Name: Hybridation In situ Des glandes salivaires, des ovaires et des embryons de moustiques vecteurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-28T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 58 s
Description: Découvrez l'hybridation in situ pour l'analyse de l'expression génique dans les tissus de moustiques vecteurs. Cette méthode permet de visualiser la localisation spatiale des transcrits dans les glandes salivaires, ovaires et embryons.

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Les auteurs tiennent à remercier Marika Walters pour obtenir des conseils dans l&#39;élaboration d&#39;hybridation in situ dans les méthodes pour les tissus mous et Goltsev Yury de discussion sur les protocoles pour l&#39;hybridation in situ d&#39;embryons Anopheles gambiae, qui ont ensuite été adaptés et modifiés pour développer le protocole décrit ici pour l&#39;hybridation dans in situ des Aedes et Culex embryons. Nous reconnaissons également des recommandations utiles donnés par Adam Paré et David Kosman. Nous remercions Osvaldo Marinotti pour le débat scientifique et de l&#39;édition du texte du protocole.

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</ol>

Les auteurs n&#39;ont aucune divulgation.

L&#39;hybridation in situ dans le protocole de coloration et colorimétriques présentées ici pour les tissus de moustiques toute-montage et d&#39;embryons est une technique utile pour la localisation des relevés de notes au sein des organes spécifiques et des types de cellules. Ces procédures sont une amélioration par rapport à nos méthodes précédemment signalées, tant dans la rationalisation des étapes de lavage et de fournir de vastes détails techniques supplémentaires et des sources de réactifs. Dans notre expérience, la détection colorimétrique des signaux d&#39;hybridation est supérieure à la sensibilité et la clarté de signal d&#39;hybridation par rapport à des modèles de détection basées sur la fluorescence. En outre la détection colorimétrique contourne les questions liées à la discrimination du signal dans les embryons, qui sont par nature auto-fluorescence. Limitations dans la détection des signaux d&#39;hybridation se produire, quand à faible abondance transcriptions sont ciblées et une coloration de fond est évident. L&#39;augmentation de la température d&#39;hybridation à 65 ° C a été trouvée pour réduire retoursignaux d&#39;hybridation au sol, mais n&#39;est pas un substitut pour la conception unique de suggéré spécifiques à la cible des sondes d&#39;ARN. Ce protocole a été utilisé pour effectuer l&#39;hybridation in situ de l&#39;ensemble du montage glandes salivaires d&#39;Aedes aegypti, et les ovaires et les embryons d&#39;Anopheles gambiae, Anopheles stephensi, Ae. aegypti et Culex quinquefasciatus. Cette méthode est également applicable aux tissus de moustiques d&#39;autres, et probablement ceux d&#39;autres insectes. En outre, nous avons compilé pour les lignes directrices pour la première fois comparatifs pour la mise en scène du développement embryonnaire dans trois moustiques vecteurs, Ae. aegypti, un. gambiae et Cx. fatigans. Les observations ont été rapportées pour les souches spécifiques de ces trois espèces, dans des conditions d&#39;élevage discrets. Il est important de noter que le cours du temps de développement peuvent varier pour différentes souches d&#39;espèces de moustiques et sous différentes conditions d&#39;élevage. Des hybridations in situ en supplément sur ​​les efforts en cours pour analyser les transcriptomes de moustiques et autres arthropodes, et peut fournir une meilleure idée de la régulation de l&#39;expression des gènes dans ces organismes.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> 0,5 M d&#39;EDTA </td><td> Ambion </td><td> AM9261 </td><td></td></tr><tr><td> Tris-HCl 1M </td><td> Ambion </td><td> AM9855G </td><td> pH 8,0 </td></tr><tr><td> PBS 10X </td><td> Ambion </td><td> AM9625 </td><td></td></tr><tr><td> 20X SSC </td><td> Ambion </td><td> AM9763 </td><td></td></tr><tr><td> 1,5 ml microtubes </td><td> Ambion </td><td> AM12400 </td><td> Moins opaque que les tubes standard; aides à visualiser des échantillons </td></tr><tr><td> Formamide déionisé </td><td> Ambion </td><td> AM9342 </td><td> Stockage à 4 ° C </td></tr><tr><td> De l&#39;eau DEPC </td><td> Ambion </td><td> AM9932 </td><td></td></tr><tr><td> Protéinase K </td><td> Ambion </td><td> AM2546 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;hypochlorite de sodium à 5,25% </td><td> Austin </td><td></td><td> A-1 Marque </td></tr><tr><td> T3 ARN polymérase-Plus </td><td> Ambion </td><td> AM2733 </td><td> Le stockage à -20 ° C </td></tr><tr><td> T7 RNA polymérase </td><td> Ambion </td><td> AM2082 </td><td> Le stockage à -20 ° C </td></tr><tr><td> Éthanol à 95% </td><td> Fisher Scientific </td><td> AC61511-0040 </td><td></td></tr><tr><td> Fisherbrand jetables pipettes de transfert en polyéthylène </td><td> Fisher Scientific </td><td> 13-711-7M </td><td></td></tr><tr><td> Formaldéhyde 37% </td><td> Fisher Scientific </td><td> F79-500 </td><td></td></tr><tr><td> Méthanol pour HPLC </td><td> Fisher Scientific </td><td> A452-1 </td><td></td></tr><tr><td> Le chlorure de magnésium </td><td> Fisher Scientific </td><td> M87-500 </td><td></td></tr><tr><td> Couvercle en verre Microscope </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-542A </td><td> 18 x18 mm </td></tr><tr><td> N-Heptane </td><td> Fisher Scientific </td><td> H350-1 </td><td></td></tr><tr><td> P-xylène </td><td> Fisher Scientific </td><td> O5082-500 </td><td></td></tr><tr><td> Plaque Pyrex spot 9-bien </td><td> Fisher Scientific </td><td> 13-748B </td><td> 100x85 mm </td></tr><tr><td> Le chlorure de sodium </td><td> Fisher Scientific </td><td> AC32730-0025 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;hydroxyde de sodium </td><td> Fisher Scientific </td><td> SS255-1 </td><td></td></tr><tr><td> Des lames de microscope Superfrost / Plus </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-550-15 </td><td> 25x75x1.0 mm </td></tr><tr><td> Davlyn Rouge ruban Toupee Clear-liner </td><td> Cheveux direct </td><td> RED-75R12 </td><td> Poly / matériau de base avec la peau 0,75 po x 12 m rouleau de ruban </td></tr><tr><td> Kit de clonage TOPOTA pour Sequening avec One Shot Top10 chimiquement compétente E. coli </td><td> Invitrogen </td><td> K457501 K457540 </td><td> 20 réactions 40 réactions </td></tr><tr><td> Soniqué l&#39;ADN de sperme de saumon </td><td> Invitrogen </td><td> 15632-011 </td><td> Le stockage à -20 ° C </td></tr><tr><td> Anti-digoxigénine-AP fragments Fab </td><td> Roche Applied Science </td><td> 1093274 </td><td> Stockage à 4 ° C </td></tr><tr><td> DIG ARN étiquetage mélange </td><td> Roche Applied Science </td><td> 1277073 </td><td> Le stockage à -20 ° C </td></tr><tr><td> Solution stock NBT / BCIP </td><td> Roche Applied Science </td><td> 1681451 </td><td> Stockage à 4 ° C </td></tr><tr><td> Western Blocking Reagent </td><td> Roche Applied Science </td><td> 11921673001 </td><td> Stockage à 4 ° C </td></tr><tr><td> Saatilene Hitech maille polyester (330.130) </td><td> Saati Imprimer </td><td> 330,34 UO PW </td><td> 330 fils / cm, 34 microns de diamètre du fil, couleur orange </td></tr><tr><td> Glycérol </td><td> Sigma </td><td> G6279-1 </td><td> 70% en PBT </td></tr><tr><td> Sel de sodium d&#39;héparine </td><td> Sigma </td><td> H3393 </td><td></td></tr><tr><td> Tween 20 </td><td> Sigma </td><td> P1379-500 </td><td></td></tr><tr><td> Formaldéhyde 37% </td><td> Ted Pella </td><td> 18508 </td><td> Aliquotes de 10 ml dans de l&#39;ambre ampoules </td></tr><tr><td> 16 oz Contenants en papier solo avec couvercles </td><td> Le Paper Company </td><td> SOLOKH16AJ8000 </td><td></td></tr><tr><td> Le verre borosilicate scintillatflacon avec bouchon à vis d&#39;ions seules </td><td> VWR International </td><td> 66022-128 </td><td> 20 ml de 500 cas </td></tr><tr><td> Sealed Air à bulles matériau de rembourrage celluar </td><td> VWR International </td><td> 500018-081 </td><td> 10 pieds / rouleau 0,188 pouces d&#39;épaisseur </td></tr><tr><td> De sérum de poulet </td><td></td><td></td><td> Le sang total ont été recueillies soit à partir de la veine de l&#39;aile ou par ponction cardiaque à partir d&#39;un poulet pour mineurs. Du sang a été incubées à 37 ° C pendant 1 h jusqu&#39;à ce que coagulé et ensuite placé sur la glace pendant 30 min. Le sérum a été prélevé et centrifugé à 3000 xg pendant 10 min. Le surnageant résultant (a précisé le sérum) a été collecté et conservé à -20 ° C jusqu&#39;à son utilisation. </td></tr></tbody></table> Tableau 4. Table des réactifs spécifiques et des équipements pour l&#39;hybridation in situ.

