Name: Imagerie par bioluminescence de lactivité de la NADPH oxydase dans différents modèles animaux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-22T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 42 s
Description: Découvrez une méthode d'imagerie par bioluminescence pour surveiller en temps réel les espèces réactives de l'oxygène dérivées de la NADPH oxydase chez la souris. Cette approche minimalement invasive s'applique à trois modèles inflammatoires différents.

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Ce travail a été financé par le NIH RO1 AI079253 et le ministère des Anciens Combattants.

1. Modèles animaux <ol><li> Souris: Utilisez p47 phox-/ - souris et d&#39;âge et le sexe assortie souris C57BL6/DBA. Obtenir l&#39;approbation pour des expériences de protection des animaux et du Comité institutionnel utilisation. </li><li> Anesthésie: Utiliser un système d&#39;administration continue isoflurane pour induire une anesthésie. Le système de vaporisation (VetEquip) est rempli avec de l&#39;isoflurane (2-3%). Assurez-vous que les souris sont pleinement anesthésiés par l&#39;observation de la respiration, le mouvement et réflexe cornéen en réponse à des stimuli externes. </li><li> Les interventions chirurgicales: Frotter la zone chirurgicale (de table) avec de l&#39;éthanol à 70%. Porter des gants stériles et une blouse chirurgicale propre et un masque. Préparer les souris par clipsage les cheveux et appliquer la bétadine en alternance avec 70% d&#39;éthanol à l&#39;endroit où l&#39;incision sera faite. Effectuer une intervention chirurgicale sur une surface stérile et utiliser des instruments stériles. Souris Moniteur post-opératoire jusqu&#39;à ce éveillé et se déplacer librement. </li><li> Intratrachéale administration zymosan <ol><li> Administrer une anesthésiecomme décrit dans l&#39;1,2. </li><li> Désinfecter la zone chirurgicale (cou) avec de la bétadine et de l&#39;éthanol à 70% et exposer la trachée par une dissection chirurgicale. </li><li> Pierce trachée avec une aiguille de calibre 27 et d&#39;injecter zymosan (St. Louis, MO) à une dose de 1 mg / g en utilisant un mg 0,5 / ul de solution (volume total de 50 pl pour une souris de 25 g) dissous dans du PBS stérile. </li><li> Fermer cou souris enroulé avec des sutures en soie 5-0 stériles dans des conditions aseptiques. </li><li> L&#39;image après 4 h et 24 h. </li></ol></li><li> Ligature caecale et ponction <ol><li> Administrer une anesthésie comme décrit en 1.2. </li><li> Couper les poils dans la zone chirurgicale (abdomen) et désinfecter avec de la bétadine et de l&#39;éthanol à 70%. </li><li> Effectuer une laparotomie médiane et identifier le caecum. </li><li> Ligaturer la partie distale 50% du caecum exposée avec une suture de soie 4-0 et le caecum perforation distale de la ligature avec un passage d&#39;une aiguille de calibre 21. </li><li> Fermer l&#39;incision avec des sutures en soie 4-0 stériles. </li><li> Image après 4 h et24 heures. </li></ol></li><li> Oral tétrachlorure de carbone (CCl 4) l&#39;administration <ol><li> Administrer une anesthésie comme décrit en 1.2. </li><li> Administrer CCl 4 (2 mg / g, St. Louis, MO) dissous dans l&#39;huile de maïs par gavage oral. La procédure de CCl4 administration doit être effectuée dans une zone désignée conformément à l&#39;IBC / EHS politiques. </li><li> L&#39;image après 4 h et 24 h. </li></ol></li></ol> 2. L&#39;acquisition d&#39;une image Bioluminescent <ol><li> Initialiser le IVIS 200 (Xenogen Corporation, Alameda, CA) système d&#39;imagerie, réglé sur le mode de luminescence, et attendez que le dispositif à couplage de charge (CCD) pour verrouiller la température. </li><li> Sélectionnez la durée d&#39;exposition, binning (moyenne) et F / Stop (8) paramètres. </li><li> Souris placer en position couchée dans la chambre d&#39;imagerie sur une platine chauffante pour maintenir la température normale du corps. Administrer une