Name: Guidée par IRM rupture de la barrière hémato-encéphalique en utilisant transcrânienne dultrasons focalisés dans un modèle de rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-03-13T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Découvrez la rupture guidée par IRM de la barrière hémato-encéphalique par ultrasons focalisés transcrâniens assistés de microbulles chez le rat. Cette méthode permet une livraison ciblée de médicaments dans le cerveau.

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Les auteurs tiennent à remercier Shawna Rideout-Gros et Garces Alexandra pour leur aide avec le soin des animaux, et Ping Wu, pour son aide technique. Prise en charge de ce travail a été fourni par le National Institutes of Health sous la concession no. EB003268, et le Canada des chaires de recherche du programme.

1. L&#39;échographie et l&#39;IRM de configuration Une IRM-compatible à trois axes du système d&#39;ultrasons focalisés a été utilisée dans cette étude (FUS Instruments, Inc, Toronto, Ontario, Canada). Deux transducteurs à ultrasons différents ont été utilisés: un dans la maison construite 551,5 kHz sphérique centrée transducteur (rayon de courbure = 60 mm, diamètre extérieur = 75 mm, diamètre intérieur = 20 mm), et une MHz 1,503, 8-secteur de tableau avec intégré PZT hydrophone (Imasonic Inc, Voray-sur-L&#39;Orgnon, France), entraîné comme un élément sphérique seul transducteur focalisé (FN = 0,8, ouverture = 10 cm). Une IRM-compatible PVDF récepteur 8 a été utilisé pour enregistrer les émissions acoustiques lorsque le transducteur 551,5 kHz a été utilisé. Si l&#39;équipement est utilisé, il est suggéré de: <ol><li> Sélectionnez une manière appropriée, calibrée transducteur à ultrasons avec une fréquence centrale de la fourchette de 0,25 MHz -1,5 et un nombre f (rayon de courbure / ouverture) de 1 ou moins. </li><li> Placez un bain d&#39;eau filled tiède, dégazé, de l&#39;eau déminéralisée sur le lit d&#39;un T 1,5 ou 3 T IRM. Le bain d&#39;eau doit avoir une plaque supérieure, qui peut contenir les animaux. Monter la sonde d&#39;échographie dans le réservoir sur une scène IRM positionnement compatible à trois axes ou d&#39;un système 9, face à la surface de l&#39;eau. </li><li> Exécutez le câble du transducteur à l&#39;équipement de conduite ultrasons à travers un panneau de pénétration. </li><li> Générer le signal de commande du transducteur en utilisant un générateur de fonctions et amplificateur de puissance. Utilisation d&#39;un circuit externe appariement à minimiser la puissance électrique réfléchi. </li><li> Connaissant la longueur focale du transducteur, placer l&#39;accent transducteur à la surface de l&#39;eau et sonifier la surface de l&#39;eau pour générer une fontaine d&#39;eau visible. Étapes 1.6 et 1.7 décrivent comment enregistrer le focus à l&#39;aide de la fontaine d&#39;eau généré. Une méthode plus précise pour localiser le foyer, ce qui implique une sonication absorbant la chaleur de gel et de l&#39;imagerie de l&#39;élévation de température résultant à la mise au point avec l&#39;IRM, peut être trouvé dans 9 &lt;/ Sup&gt;. </li><li> Marquez l&#39;emplacement du foyer à l&#39;aide d&#39;un marqueur qui sera visible sur les images IRM. Cela peut être fait en utilisant une plaque avec un trou au centre qui permettra de combler avec de l&#39;eau lorsqu&#39;il est placé sur la mise au point. Le trou rempli d&#39;eau sera visible sur l&#39;IRM et fournir des coordonnées dans deux plans focaux, tandis que le coordonnée dans la direction axiale du transducteur peut être déterminée à partir de la surface de l&#39;eau. </li><li> Grâce à une séquence alignement 3-plan, l&#39;image du marqueur mise au point et enregistrer l&#39;emplacement de l&#39;accent mis dans le système de coordonnées IRM. </li><li> Pour surveiller les émissions acoustiques, monter un 8 hydrophone compatible IRM qui est utilisé comme un détecteur de cavitation passive (PCD) dans le bain d&#39;eau dirigé au foyer du transducteur, ou utiliser un transducteur avec hydrophone intégré. </li><li> Faites passer les câbles de la CPD pour une carte de la portée qui est suffisamment rapide pour capturer les éclats de jusqu&#39;à 10 ms à PRF jusqu&#39;à 2 Hz (par exemple ATS460, AlazarTech, Pointe-Claire, Québec, Canada). Les câbles doivent être mis à la pénétrationtration panneau ou blindage RF pour minimiser le bruit. </li></ol> 2. Préparation des animaux <ol><li> Anesthésier