hybridation<em&gt; in situ</em&gt; des glandes salivaires, des ovaires et des embryons de moustiques vecteurs

Hybridization in situ of Salivary Glands, Ovaries, and Embryos of Vector Mosquitoes

Les moustiques sont des vecteurs pour un ensemble diversifié de pathogènes, y compris les arbovirus, des parasites protozoaires et les nématodes. Enquête sur les transcriptions et les régulateurs des gènes qui sont exprimés dans les tissus où le moustique hôte et d&#39;interagir des agents pathogènes, et dans les organes impliqués dans la reproduction d&#39;un grand intérêt pour les stratégies visant à réduire la transmission de maladies transmises par les moustiques et de perturber le développement des œufs. Un certain nombre d&#39;outils ont été utilisés pour étudier et valider la régulation temporelle et tissu-spécifique de l&#39;expression génique. Ici, nous décrivons les protocoles qui ont été développés pour obtenir des informations spatiales, ce qui améliore notre compréhension de l&#39;endroit où les gènes spécifiques sont exprimés et leurs produits s&#39;accumulent. Le protocole décrit a été utilisé pour valider l&#39;expression et de déterminer des modèles d&#39;accumulation des transcrits dans les tissus liés à moustiques transmission d&#39;agents pathogènes, tels que les femmes les glandes salivaires, ainsi que des compartiments subcellulaires des ovaires et des embryons, qui a rouverttard pour la reproduction des moustiques et le développement. Les procédures suivantes représentent une méthodologie optimisée qui améliore l&#39;efficacité des différentes étapes du protocole, sans perte des signaux d&#39;hybridation spécifiques à la cible. Lignes directrices pour la préparation sonde d&#39;ARN, la dissection des tissus mous et la procédure générale pour la fixation et l&#39;hybridation sont décrites dans la partie A, tandis que des mesures spécifiques pour la collecte, la fixation, de pré-hybridation et l&#39;hybridation des embryons de moustiques sont détaillés dans la partie B.

Temporelles et spatiales analyses d&#39;expression génique ont un rôle crucial dans la génomique fonctionnelle. Tout le montage d&#39;hybridation<em&gt; In situ</em&gt; Est utile pour déterminer la localisation des transcrits dans les tissus et les compartiments subcellulaires. Nous exposons ici une hybridation<em&gt; In situ</emProtocole&gt; avec des modifications pour les tissus cibles spécifiques chez les moustiques.

Hybridation<em&gt; In situ</em&gt; Des glandes salivaires, des ovaires et des embryons de moustiques vecteurs

Les moustiques sont des vecteurs pour un ensemble diversifié d'agents pathogènes, notamment des arbovirus, des parasites protozoaires et des nématodes. L'étude des transcrits et des gènes...