anesthésie selon la coiffe par 1,2 alors que les souris sont dans la chambre d&#39;imagerie IVIS. </li><li> Administrer L-012<html> (20 pg / g) dissous dans du PBS stérile (10 pg / pl) par voie intraveineuse via rétro-orbitaire d&#39;injection à chaque moment choisi pour l&#39;imagerie. </li><li> Capturez des images en commençant à 2 min après injection de L-012. Nous utilisons généralement une exposition de 40 sec. </li></ol> 3. Analyse des données en utilisant la région d&#39;intérêt <ol><li> Analyser les données en utilisant un logiciel image vivante v.4.2 (Xenogen Corporation, Alameda, CA). </li><li> Ouvrez une image et sélectionner la mesure de la Région d&#39;outils d&#39;intérêt. </li><li> Sélectionnez la région de la forme et de la taille d&#39;intérêts sur la poitrine et / ou l&#39;abdomen après superposition d&#39;une image pseudo-couleur numérique (représentant la détection de photons) sur une image photographique de la souris. </li><li> Quantifier l&#39;intensité du signal (flux de photons) de la région d&#39;intérêt. </li></ol> 4. Statistiques <ol><li> Utilisez statistique progiciel d&#39;analyse à effectuer deux ANOVA avec correction de Bonferroni post-tests à des moments différents. </li></ol>TLE &quot;&gt; Les résultats représentatifs 5. Zymosan est un produit pro-inflammatoire des cellules de levure mur et un puissant activateur de la NADPH oxydase 3. Nous avons montré précédemment que zymosan intratrachéale induit une inflammation des poumons plus robuste neutrophiles et la production de cytokines pro-inflammatoires dans p47 phox-/ - par rapport au type sauvage souris 1. Ici, notre objectif était de comparer la génération de ROS dans les poumons de type sauvage et p47 phox-/ - souris à la suite défi zymosan. A 4 heures après administration intratrachéale zymosan, nous avons observé une augmentation significative de l&#39;émission de photons sur la poitrine chez les souris de type sauvage par rapport au scénario de référence, ainsi qu&#39;une augmentation de l&#39;émission de photons dans de type sauvage par rapport à p47 phox-/ - ont à 4 h et 24 h. En revanche, les signaux de bioluminescence en p47 phox-/ - souris sont restées au niveau de référence à 4 h après le traitement zymosan (Fig.1 AB). Ainsi, la NADPH oxydase semble be la principale source de production de ROS dans les poumons après l&#39;administration zymosan. Ensuite, nous avons évalué la production de ROS dans le modèle de septicémie CLP-induite. Le sepsis est un syndrome potentiellement mortelle associée à des organes cibles des blessures, y compris une lésion pulmonaire aiguë (ALI) et le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) 4, 5. ROS médiée par des blessures a été considérée comme un facteur important dans induite par le sepsis dysfonction d&#39;organes multiples. Nous avons constaté que les ROS ont été considérablement augmenté au cours de la poitrine (4 h) et sur l&#39;abdomen (24 h) à la suite CLP souris de type sauvage par rapport à la valeur initiale. Cependant, les niveaux de ROS en p47 phox-/ - ont étaient similaires aux niveaux de référence à des points temporels deux (Fig.2 AC). Ces résultats montrent que la génération de ROS dans le modèle CLP-induite septicémie souris est NADPH oxydase dépendante. Enfin, nous avons utilisé l&#39;imagerie par bioluminescence pour détecter la production de ROS dans un CCl 4-induite mode de lésions hépatiquesl. CCl 4 provoque une nécrose hépatocellulaire, et a été utilisé pour modéliser à la fois une atteinte hépatique aiguë et 6 fibrose hépatique. Contrairement aux modèles décrits précédemment de l&#39;inflammation et des blessures, nous avons constaté que la production de ROS dans l&#39;abdomen était modeste (environ 35%) a augmenté par rapport au départ de p47 phox-/ - souris à 4 heures après l&#39;administration de CCl 4. Cependant, l&#39;ampleur de CCl 4 induite par les ROS génération était significativement plus élevée chez les souris de type sauvage que dans p47 phox-/ - ont (Fig.3 AB). Ces données suggèrent que l&#39;p47 phox génération contenant du NADPH oxydase dépendante et indépendante de ROS se produire dans CCl atteinte hépatique aiguë 4-induite. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3925/3925fig1.jpg" /> Figure 1. Production de ROS dans les poumons après le traitement zymosan. A) représentant bioluminescenCE imagerie de la production de ROS. Notez qu&#39;en plus de la poitrine, la luminescence est détectable sur l&#39;abdomen à la fois de type sauvage et p47 phox-/ - souris et la luminescence abdominale est inchangée par le traitement zymosan. B) comptages de photons de la poitrine de type sauvage et p47 phox-/ - souris après une seule injection intra-trachéale (IT) du zymosan. Imagerie par bioluminescence a été initialement réalisée, 4 h et 24 h. Émission de lumière à partir de la région d&#39;intérêt sur la poitrine a été identifié en utilisant la pseudo-couleur indiquée échelle. Les résultats sont présentés sous forme de moyenne ± écart type, n = 6-9 par groupe, * = p &lt;0,05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3925/3925fig1large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3925/3925fig2.jpg" /> Figure 2. Détection de ROS suite CLP. Une imagerie) représentant la bioluminescence de la production de ROS, BComptages de photons) de la poitrine, et C) comptages de photons de l&#39;abdomen de type sauvage et p47 phox-/ - ont au départ, 4 h, et ​​24 h après CLP. Les résultats sont présentés sous forme de moyenne ± écart type, n = 4-5 par groupe, * = p &lt;0,05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3925/3925fig2large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3925/3925fig3.jpg" /> Figure 3. Production de ROS dans l&#39;abdomen après CCl 4-lésions hépatiques induites. Une imagerie) bioluminescence Représentant de la production de ROS et B) comptages de photons de l&#39;abdomen de type sauvage et p47 phox-/ - ont au départ, 4 heures et 24 heures après l&#39;administration orale CCl 4 traitements. Les résultats sont présentés sous forme de moyenne ± SE;. N = 4-5 par groupe, * = p &lt;0,05 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3925/3925fig3large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> </a&gt;.

<ol><li>Segal, B., Han, W., Bushey, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NADPH+oxidase+limits+innate+immune+response+in+the+lungs+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">NADPH oxidase limits innate immune response in the lungs in mice.</a> PLoS ONE. 5, e9631(2010).</li>
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</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

&quot;En temps réel&quot; la mesure des espèces réactives de l&#39;oxygène (ROS) chez les animaux vivants peuvent être obtenus en utilisant des sondes fluorescentes et chimiluminescence. Tandis que les sondes fluorescentes comportant souffrent de faiblesse de signal sur bruit 12, la technique d&#39;imagerie décrit est plus sensible à la détection de l&#39;émission de lumière à la suite d&#39;une réaction chimique de ROS avec le substrat à base de luminol L-012. Comme toutes les techniques d&#39;imagerie biolu...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> L-012 </td><td> Wako Chemicals USA, Inc </td><td> 120-04891 </td><td></td></tr><tr><td> Zymosan </td><td> Sigma, St. Louis, MO </td><td> Z4250 </td><td></td></tr><tr><td> le tétrachlorure de carbone </td><td> Sigma, St. Louis, MO </td><td> 289116 </td><td></td></tr></tbody></table>

imagerie par bioluminescence de l&#39;activité de la nadph oxydase dans différents modèles animaux

Bioluminescence Imaging of NADPH Oxidase Activity in Different Animal Models