les animaux au moyen de gaz isofluorane. Depuis isofluorane a un effet sur ​​rupture de la BHE 10, les animaux devraient être retirés des gaz 10 minutes avant le début de l&#39;expérience. Pommade oculaire lubrifiant Lieu de chaque oeil au début de l&#39;anesthésie pour protéger la cornée de la dessiccation ou de blessure. </li><li> Utiliser un rasoir électrique raser la fourrure du haut de la tête de l&#39;animal et le cou, puis retirez la fourrure restant en utilisant une crème dépilatoire (par exemple Nair, Church &amp; Dwight Co., Princeton, NJ, Etats-Unis) et rincer le cuir chevelu avec un savon doux et de l&#39;eau. </li><li> Préparer la queue avec un gommage bétadine suivi par un lavage Bridine. Effectuer une wipedown final à l&#39;alcool afin de visualiser la veine de la queue. </li><li> Insérer un cathéter de calibre 22 avec robinet 3 voies dans la veine de la queue et rincer avec un mélange de saline / héparine (33 U / ml) pour éviter la formation de caillotsdans le cathéter. </li><li> Livrer anesthésiques injectables (40-50 mg de kétamine / kg, 10 mg / kg de xylazine) par injection intramusculaire, et enlever l&#39;animal de l&#39;isofluorane. </li><li> Placez le dos animal anesthésié sur le système de positionnement par ultrasons avec le haut de la tête de contact du bain-marie à travers un trou dans la plaque supérieure (Fig.1). Une petite quantité de gel à ultrasons peut être appliquée à la partie supérieure de la tête de l&#39;animal afin de minimiser le risque de bulles d&#39;air piégées. </li><li> Collez les jambes pour le système de positionnement. La tête peut être maintenue en place en utilisant soit un bar morsure, si disponible, ou un ruban placé fermement sur le menton. </li><li> Couvrir l&#39;animal avec une serviette et faire circuler l&#39;eau dans une couverture afin de le garder au chaud. </li></ol> 3. Target Selection <ol><li> Acquérir de référence axiale T 2-pondérées et T 1-pondérées des images IRM du cerveau. Si vous utilisez un 1,5 T dédié d&#39;IRM et de taille d&#39;une tête bobine de surface RF-recevoir, adaptée scun des paramètres pourrait être: Pondérée T 2: FSE, TE = 60 ms, TR = 2000 ms Pondérée T 1: FSE, TE = 10 ms, TR = 500 ms </li><li> Sélectionnez la cible de la T 2-pondérées des analyses, en évitant les ventricules et la ligne médiane du cerveau, et en sélectionnant une profondeur mi-cerveau. </li><li> Déplacer le focus transducteur à l&#39;emplacement cible. </li></ol> 4. Préparation des microbulles Microbulles Definity (Lantheus Medical Imaging, MA, Etats-Unis) sont utilisés par plusieurs groupes pour le FUS médiation microbulles induites BBBD 2,5,7. Les doses appropriées pour d&#39;autres types de microbulles peuvent être trouvés dans la littérature 11,12. <ol><li> Activer les microbulles Definity et lentement élaborer un petit volume dans une seringue de 1 ml à l&#39;aide d&#39;une aiguille de calibre 18. </li><li> Retirer l&#39;air emprisonné dans la seringue en faisant bouger le piston d&#39;avant en arrière. Ne touchez pas la seringue comme cela peut casser les bulles. </li><li> Diluer le Definity dans des conditions normales<html> une solution saline dans un rapport de 10:1 à une solution saline Definty par injection lentement le volume requis de Definity dans une seringue d&#39;une solution saline. Si une prestation de perfusion est utilisé, l&#39;Definity peut être diluée, à 50:1 ou 100:1. </li><li> Inverser doucement la seringue pour bien mélanger le Definity et une solution saline jusqu&#39;à un aspect encore est atteint. Inversion douce de la seringue immédiatement avant l&#39;injection peut également être nécessaire si les bulles ont commencé à flotter hors de la suspension. </li><li> Calculer le volume de la dose requise en fonction de 0,02 mL / kg de Definity, soit 0,2 mL / kg de la solution (à 10:1 de dilution). </li></ol> 5. Livraison ultrasons <ol><li> Définissez les paramètres de sonication, en utilisant de faibles éclats de cycles d&#39;usage, et non sonications ondes continues. Paramètres de sonication appropriées à 0,5 MHz sont MPa 0,23 en pression in situ, 10 coups ms à 1 Hz PRF, 2 min. temps de sonication totale. A 1,5 MHz appropriée des pressions in situ tomber autour de 0,45 à 0,5 MPa. </li></ol>_content &quot;&gt; pressions appropriées à différentes fréquences peut être estimée à l&#39;aide d&#39;un index mécanique de 0,46 13. <ol start="2"><li> Vérifiez que la tête de l&#39;animal