L'objectif général de l'expérience suivante est de réaliser une hybridation in situ chez C two afin de déterminer les profils de localisation et d'accumulation de transcrits spécifiques au sein des tissus et des embryons de moustique. Cette approche consiste d'abord à fixer les tissus ou les embryons de moustique afin de préserver leur ultrastructure ainsi que les cibles d'ARNm, et de les rendre disponibles pour l'hybridation avec des sondes d'ARN antisens. Ensuite, les sondes d'ARN antisens sont hybridées aux transcrits cibles présents dans les tissus ou embryons fixés.Ensuite, des méthodes de coloration par anticorps chimiotriques sont réalisées afin de détecter les profils de localisation et d'accumulation des ARNm cibles. Des résultats sont obtenus, montrant les profils spatiaux d'accumulation d'ARN selon des méthodes d'hybridation en C deux et de détection colorimétrique. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la génomique fonctionnelle, comme de déterminer quand et où les produits géniques s'accumulent chez le moustique.Cette procédure nous permet également d'obtenir des informations sur la localisation spatiale afin de mieux comprendre la régulation de l'expression des gènes lors de processus biologiques tels que le développement de la reproduction et les interactions entre moustiques et agents pathogènes. Pour préparer l'hybridation de sondes d'ARN marquées à l'oxygène digo, commencez par disséquer les ovaires et les glandes salivaires. Ensuite, fixez les tissus et traitez-les éventuellement par la protéinase K.Après la fixation postérieure des tissus, équilibrez-les dans un millilitre d'un mélange un-à-un de solution d'hybridation PBT ou HIB PBT pendant 30 minutes avec mutation, attendez que le tissu se dépose, puis décantez autant que possible le HIB PBT. Ensuite, ajoutez un millilitre de HIB dans chaque tube d'échantillon. Enveloppez le tube d'échantillon dans un emballage protecteur hermétique contre l'air, comme du papier bulle, et placez-le dans un flacon d'hybridation.Fermer la bouteille avec un bouchon d'hybridation et l'incuber à 55 degrés Celsius pendant 30 minutes sous agitation. Après avoir retiré la bouteille de l'incubateur et laissé les tissus se déposer, décantation soigneuse du tampon de pré-hybridation, en laissant 50 microlitres de solution dans le tube afin d'éviter toute perte d'échantillon. Ensuite, ajouter 50 microlitres de tampon Prewarm high au même échantillon et le placer dans un bloc chauffant réglé à 55 degrés Celsius, puis dénaturer la sonde ARN préparée précédemment à 85 degrés Celsius pendant cinq minutes.Ensuite, placez immédiatement sur de la glace pendant cinq minutes. Puis, à l’aide d’une pipette, introduisez la sonde ARN dans le tube d’échantillon. La sonde ARN remontera à la surface de la solution HI.Mélanger en tapotant le tube. Incuber délicatement les échantillons dans un bloc rotatif fixe placé dans une étuve d'hybridation à 55 degrés Celsius pendant 16 à 24 heures. Après les ARN, un traitement et une coloration par anticorps selon le protocole écrit.Monter les échantillons de tissu en utilisant d'abord une pipette de 200 microlitres pour les transférer dans des puits individuels à fond rond d'une plaque Pyrex. Éliminer autant que possible le PBT et recouvrir l'échantillon de 70 % glycérol dans l'eau. Laisser le glycérol pénétrer l'échantillon à quatre degrés Celsius pendant la nuit.Pour préparer les lames de microscope, commencez par essuyer la surface de la lame avec des lingettes Kim. Ensuite, appliquez deux morceaux de ruban adhésif transparent parallèlement l'un à l'autre afin de former un canal étroit à l’aide d’un pinceau d’artiste. Prenez les échantillons un par un et placez-les le long du canal, en orientant chaque échantillon de manière identique par rapport aux alignements antérieur, postérieur et dorsal-ventral.Après avoir positionné chaque échantillon, utilisez un coton-tige Kimwipe pour absorber l'excès de solution de glycérol autour des tissus. L'élimination de l'excès de glycérol est importante pour éviter la formation de bulles lors de la fermeture des échantillons montés sur la lame sous une lamelle ; placez soigneusement une lamelle au-dessus du canal contenant les échantillons alignés. À l’aide de vernis à ongles transparent, fixez la lamelle de façon semi-permanente sur la lame en appliquant le vernis aux coins. À l’aide d’une pipette de 200 microlitres, délivrez lentement du glycérol à 70 % à une extrémité du canal afin de remplir complètement le canal et la zone située sous la lamelle.Sceller les échantillons montés en appliquant du vernis à ongles sur les quatre côtés de la lame couvre-objet. Laisser sécher suffisamment le vernis à ongles avant d'acquérir les images des échantillons. Après avoir collecté les embryons à partir d'une cage contenant 