$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Commencez avec des fibres musculaires murines fixées chimiquement et perméabilisées placées dans les puits d’une plaque multipuits.
Incuber dans une solution bloquante pour minimiser la liaison d’anticorps non spécifiques.
Ajouter des anticorps primaires ciblant une protéine présynaptique exprimée à la jonction neuromusculaire ou JNM.
Laver avec un tampon pour éliminer les anticorps non liés.
Incubez avec des anticorps secondaires conjugués aux fluorophores ciblant les anticorps primaires, et une neurotoxine conjuguée aux fluorophores qui se lie aux récepteurs postsynaptiques de l’acétylcholine.
Laver avec un tampon pour éliminer les réactifs non liés.
Placez les fibres sur une glissière avec un support de montage, positionnez une lamelle et fixez-la à l’aide d’aimants cylindriques pour aplatir les fibres.
Commencez l’imagerie à l’aide d’un microscope confocal-STED.
Lors de l’éclairage laser, les protéines marquées deviennent fluorescentes.
La microscopie confocale ne parvient pas à résoudre les structures NMJ plus fines avec clarté en raison de sa résolution limitée et de sa propagation de fluorescence.
En revanche, la microscopie STED utilise un laser à déplétion pour supprimer la propagation de la fluorescence, ce qui permet une visualisation claire de la NMJ.
Après l’euthanasie, commencez à taquiner les muscles antérieurs du tibial en petits faisceaux de fibres d’environ 1 millimètre de large à l’aide de deux fines pinces dentelées. Transférez ensuite ces faisceaux musculaires dans une plaque à 24 puits contenant 1 % de Triton X-100 préparé dans du PBS, et laissez-le agiter doucement pendant une heure à température ambiante, ou cinq heures à 4 degrés Celsius.
Après avoir lavé les échantillons trois fois pendant 5 minutes avec du PBS à température ambiante, incubez les échantillons avec une solution bloquante composée de 4 % de BSA préparée dans du PBS avec 1 % de Triton X-100 pendant quatre heures à 4 degrés Celsius sous une légère agitation. Ensuite, incubez les échantillons pendant la nuit avec la même solution bloquante contenant des anticorps monoclonaux primaires contre le neurofilament M ou la glycoprotéine 2 de la vésicule synaptique pour marquer les terminaisons axonales présynaptiques ou les zones actives, respectivement.
Le lendemain, lavez les faisceaux musculaires marqués trois fois pendant 5 minutes avec du PBS sous une légère agitation. Ensuite, incubez-les avec des anticorps secondaires appropriés en les plaçant sur un agitateur pendant deux heures à température ambiante. Après avoir lavé à nouveau les faisceaux musculaires, placez-les sur une diapositive avec un support de montage. Placez ensuite une lamelle en verre de qualité 1,5 sur le dessus, suivie d’aimants cylindriques des deux côtés de la lame pour appliquer une pression et aplatir les muscles.
Pour acquérir des images à l’aide du microscope confocal, lancez le logiciel du microscope et choisissez Machine comme mode de configuration, et collectez des piles d’images des jonctions neuromusculaires dans chaque groupe expérimental selon les paramètres mentionnés dans le manuscrit de texte. À la fin de la session, cliquez sur Ouvrir dans 3D Viewer et choisissez une jonction neuromusculaire représentative d’un groupe expérimental pour visualiser le marquage 3D.