est toujours couplé à l&#39;eau. </li><li> Injecter des microbulles lentement dans le cathéter dans la veine caudale et rincer avec 0,5 ml solution saline normale. Commencer la sonication simultanément avec le début de l&#39;injection. </li></ol> 6. Évaluation IRM des résultats du traitement <ol><li> Après la sonication, injecter un agent de contraste IRM (par exemple 0,2 ml / kg Omniscan, GE Healthcare) par l&#39;intermédiaire du cathéter dans la veine caudale suivie d&#39;un rinçage de 0,5 ml solution saline. </li><li> Effectuer pondération T 1 jusqu&#39;à ce que la crête d&#39;imagerie de contraste s&#39;est écoulé. Les sites sonication qui ont été avec succès perturbé montrera une meilleure valorisation que le tissu environnant. </li><li> Effectuer T 2-imagerie pondérée pour vérifier l&#39;œdème. Signal de haute sur les sites de sonication est indicative de l&#39;œdème. </li></ol> 7. ReprésentantRésultats Agents de contraste IRM peut être livré avec succès à travers la BHE en utilisant des ultrasons focalisés et la diffusion des microbulles. La figure 2 montre pré et post-classique FUS T 1-w images. Figure 2B montre un contraste amélioré (CE) T 1-w image avec distinctes ouvertures focaux dans quatre endroits soniqués. Endroits sonication 1 et 2 montrent un rehaussement particulièrement lumineux. En Fig.3 emplacements 1 et 2 peuvent également être vu de correspondre avec T 2-w signal élevé, indiquant un œdème. La mesure de T 2-w oedème peut parfois être plus facilement visualisés sur des tranches sagittales. La figure 4 montre CE-T 1-T 2 w et-w coupes sagittales par endroits sonication 1 et 3. L&#39;œdème est visible à l&#39;emplacement 1, mais pas l&#39;emplacement 3. L&#39;analyse spectrale des données capturées émissions acoustiques (Fig.5) peut montrer des émissions harmoniques et / ou sous / ultra émissions d&#39;harmoniques lorsque cavitation stable se produit. HarmonICS peuvent aussi survenir à partir de tissus non-linéarités, tandis que les émissions sous et ultraharmonic ne peut se produire comme un résultat de 14 l&#39;activité bulle. A des pressions plus élevées des émissions à large bande indiquant la cavitation inertielle peuvent également être détectées. Cependant ceux-ci ont été associés à de plus grandes quantités de rouge extravasations de globules et microlésions que sonications sans cavitation inertielle 11. L&#39;utilisation de fréquences sonication des résultats plus élevés dans les ouvertures plus localisées dues à la taille plus petite tache focale. La figure 6 montre que les fréquences plus élevées peuvent être utilisées pour créer de plus petites régions de l&#39;ouverture. Cela permet étude des effets à mi-cerveau avec moins de quasi-crâne effets. <img alt="Figure 1." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig1.jpg" /> Figure 1. Configuration expérimentale. <spune classe = &quot;pdflinebreak&quot;&gt; <img alt="Figure 2." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig2.jpg" /> Figure 2. Pré (à gauche) et après traitement (droite) T 1-w images d&#39;un cerveau de rat montrant l&#39;amélioration à quatre endroits sonication. <img alt="Figure 3." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig3.jpg" /> Figure 3. Pré (à gauche) et après traitement (droite) T 2-w images d&#39;un cerveau de rat (même animal que Fig.2) montrant T 2-w oedème à des endroits sonication 1 et 2. <img alt="Figure 4." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig4.jpg" /> Figure 4. Post-traitement sagittale T 1-w (à gauche) et T 2-w (à droite) des images du cerveau de rat même que les figures. 2 et 3. L&#39;ouverture à l&#39;emplacement 1 (à gauche) est en corrélation avec T 2-w oedème (à droite). Localisation La figure 3 montre un œdème ouverture (à gauche), mais pas T 2-w. </p&gt; <img alt="Figure 5." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig5.jpg" /> Figure 5. Du spectre des fréquences à partir des données saisies au cours d&#39;une salve unique de 10 ms à 551,5 kHz. La fréquence fondamentale (f 0) ainsi que les harmoniques (2 f 0) et sous ou ultraharmonics (0,5 f 0, f 0 1,5) sont visibles. <img alt="Figure 6." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig6.jpg" /> Figure 6. Post-traitement CE-T 1-w axiale (à gauche) et sagittale (à droite) des images à partir d&#39;un cerveau de rat soniquée dans quatre endroits au 1,503 MHz. Ouvertures BBB à cette fréquence sont considérés comme plus localisée.