300 femelles adultes de moustiques accouplées et les avoir laissés se développer jusqu'aux stades souhaités, les transférer depuis leur récipient de collecte vers un tube de récupération équipé d'un treillis en térylène destiné aux embryons des huitres.Placer le tube de collecte dans un bécher rempli d'eau distillée en quantité suffisante pour que le volume du tube de collecte soit à moitié plein. Utiliser un pinceau d'artiste pour détacher les embryons de la maille en tylène et les transférer dans le tube de collecte rempli d'eau. Pour faciliter le détachement des embryons, retirer la maille en tylène du récipient de collecte et plier délicatement la maille pour former un entonnoir, en tenant cet entonnoir de maille avec une main.Utilisez l'autre main pour verser de l'eau le long des parois de l'entonnoir afin de rincer les embryons dans le tube de récupération. Cette méthode peut être appliquée aux embryons anormaux, car ils ne possèdent pas la substance adhésive présente à la surface des embryons des années quatre-vingt, qui permet aux œufs de s'attacher à des substrats en position supérieure. Préparez 40 millilitres de solution de décoration et versez la solution dans une boîte de Pétri de 100 millimètres.Ajoutez 50 millilitres d'eau distillée dans un bécher de 100 millilitres et mettez-le de côté. Ensuite, placez les embryons dans la boîte de Pétri contenant la solution de décoction. Utilisez une pipette de transfert jetable en polyéthylène pour laver les embryons en agitant doucement le tube de récupération afin que les embryons restent immergés et agités dans la solution de décoction.La décoration est l'une des étapes les plus sensibles du protocole, et une prolongation excessive du traitement par l'hypochlorite de sodium des embryons de souffreurs empêchera une formation adéquate de l'endo-corion. Un écaillage maximal de 35 secondes est requis pour les embryons de souffreurs, tandis que 75 secondes suffisent pour les embryons QX. Sous un microscope stéréoscopique à faible grossissement, vérifiez la décoration. Les embryons de souffreurs seront dépourvus de l'exo-corion en réseau caractéristique, et seule la surface lisse et brillante du noir endo-corion sera visible ; pour les embryons QX, cette structure est différente.Les flotteurs exo-chorioniques et les structures en crête seront absents une fois les embryons recouverts. Procéder à la fixation et à la disruption de l'endo-chorion selon la procédure décrite dans le protocole écrit. Pour retirer l'endo-chorion rompu, placer un morceau de ruban adhésif double face pour postiche au centre d'une boîte de Pétri de trois centimètres à l’aide d’une pipette de 200 microlitres à embout large.Transférez les embryons du méthanol vers le ruban adhésif double face. Laissez reposer pendant une à deux minutes afin que les embryons s’installent et adhèrent à la surface du ruban, versez délicatement l’excès de méthanol, puis laissez sécher légèrement la surface pendant une à deux minutes. Ajoutez ensuite de l’éthanol à 95 % dans la boîte de Pétri pour immobiliser davantage les embryons sur le ruban, pipetez 600 microlitres d’eau distillée dans l’éthanol et agitez doucement pour mélanger.Ensuite, utilisez une aiguille de 27,5 reliée à un corps de seringue d'un millilitre pour détacher l'extrémité fissurée de l'endochorion. Après avoir libéré l'embryon blanc des restes de l'endochorion noir à l'aide d'un pinceau fin, transférez rapidement les embryons du ruban vers le réservoir d'éthanol de la boîte de Pétri. Puis, à l'aide d'une micropipette de trois millimètres ou d'une pointe de pipette, transférez les embryons dans un tube microfuge de 1,5 millilitre contenant 500 microlitres d'éthanol à 100 %. Lavez enfin les embryons deux à trois fois dans de l'éthanol à 100 % et conservez-les dans de l'éthanol absolu à moins 20 degrés Celsius.Dans cette figure en C, une hybridation in situ sur glandes salivaires entières de femelles d'Aedes aegypti à l'aide de sondes d'ARNm ciblant l'amylase, 1D7S2 et D7L2 montre l'accumulation de ces transcrits respectivement dans les lobes latéraux proximaux, latéraux distaux et médio-distaux. Dans cette expérience, des montages entiers de tissus de trois espèces de moustiques ont été hybridés avec des sondes d'ARNm ciblant spécifiquement les transcrits autologues respectifs d'Oscar. Ici, en C, une hybridation in situ sur des embryons entiers d'Anopheles gambiae, d'Aedes aegypti et de Culex quinquefasciatus a été réalisée à l'aide de sondes d'ARN antisens ciblant les transcrits autologues d'Oscar propres à chaque espèce de moustique.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'effectuer une hybridation in situ en C deux pour déterminer la localisation et l'accumulation de transcrits dans des tissus spécifiques de moustiques ou dans des embryons.

