lui la tête.

Après avoir appliqué un anesthésique local et confirmé un plan chirurgical d’anesthésie, procédez à l’incision du cuir chevelu le long de la médiane à l’aide d’une lame de scalpel numéro 10. Cela exposera les sutures coronales et sagittales. Ensuite, à l’aide d’une spatule chirurgicale, identifiez les références anatomiques lambda et bregma.

Ajustez la position de la tête de sorte que ces points de repère soient de niveau dans le même plan horizontal. Ensuite, mettez à zéro un pointeur fin et rigide comme un tube de verre sur le bregma. Ensuite, ajustez la position du tube à un endroit d’intérêt à l’aide des coordonnées du bregma.

Utilisez un Sharpie pour dessiner un carré autour de la zone cible pour la craniotomie. Maintenant, avec la perceuse stérilisée chirurgicale, retirez lentement l’os le long des marques. Commencez par utiliser le moins de pression possible et maintenez la perceuse en mouvement pour éviter les dommages aux tissus induits par la tête dus à la friction.

Lorsque l’os est devenu mince, retirez soigneusement la section carrée à l’aide d’une pince à épiler. La dure-mère n’a pas besoin d’être retirée car la tige d’injection la pénétrera. À l’avenir, gardez le cortex exposé irrigué avec du liquide céphalo-rachidien. Préparez l’injectrode en remplissant d’abord une seringue de 5 à 10 microlitres d’huile minérale. Ensuite, préparez le médicament d’intérêt avec un colorant dans une solution saline physiologique. Ici, 0,5 % de Chicago Sky Blue est mélangé à 300 micromolaires de GABA.

Maintenant, remplissez la pipette d’injection en chargeant d’abord une seringue de 1 millilitre avec la solution préparée, puis en utilisant la seringue pour charger la pipette. Lorsque vous retirez la seringue, maintenez une légère pression sur le piston, afin qu’un vide n’élimine pas la solution de l’injecteur. Vérifiez qu’il n’y a pas de liquide qui s’échappe aux points de fuite possibles. Tamponnez tout excès de liquide et vérifiez à nouveau s’il n’y a pas de fuite.

Fixez maintenant la micro-seringue avec de l’huile minérale à l’injecteur. Essuyez ensuite tout excès de solution avec de la gaze. Vérifiez l’embout d’injection. Il doit être possible de faire couler de petites gouttes de solution à travers celui-ci. Dans le cas contraire, il est bloqué ou fuit. Maintenant, montez solidement l’injectrode sur un système de micro-pompe. Ensuite, déplacez la position de l’injectrode vers les coordonnées cibles, et abaissez l’électrode jusqu’au colliculus supérieur, qui peut être identifié par l’enregistrement des potentiels évoqués visuels.

Pendant que l’électrode est abaissée, appliquez une petite pression positive en appliquant un faible taux d’injection pour éviter le colmatage. Interrompre l’injection lorsque la structure est atteinte. Après avoir inséré l’injectrode, couvrez le cortex exposé avec de la gélose chaude pour éviter la dessiccation.

Après la mise en place finale de l’électrode, attendez 30 minutes pour permettre la stabilisation du tissu entourant l’électrode. Injectez ensuite 400 à 800 nanolitres de solution à raison de 40 nanolitres par minute, jusqu’à inactivation de l’activité neuronale dans le colliculus supérieur. L’électrode doit montrer une réduction des pointes lors de l’injection de la solution inhibitrice.