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K. et R. Hynynen Chopra sont co-fondateurs de FUS Instruments, Inc R. Chopra, A. et K. Waspe Hynynen sont actionnaires dans des instruments du FUS, Inc K. Hynynen reçoit le soutien de la recherche à partir FUS instruments, Inc

Préparation des animaux et de microbulles sont les aspects les plus critiques de cette procédure. Les cheveux sur la tête de l&#39;animal doivent être complètement enlevées pour éviter d&#39;atténuer le faisceau d&#39;ultrasons. Le BBB peut être perturbé sous anesthésie isofluorane, cependant, il devient plus difficile de réaliser une ouverture constante. Les microbulles doit toujours être manipulé avec soin et de petit calibre, les aiguilles de grand diamètre doivent être utilisés lors de l...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> Small Animal Système à ultrasons focalisés </td><td> FUS Instruments, Inc </td><td> RK-100 </td></tr><tr><td> Definity </td><td> Lantheus Medical Imaging </td><td></td></tr><tr><td> Omniscan </td><td> GE Healthcare </td><td></td></tr></tbody></table>

guidée par irm rupture de la barrière hémato-encéphalique en utilisant transcrânienne d&#39;ultrasons focalisés dans un modèle de rat

MRI-guided Disruption of the Blood-brain Barrier using Transcranial Focused Ultrasound in a Rat Model

Ultrasons focalisés (FUS) la perturbation de la barrière hémato-encéphalique (BHE) est une technique de plus en plus d&#39;une enquête pour contourner le 1-5 BBB. La BHE est un obstacle important à des traitements pharmaceutiques de troubles du cerveau car elle limite le passage des molécules de la vascularisation dans le tissu cérébral de molécules inférieur à environ 500 Da en taille 6. FUS induit des perturbations BBB (BBBD) est temporaire et réversible 4 et a un avantage sur des moyens chimiques d&#39;induire BBBD en étant très localisée. FUS induit BBBD fournit un moyen pour étudier les effets d&#39;une large gamme d&#39;agents thérapeutiques sur le cerveau, ce qui ne serait autrement pas livrable pour le tissu à une concentration suffisante. Bien qu&#39;un large éventail de paramètres échographiques ont fait leurs preuves à perturber le BBB 2,5,7, il ya plusieurs étapes critiques dans la procédure expérimentale afin de perturber le succès avec un ciblage précis. Ce protocolecontours ol comment parvenir à l&#39;IRM-guidées FUS induites BBBD dans un modèle de rat, avec un accent sur la préparation des animaux critique et les étapes de manipulation de microbulles de l&#39;expérience.