NADPH oxydase est une enzyme essentielle qui assure la médiation défense de l&#39;hôte antibactérienne et antifongique. En plus de son rôle dans la défense de l&#39;hôte antimicrobienne, la NADPH oxydase a les fonctions essentielles de signalisation qui modulent la réponse inflammatoire 1. Ainsi, le développement d&#39;une méthode de mesure en &quot;temps réel&quot; la cinétique de la NADPH oxydase dérivée de génération de ROS est prévu pour être un outil de recherche précieux pour comprendre les mécanismes pertinents de défense de l&#39;hôte, de l&#39;inflammation et des blessures. Granulomatose chronique (CGD) est une maladie héréditaire de la NADPH oxydase caractérisée par des infections graves et de l&#39;inflammation excessive. L&#39;activation de la NADPH oxydase phagocytaire nécessite la translocation de ses sous-unités cytosoliques (p47 phox, p67 phox, p40 phox et) et Rac à un flavocytochrome liée à la membrane (composé d&#39;un phox gp91 et p22 phox hétérodimère). Pertedes mutations de fonction dans l&#39;un de ces composants résultat oxydase NADPH en DMC. Similaires aux patients atteints de CGD, gp91 phox souris déficientes en p47 phox et les souris déficientes ont une activité défectueuse NADPH oxydase phagocytaire et l&#39;hôte altération de la défense 13, 14. En plus des phagocytes, qui contiennent les composants de la NADPH oxydase décrites ci-dessus, une variété de types de cellules expriment différentes isoformes de la NADPH oxydase. Nous décrivons ici une méthode pour quantifier la production de ROS chez les souris vivantes et de délimiter la contribution de la NADPH oxydase à la génération de ROS dans les modèles d&#39;inflammation et des blessures. Cette méthode est basée sur la réaction de ROS L-012 (un analogue de luminol) pour émettre de la luminescence qui est enregistrée par un dispositif à couplage de charge (CCD). Dans la description originale de la sonde L-012, L-012-dépendante chimioluminescence a été complètement abolie par la superoxyde dismutase, ce qui indique que la principale ROS détecté dans cette réaction était superanion oxyde 15. Des études ultérieures ont montré que la L-012 peut détecter les autres radicaux libres, y compris les espèces réactives de l&#39;azote 16, 17. Kielland et al. 17 ont montré que l&#39;application topique d&#39;acétate de phorbol myristate, un puissant activateur de la NADPH oxydase, mené en NADPH oxydase dépendante de la production de ROS qui pourrait être détectée chez les souris en utilisant la sonde luminescente L-012. Dans ce modèle, ils ont montré que la luminescence L-012-dépendante a été aboli en p47 phox souris déficientes. Nous avons comparé la génération de ROS dans les souris de type sauvage et NADPH oxydase déficiente en p47 phox-/ - ont 2 dans les trois modèles suivants: 1) l&#39;administration intratrachéale de zymosan, une cellule pro-inflammatoire fongique mur produit dérivé qui permet d&#39;activer la NADPH oxydase; 2) ligature caecale et ponction (CLP), un modèle de sepsis intra-abdominal avec une inflammation pulmonaire aiguë secondaire et des blessures, et 3) le tétrachlorure de carbone par voie orale(CCl 4), un modèle de lésion hépatique ROS-dépendante. Ces modèles ont été spécifiquement choisis pour évaluer la NADPH oxydase dépendante de la production de ROS dans le cadre de l&#39;inflammation non infectieuse, la septicémie polymicrobienne, et la toxine induite par une lésion d&#39;organe, respectivement. En comparant la bioluminescence chez la souris de type sauvage de p47 phox-/ - ont nous permet de définir la contribution spécifique de ROS générés par p47 phox de la NADPH oxydase contenant au signal bioluminescent dans ces modèles. Résultats de l&#39;imagerie de bioluminescence qui ont démontré une augmentation des niveaux de ROS dans les souris de type sauvage par rapport à p47 phox-/ - ont indiqué que la NADPH oxydase est la principale source de production de ROS en réponse à des stimuli inflammatoires. Cette méthode offre une approche minimalement invasive pour &quot;temps réel&quot; suivi de la production de ROS au cours de l&#39;inflammation in vivo.

