Guidée par IRM rupture de la barrière hémato-encéphalique en utilisant transcrânienne d'ultrasons focalisés dans un modèle de rat

L'objectif général de cette procédure est de perturber localement la barrière hémato-encéphalique, permettant ainsi le passage de molécules dans le tissu, molécules normalement confinées à la vascularisation cérébrale. Cette étape est réalisée en préparant tout d'abord l'animal et en le plaçant en position dorsale sur un bain d'eau au-dessus d'un transducteur ultrasonore focalisé, lui-même intégré à un système de positionnement triaxial. La deuxième étape de la procédure consiste à acquérir des images IRM afin de fournir des informations de ciblage au système de positionnement.

La troisième étape de la procédure consiste à préparer et injecter la solution de microbulles. La dernière étape de la procédure consiste à régler les paramètres de l'échographie et à appliquer l'ultrason. En définitive, des résultats peuvent être obtenus, montrant la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique aux emplacements soumis à la sonication, grâce à une IRM pondérée en T1 avec produit de contraste.

Les implications de cette technique s'étendent à la thérapie des troubles cérébraux et du système nerveux central, car cette perturbation locale et répétée de la barrière hémato-encéphalique permet d'étudier des interventions pharmacologiques pour des affections qui, auparavant, avaient une faible réponse au traitement médicamenteux. En général, les personnes novices dans cette méthode éprouveront des difficultés, car la manipulation et l'injection des bulles exigent de la patience et de la précaution afin d'éviter de rompre les bulles avant qu'elles n'atteignent la cible. La préparation de l'animal sera illustrée par une démonstration pratique.

Un technicien de notre laboratoire sélectionne un transducteur ultrasonore étalonné approprié. Ensuite, place un bain d'eau désaérée et déionisée sur le plateau d'un appareil d'IRM de 1,5 Tesla ou de 3 Tesla, puis monte le transducteur ultrasonore dans le réservoir sur un système ou une plateforme de positionnement triaxial compatible IRM, orienté vers la surface de l'eau. Le bain d'eau doit être muni d'une plaque supérieure permettant de maintenir les animaux après anesthésie au gaz isoflurane, et le pelage de la tête et du cou doit être rasé.

Ensuite, retirez le pelage restant à l’aide d’une crème dépilatoire. Insérez un cathéter de calibre 22 muni d’un robinet en T dans la veine de la queue et rincez avec un mélange de sérum salin hépariné pour prévenir la formation de caillots dans le cathéter. Administrez les anesthésiques injectables par injection intramusculaire et retirez l’animal de l’isoflurane.

10 minutes avant le début de l'expérience, appliquer une petite quantité de gel à ultrasons sur le dessus de la tête de l'animal afin de minimiser le risque de bulles d'air piégées. Ensuite, placer l'animal anesthésié en position dorsale sur le système de positionnement pour ultrasons, la tête vers le haut, en assurant le contact avec le bain d'eau par un orifice dans la plaque supérieure.

La tête peut être maintenue en place à l’aide d’un embout buccal, si disponible, ou d’un ruban adhésif fixé fermement sous le menton. Ensuite, fixez les pattes au système de positionnement à l’aide de ruban adhésif. Recouvrez l’animal d’une serviette ou d’une couverture pour le maintenir au chaud.

Au cours de l'expérience, acquérez des images pondérées en T2 et en T1 axiales de base du cerveau en utilisant les paramètres de balayage appropriés. Sélectionnez la cible à partir des coupes pondérées en T2, en évitant les ventricules et la ligne médiane du cerveau, et en choisissant une profondeur au niveau du mésencéphale.

Déplacez le foyer du transducteur vers l'emplacement cible. Activez les microbulles définitives conformément au protocole du fabricant, puis aspirez lentement un petit volume dans une seringue d'un millilitre. À l'aide d'une aiguille de calibre 18, éliminez l'air piégé dans la seringue en déplaçant doucement le piston vers l'avant et vers l'arrière, plutôt qu'en tapotant la seringue.

Étant donné que cela peut rompre les microbulles, diluez les microbulles dans du sérum physiologique selon un rapport de 10 à 1 (sérum par rapport aux microbulles) en injectant lentement le volume requis de microbulles dans une seringue contenant du sérum. Retournez doucement la seringue afin de mélanger complètement les microbulles et le sérum jusqu'à l'obtention d'un aspect homogène. Calculez le volume de dose requis selon 0,02 millilitre par kilogramme de microbulles, soit 0,2 millilitre par kilogramme de solution.

À une dilution de 10 pour un. Régler les paramètres de sonication en utilisant des impulsions à faible cycle de travail plutôt qu'une sonication en onde continue. Vérifier que la tête de l'animal est toujours couplée à l'eau.

Commencez la sonication tout en injectant simultanément les microbulles lentement dans le cathéter de la veine caudale. Ensuite, rincez avec 0,5 millilitre de sérum physiologique après la sonication. Injectez un agent de contraste pour IRM par le biais du cathéter de la veine caudale, suivi d'un rinçage avec 0,5 millilitre de sérum physiologique.

Réalisez une imagerie pondérée en T1 jusqu'à ce que le pic de contraste soit passé. Sonication. Les sites ayant été correctement disruptés présenteront un rehaussement plus important que les tissus environnants. Réalisez une imagerie pondérée en T2 pour vérifier la présence d'un signal élevé aux sites de sonication, ce qui indique un œdème dans ce cas.

Des images typiques pondérées en T1 avant et après FUST avec contraste sont montrées ici. Une image pondérée en T1 avec contraste met en évidence des ouvertures focales distinctes. Quatre emplacements soniqués sont présentés, les emplacements 1 et 2 montrant une amélioration du contraste particulièrement intense.

Les emplacements un et deux montrent également une forte intensité du signal en imagerie pondérée en T2 après FUS, indiquant un œdème. L'étendue de l'œdème pondéré en T2 peut parfois être plus facilement visualisée sur les coupes sagittales ici, coupes sagittales pondérées en CET1 et en T2 à travers la sunation. Les emplacements un et trois sont montrés après FUS : l'œdème est visible à l'emplacement un, mais pas à l'emplacement trois.

L'analyse spectrale des données d'émissions acoustiques capturées peut révéler des émissions harmoniques, sous-harmoniques ou ultra-harmoniques lorsque la cavitation est stable. Les données enregistrées pendant une impulsion unique de 10 millisecondes à 551,5 kilohertz montrent la fréquence fondamentale ainsi que les harmoniques, les sous-harmoniques et les ultra-harmoniques. L'utilisation de fréquences de sonication plus élevées entraîne des ouvertures plus localisées en raison de la taille plus petite du foyer, comme illustré ici.

Des fréquences plus élevées peuvent être utilisées pour créer des zones d'ouverture plus petites, ce qui permet d'étudier le mésencéphale avec moins d'effets proches du crâne. Lors de la réalisation de cette procédure, il est essentiel de garder à l'esprit que la manipulation minutieuse des microbulles est cruciale pour obtenir de bons résultats. Une fois cette technique perfectionnée, les chercheurs peuvent commencer à répondre à d'autres questions, telles que : quelle est l'efficacité de l'administration d'un agent thérapeutique vers une cible spécifique dans le cerveau ?