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Ce protocole décrit une méthode de microinjection que nous avons normalisé et utilisé depuis plusieurs années à livrer des quantités d’acides nucléiques spécifiques directement à l’hémolymphe des moustiques et des mouches domestiques. Ce protocole se traduit par la mortalité injection minime et permet des mesures de dose en corrélation de la fécondité.

DsRNA reproductible Microinjection et bioessais sur la ponte chez les moustiques et les mouches domestiques

Ce protocole décrit les procédures de micro-injection pour les embryons de Culex quinquefasciatus qui sont optimisées pour fonctionner avec les outils d’édition de gènes CRISPR/Cas9. Cette technique peut générer efficacement des mutations germinales héréditaires spécifiques au site qui peuvent être utilisées pour construire des technologies génétiques dans ce vecteur de maladie peu étudié.

Techniques de microinjection embryonnaire pour une mutagénèse efficace spécifique au site chez Culex quinquefasciatus

Cette méthodologie, qui comprenait l’alimentation par voie orale et l’infection par injection intrathoracique, pourrait évaluer efficacement l’influence des barrières de l’intestin moyen et / ou des glandes salivaires sur l’infection à arbovirus.

Infection virale expérimentale chez les moustiques adultes par alimentation orale et micro-injection

Compte tenu de leur anatomie simple, les testicules d’anophèles offrent un bon modèle cytologique pour l’étude de la spermatogenèse. Ce protocole décrit l’hybridation in situ par fluorescence complète, une technique utilisée pour étudier ce processus biologique, ainsi que le phénotype des souches transgéniques présentant des mutations dans les gènes impliqués dans la production de spermatozoïdes.

Hybridation in situ par fluorescence complète pour étudier la spermatogenèse chez le moustique anophèle

L’article décrit les méthodes et les réactifs nécessaires pour effectuer l’hybridation de l’hybridation de l’ARN en fluorescence sur montage entier (HCR ARN, WM-FISH) afin de révéler des informations sur la résolution spatiale et cellulaire des gènes des récepteurs chimiosensoriels dans l’antenne du moustique et le palpe maxillaire.

Hybridation Réaction en chaîne ARN Fluorescence intégrale Hybridation in situ de gènes chimiosensoriels dans les appendices olfactifs des moustiques

Les communautés microbiennes chez les moustiques sont très prometteuses pour les stratégies de biocontrôle vectoriel. La plupart des symbiotes sont incultivables et nécessitent des analyses métagénomiques. Nous décrivons une méthode pour disséquer les moustiques femelles et séparer les ovaires, l’intestin moyen et les glandes salivaires, en évitant la contamination croisée, en facilitant les études du microbiome au niveau des organes et en améliorant la compréhension des rôles des...

Dissection des ovaires, de l’intestin moyen et des glandes salivaires de moustiques pour l’analyse du microbiome au niveau des organes

Ce protocole décrit un simple adhésif à base de bandes approche pour l'échantillonnage de tomate et d'autres surfaces de produits frais, suivie d'une détection rapide des cellules de l'ensemble...

Combinaison de adhésif à base de bandes d&#39;échantillonnage et de fluorescence In situ</emHybridation> pour la détection rapide des Salmonella Sur les produits frais

Découvrez l'hybridation in situ pour l'analyse de l'expression génique dans les tissus de moustiques vecteurs. Cette méthode permet de visualiser la localisation spatiale des transcrits dans les glandes salivaires, ovaires et embryons.

Hybridation

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