NADPH oxydase est la principale source d&#39;espèces réactives de l&#39;oxygène (ROS) dans les phagocytes. En raison de la nature éphémère de ROS, il est difficile de mesurer et de surveiller les niveaux de ROS chez les animaux vivants. Une méthode minimalement invasive pour la quantification de série de ROS chez les souris vivant est décrite.

Imagerie par bioluminescence de l&#39;activité de la NADPH oxydase dans différents modèles animaux

La NADPH oxydase est une enzyme critique qui assure la défense de l'hôte contre les bactéries et les champignons. En plus de son rôle dans la défense antimicrobienne de l'hôte, la NADPH...

L'objectif général de cette procédure est de proposer une approche peu invasive permettant la surveillance en temps réel de la production d'espèces réactives de l'oxygène (ROS) dérivées de la NADPH oxydase dans trois modèles murins inflammatoires différents. Le premier modèle consiste en l'administration intratrachéale de Xan, dans lequel la molécule pro-inflammatoire Xan est injectée dans la trachée de souris anesthésiées. Xan est un produit dérivé de la paroi cellulaire fongique capable d'activer la NADPH oxydase.Le deuxième modèle est la ligature et la perforation du cæcum, ou CLP. Ici, l'abdomen de la souris est ouvert et le cæcum est ligaturé à l'aide d'un fil de soie, puis perforé à l'aide d'une aiguille afin d'induire une septicémie intra-abdominale ainsi qu'une inflammation pulmonaire aiguë secondaire et des lésions. Le troisième modèle consiste en l'administration de tétrachlorure de carbone par gavage oral.Le tétrachlorure de carbone provoque une nécrose hépatocytaire et peut être utilisé pour modéliser à la fois les lésions hépatiques aiguës et la fibrose hépatique. Une imagerie bioluminescente est réalisée sur des souris modèles afin d'évaluer la production d'espèces réactives de l'oxygène (ERO). Les données obtenues indiquent que la NADPH oxydase est la principale source de production d'ERO en réponse à des stimuli inflammatoires.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, par exemple la sonde de Florence, est qu'elle offre une approche minimale invasive pour le suivi en temps réel de la production d'ES au cours de l'inflammation in vivo. Cette méthode peut nous aider à répondre à des questions clés concernant l'inflammation et les lésions post-infectieuses, telles que le rôle des ES dans l'inflammation et les lésions pulmonaires. Nous avons eu l'idée de cette méthode lorsque nous avons commencé à étudier le rôle des espèces réactives de l'oxygène dans la défense de l'hôte, pour les trois modèles animaux de production de ROS présentés dans cette vidéo.Utilisez des souris P 47 Fox nulles et des souris C 57 BL six DBA appariées par âge et sexe. Obtenez l'approbation pour les expériences du comité institutionnel de soins aux animaux et d'utilisation en préparation de l'administration intratrachéale de xin. Stérilisez la plateforme chirurgicale avec de l'éthanol à 70 % et recouvrez-la d'un champ stérile.L'intervention chirurgicale doit être réalisée en portant une blouse chirurgicale propre, des gants, un masque et en utilisant des instruments stériles pour l'anesthésie. Remplir le vaporisateur d'un système d'administration continue d'isoflurane avec 2 à 3 % d'isoflurane et l'activer. Placer ensuite les souris dans la chambre anesthésique après deux à trois minutes, puis confirmer que les souris sont complètement anesthésiées en effectuant une pincée du orteil et en observant la respiration et les mouvements.Le taux respiratoire doit être réduit d'environ 50 %. Ensuite, à l'aide d'un rasoir électrique, raser la zone d'incision sur la partie antérieure du cou de la souris. Placer la souris sur la plateforme chirurgicale en position