Administration intrathécale d’un composé d’essai dans le système nerveux central du rat

Commencez avec un rat anesthésié avec une canule guide implantée dans le canal rachidien lombaire.

Insérez un ensemble cathéter-fil à travers la canule de guidage à un angle dans l’espace intrathécal, où circule le liquide céphalo-rachidien ou LCR.

Retirez la canule de guidage et avancez lentement le cathéter plus profondément.

Ensuite, retirez entièrement le fil et connectez le cathéter à un système de livraison.

Injectez une solution saline stérile dans le canal rachidien, en assurant un passage dégagé.

Administrer lentement une solution de préparation d’essai dans le LCR, suivie d’un rinçage avec une solution saline stérile.

Détachez le système de distribution, coupez le cathéter et thermoscellez son extrémité.

Suturez le cathéter thermoscellé sur le tissu conjonctif, puis fermez la peau sur le cathéter. Nettoyez le site et laissez le rat se rétablir.

Le composé testé se propage à travers le LCR jusqu’à la moelle épinière et le cerveau, qui comprennent le système nerveux central ou SNC.

Au sein du SNC, il pénètre dans les neurones et offre un potentiel thérapeutique.

Pour la mise en place du cathéter et l’injection du composé, identifiez les deux fosses naturelles entre les muscles au-dessus du bassin rasé. Et avec une main tenant les fosses, utilisez l’autre main pour appuyer doucement et sentir la colonne vertébrale de la direction caudale à rostrale pour localiser la première indentation majeure entre les vertèbres. Après avoir identifié l’espace intervertébral entre les vertèbres S1 et L6, déplacez-vous légèrement vers le rostral pour identifier l’espace intervertébral entre les vertèbres L5 et L6.

Utilisez un scalpel pour faire une incision ne dépassant pas 2 centimètres de long dans la peau et la capsule musculaire à cet endroit, le long de la ligne médiane de la direction rostrale à la direction caudale, de sorte que le site d’injection soit au centre de l’incision. Utilisez des ciseaux de dissection pour disséquer le tissu conjonctif jusqu’à ce que la couche musculaire puisse être visualisée. Faites une incision de 1 centimètre dans la capsule musculaire, immédiatement latéralement à l’apophyse vertébrale dorsale de la vertèbre lombaire L6.

Positionnez l’aiguille de la canule guide près de la face antérieure de la sixième vertèbre lombaire et poussez l’ensemble dans l’espace intervertébral le long de la face antérieure de la sixième vertèbre, de sorte que l’extrémité de l’aiguille pénètre dans le canal rachidien.

Utilisez une pince émoussée pour localiser les apophyses vertébrales dorsales de la vertèbre lombaire L6. Poussez ensuite l’aiguille le long de la face antérieure de la sixième vertèbre dans l’espace intervertébral.

Poussez la canule de guidage en place le long de l’aiguille. Retirez l’aiguille et insérez l’ensemble de fils du cathéter dans la canule de guidage. En inclinant le cathéter à un angle d’environ 45 degrés par rapport au canal rachidien, forcez l’extrémité du cathéter à environ 0,3 centimètre dans le canal.

Retirez le fil du stylet à environ 2,5 centimètres de l’extrémité intrathécale du cathéter et avancez le cathéter dans le canal rachidien jusqu’à ce que le marquage de 2 centimètres sur le cathéter soit juste visible sous le muscle. Lorsque le cathéter est en place, retirez la canule de guidage pour laisser le cathéter et le fil du stylet en place.

Avancez le cathéter dans le canal rachidien jusqu’à ce que la marque de 2 centimètres se trouve à l’entrée du canal, et retirez complètement le fil du stylet. On peut visualiser du liquide céphalo-rachidien entrant dans le cathéter implanté. Connectez ensuite l’ensemble du cathéter de distribution à l’extrémité distale du cathéter implanté via l’extrémité de l’aiguille de calibre 30.

Ensuite, chargez 60 microlitres de solution saline stérile dans une seringue de 100 microlitres et chargez un bolus de 30 microlitres du composé testé dans une deuxième seringue. Connectez la seringue de solution saline à l’extrémité de l’adaptateur de tubulure de l’ensemble du cathéter d’administration et rincez 20 microlitres de solution saline stérile dans l’espace intrathécal.

Lorsque toute la solution saline a été rincée, remplacez la seringue de solution saline par la seringue chargée d’un bolus et injectez 30 microlitres du composé d’essai dans l’espace intrathécal sur une période de 30 secondes. Lorsque tout le bolus a été administré, remplacez la seringue chargée par une autre seringue chargée de solution saline et rincez le cathéter avec 40 microlitres supplémentaires de solution saline.

Lorsque le deuxième volume de solution saline a été administré, détachez l’ensemble du cathéter d’administration du cathéter implanté et utilisez une paire de pinces à dissection très chaudes, stérilisées aux billes, pour fixer le tube afin de couper et de sceller thermiquement le cathéter implanté de manière aseptique. Utilisez des sutures monofilaments résorbables pour fixer le cathéter thermoscellé au tissu conjonctif, puis utilisez des sutures non résorbables pour fermer la peau. Ensuite, utilisez de la gaze et du sérum physiologique pour laver le sang de la peau et placez le rat dans un incubateur chauffé avec surveillance jusqu’à ce qu’il décubic complètement.