Microbulles médiée par la perturbation des ultrasons focalisés de la barrière hémato-encéphalique (BHE) est une technique prometteuse pour les non-invasive administration ciblée de médicaments dans le cerveau<sup&gt; 1-3</sup&gt;. Ce protocole décrit la procédure expérimentale pour guidée par IRM BBB perturbations transcrânienne dans un modèle de rat.

Guidée par IRM rupture de la barrière hémato-encéphalique en utilisant transcrânienne d&#39;ultrasons focalisés dans un modèle de rat

La rupture de la barrière hémato-encéphalique (BHE) par ultrasons focalisés (FUS) est une technique faisant l'objet de recherches croissantes pour contourner la BHE1-5. La BHE est une ...

L'objectif général de cette procédure est de perturber localement la barrière hémato-encéphalique, permettant ainsi le passage de molécules dans le tissu, molécules normalement confinées à la vascularisation cérébrale. Cette étape est réalisée en préparant tout d'abord l'animal et en le plaçant en position dorsale sur un bain d'eau au-dessus d'un transducteur ultrasonore focalisé, lui-même intégré à un système de positionnement triaxial. La deuxième étape de la procédure consiste à acquérir des images IRM afin de fournir des informations de ciblage au système de positionnement.La troisième étape de la procédure consiste à préparer et injecter la solution de microbulles. La dernière étape de la procédure consiste à régler les paramètres de l'échographie et à appliquer l'ultrason. En définitive, des résultats peuvent être obtenus, montrant la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique aux emplacements soumis à la sonication, grâce à une IRM pondérée en T1 avec produit de contraste.Les implications de cette technique s'étendent à la thérapie des troubles cérébraux et du système nerveux central, car cette perturbation locale et répétée de la barrière hémato-encéphalique permet d'étudier des interventions pharmacologiques pour des affections qui, auparavant, avaient une faible réponse au traitement médicamenteux. En général, les personnes novices dans cette méthode éprouveront des difficultés, car la manipulation et l'injection des bulles exigent de la patience et de la précaution afin d'éviter de rompre les bulles avant qu'elles n'atteignent la cible. La préparation de l'animal sera illustrée par une démonstration pratique.Un technicien de notre laboratoire sélectionne un transducteur ultrasonore étalonné approprié. Ensuite, place un bain d'eau désaérée et déionisée sur le plateau d'un appareil d'IRM de 1,5 Tesla ou de 3 Tesla, puis monte le transducteur ultrasonore dans le réservoir sur un système ou une plateforme de positionnement triaxial compatible IRM, orienté vers la surface de l'eau. Le bain d'eau doit être muni d'une plaque supérieure permettant de maintenir les animaux après anesthésie au gaz isoflurane, et le pelage de la tête et du cou doit être rasé.Ensuite, retirez le pelage restant à l’aide d’une crème dépilatoire. Insérez un cathéter de calibre 22 muni d’un robinet en T dans la veine de la queue et rincez avec un mélange de sérum salin hépariné pour prévenir la formation de caillots dans le cathéter. Administrez les anesthésiques injectables par injection intramusculaire et retirez l’animal de l’isoflurane.10 minutes avant le début de l'expérience, appliquer une petite quantité de gel à ultrasons sur le dessus de la tête de l'animal afin de minimiser le risque de bulles d'air piégées. Ensuite, placer l'animal anesthésié en position dorsale sur le système de positionnement pour ultrasons, la tête vers le haut, en assurant le contact avec le bain d'eau par un orifice dans la plaque supérieure.La tête peut être maintenue en place à l’aide d’un embout buccal, si disponible, ou d’un ruban adhésif fixé fermement sous le menton. Ensuite, fixez les pattes au système de positionnement à l’aide de ruban adhésif. Recouvrez l’animal d’une serviette ou d’une couverture pour le maintenir au chaud.Au cours de l'expérience, acquérez des images pondérées en T2 et en T1 axiales de base du cerveau en utilisant les paramètres de balayage appropriés. Sélectionnez la cible à partir des coupes pondérées en T2, en évitant les ventricules et la ligne médiane du cerveau, et en choisissant une profondeur au niveau du mésencéphale.Déplacez le foyer du transducteur vers l'emplacement cible. Activez les microbulles définitives conformément au protocole du fabricant, puis aspirez lentement un petit volume dans une seringue d'un millilitre. À l'aide d'une aiguille de calibre 18, éliminez l'air piégé dans la seringue en déplaçant doucement le piston vers l'avant et vers l'arrière, plutôt qu'en tapotant la seringue.