dorsale et positionner un cône nasal pour maintenir l'anesthésie. Appliquer alternativement de la Bétadine et de l'éthanol 70 % sur le cou, trois fois.Ensuite, à l’aide de ciseaux droits et pointus, couper la peau du cou antérieur d’environ 0,5 centimètre. Puis, à l’aide de pinces courbes, disséquer le muscle entourant la trachée pour l’exposer afin d’administrer la Xan par voie intratrachéale. Utiliser une seringue équipée d’une aiguille de calibre 27 pour percer la trachée dans la partie médiane située entre les anneaux cartilagineux.Ensuite, orientez l'aiguille vers l'avant et injectez lentement un microgramme par gramme de poids corporel de Xan. Fermez l'incision avec cinq points de suture en nylon stérile 5-0 en postopératoire. Placez la souris dans une cage de récupération recouverte de papier plat et placez la moitié de la cage de récupération sur un tapis chauffant.Surveillez les souris jusqu'à ce qu'elles soient réveillées et se déplacent librement. Pour réaliser une ligature et une ponction du côlon, rasez l'abdomen d'une souris anesthésiée à l'aide d'un tondeur et placez la souris sur une plateforme chirurgicale en position supine. Désinfectez ensuite la zone chirurgicale avec du Bétadine et de l'éthanol à 70 %.Comme précédemment, à l’aide d’un scalpel, pratiquer une incision de 1,5 centimètre dans la peau de la ligne médiane abdominale en utilisant des ciseaux. Inciser le péritoine et ouvrir la cavité abdominale à l’aide d’un rétracteur afin de localiser et d’exposer le cæcum, qui se trouve du côté gauche de la cavité abdominale. À l’aide de pinces non traumatiques, extérioriser.Ensuite, ligaturer les 50 % distaux de l'iléon exposé avec un fil de soie 4-0. Utiliser une aiguille de calibre 21 pour percer l'iléon en aval de la ligature. Remettre l'iléon dans l'abdomen.Fermer la paroi abdominale à l’aide de quatre sutures en nylon stériles en O. Puis fermer l’incision avec cinq sutures en nylon stériles. Administrer 0,5 millilitre de solution saline contenant 2,5 microgrammes de buprénorphine par voie sous-cutanée et effectuer l’observation postopératoire comme précédemment.Le tétrachlorure de carbone oral est un modèle de lésion hépatique dépendant des espèces réactives de l'oxygène. Administrer le tétrachlorure de carbone par gavage oral, en tenant la peau du cou, et en maintenant la tête de la souris alignée verticalement avec l'œsophage. Insérer ensuite l'extrémité d'une canule d'alimentation et d'administration de 22 gauge contenant du tétrachlorure de carbone derrière les incisives, en la dirigeant vers l'arrière de la gorge et le long de l'œsophage, puis appuyer sur le piston pour administrer le tétrachlorure de carbone. Surveiller la récupération de la souris comme précédemment. Des images bioluminescentes doivent être acquises avant l'induction de la production d'espèces réactives de l'oxygène, puis quatre et vingt heures après celle-ci.Pour ce faire, ouvrez le logiciel Live Image 4.2. Ensuite, initialisez le système d'imagerie IVUS 200. Cliquez sur Initialiser et configurez le système en mode luminescence.Attendez que la température du dispositif à transfert de charge se stabilise, ce qui sera indiqué à l'écran dans le logiciel. Réglez le temps d'exposition sur 40 secondes. Ensuite, réglez le Benning sur moyen et l'ouverture sur un huitième.Placer une souris anesthésiée dans la chambre d'imagerie équipée d'un plateau à température contrôlée, en position dorsale. Placer un cône nasal pour administrer l'anesthésie comme précédemment, deux minutes avant chaque acquisition d'image. Utiliser une seringue d'un millilitre munie d'une aiguille de calibre 27 pour administrer 50 microlitres du dérivé luminal L 0 1 2 par voie intraveineuse.Effectuez une injection