Étant donné que cela peut rompre les microbulles, diluez les microbulles dans du sérum physiologique selon un rapport de 10 à 1 (sérum par rapport aux microbulles) en injectant lentement le volume requis de microbulles dans une seringue contenant du sérum. Retournez doucement la seringue afin de mélanger complètement les microbulles et le sérum jusqu'à l'obtention d'un aspect homogène. Calculez le volume de dose requis selon 0,02 millilitre par kilogramme de microbulles, soit 0,2 millilitre par kilogramme de solution.À une dilution de 10 pour un. Régler les paramètres de sonication en utilisant des impulsions à faible cycle de travail plutôt qu'une sonication en onde continue. Vérifier que la tête de l'animal est toujours couplée à l'eau.Commencez la sonication tout en injectant simultanément les microbulles lentement dans le cathéter de la veine caudale. Ensuite, rincez avec 0,5 millilitre de sérum physiologique après la sonication. Injectez un agent de contraste pour IRM par le biais du cathéter de la veine caudale, suivi d'un rinçage avec 0,5 millilitre de sérum physiologique.Réalisez une imagerie pondérée en T1 jusqu'à ce que le pic de contraste soit passé. Sonication. Les sites ayant été correctement disruptés présenteront un rehaussement plus important que les tissus environnants. Réalisez une imagerie pondérée en T2 pour vérifier la présence d'un signal élevé aux sites de sonication, ce qui indique un œdème dans ce cas.Des images typiques pondérées en T1 avant et après FUST avec contraste sont montrées ici. Une image pondérée en T1 avec contraste met en évidence des ouvertures focales distinctes. Quatre emplacements soniqués sont présentés, les emplacements 1 et 2 montrant une amélioration du contraste particulièrement intense.Les emplacements un et deux montrent également une forte intensité du signal en imagerie pondérée en T2 après FUS, indiquant un œdème. L'étendue de l'œdème pondéré en T2 peut parfois être plus facilement visualisée sur les coupes sagittales ici, coupes sagittales pondérées en CET1 et en T2 à travers la sunation. Les emplacements un et trois sont montrés après FUS : l'œdème est visible à l'emplacement un, mais pas à l'emplacement trois.L'analyse spectrale des données d'émissions acoustiques capturées peut révéler des émissions harmoniques, sous-harmoniques ou ultra-harmoniques lorsque la cavitation est stable. Les données enregistrées pendant une impulsion unique de 10 millisecondes à 551,5 kilohertz montrent la fréquence fondamentale ainsi que les harmoniques, les sous-harmoniques et les ultra-harmoniques. L'utilisation de fréquences de sonication plus élevées entraîne des ouvertures plus localisées en raison de la taille plus petite du foyer, comme illustré ici.Des fréquences plus élevées peuvent être utilisées pour créer des zones d'ouverture plus petites, ce qui permet d'étudier le mésencéphale avec moins d'effets proches du crâne. Lors de la réalisation de cette procédure, il est essentiel de garder à l'esprit que la manipulation minutieuse des microbulles est cruciale pour obtenir de bons résultats. Une fois cette technique perfectionnée, les chercheurs peuvent commencer à répondre à d'autres questions, telles que : quelle est l'efficacité de l'administration d'un agent thérapeutique vers une cible spécifique dans le cerveau ?

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Guidée par IRM rupture de la barrière hémato-encéphalique en utilisant transcrânienne dultrasons focalisés dans un modèle de rat (Vidéo) | JoVE Journal

Guidée par IRM rupture de la barrière hémato-encéphalique en utilisant transcrânienne d'ultrasons focalisés dans un modèle de rat

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