rétro-orbitaire. Enfin, acquérez les images et analysez-les comme décrit. Dans la section suivante de la vidéo, analysez les données recueillies à l’aide du logiciel Living Image, version 4.2.Ouvrez une image et cliquez sur les outils de région d'intérêt (ROI) dans la palette d'outils. Ensuite, dans le menu des outils de ROI, sélectionnez la forme de ROI et cliquez sur le cercle dans la liste déroulante. Sélectionnez le nombre de ROI qui seront ajoutés à l'image.Ajustez la position de la ROI sur la poitrine et/ou l’abdomen pour quantifier l’intensité du signal ou le flux de photons à partir de la région d’intérêt dans le menu des outils ROI. Cliquez sur le bouton Mesurer pour ouvrir le tableau des mesures ROI, qui affiche les données pour toutes les ROI créées sur les images. Utilisez un logiciel d’analyse statistique pour effectuer une ANOVA à deux facteurs suivie d’un test post-hoc de Bonferroni à chaque point temporel afin de comparer la production d’espèces réactives de l’oxygène dans les poumons de souris de type sauvage et de souris déficientes en oxydase NADPH.Souris P 47 Fox nulles après administration de Xan. Le Xan a été administré comme décrit dans cette vidéo au moment du prélèvement initial, puis à quatre et à vingt-quatre heures. Les souris ont été imagées comme indiqué ici.Il y a eu une augmentation significative de l'émission de photons au niveau du thorax chez les souris de type sauvage, mais pas chez les souris P 47. Fox sno, à quatre heures et à 24 heures par rapport à la ligne de base. Cela suggère que la N-A-D-P-H oxydase est la source majeure de production d'espèces réactives de l'oxygène (ROS) dans les poumons après l'administration de XUS Sand.La production suivante d'espèces réactives de l'oxygène (ERO) a été évaluée dans le modèle de septicémie induite par CLP. La septicémie est un syndrome menaçant le pronostic vital, associé à une atteinte des organes terminaux, notamment une lésion pulmonaire aiguë et un syndrome de détresse respiratoire aiguë. Les lésions médiées par les ERO ont été considérées comme un facteur important favorisant la dysfonction multiviscérale induite par la septicémie.Comme le montre ce graphique, les ERO ont augmenté de manière significative au-dessus du thorax quatre heures après le CLP et au-dessus de l'abdomen 24 heures après le CLP chez les souris de type sauvage. Toutefois, les niveaux d'ERO chez les souris nulles pour P 47 Fox étaient similaires aux niveaux de base aux deux points temporels. Ces résultats montrent que la production d'ERO dans le modèle murin de sepsie induite par CLP dépend de la N-A-D-P-H oxydase.Enfin, l'imagerie bioluminescente a été utilisée pour détecter la production d'espèces réactives de l'oxygène (ROS) dans un modèle de lésion hépatique induite par le tétrachlorure de carbone. Contrairement aux modèles d'inflammation et de lésion décrits précédemment, la production de ROS dans l'abdomen était modérément accrue d'environ 35 % par rapport à la ligne de base chez les souris P 47, Fox nulles quatre heures après l'administration de tétrachlorure de carbone. Toutefois, l'ampleur de la production de ROS induite par le tétrachlorure de carbone était significativement plus élevée chez les souris de type sauvage que chez les souris P 47, Fox nulles.Ces données suggèrent que la génération de ROS, dépendante et indépendante de la NADPH oxydase contenant la protéine p47phox, se produit lors d'une atteinte hépatique aiguë induite par le chlorure de carte. L'image de bioluminescence a montré une augmentation du taux de ROS chez les souris de type sauvage par rapport aux souris p47phox. L'analyse chez les souris invalidées (knockout) a indiqué que la NADPH oxydase est une source majeure de production de ROS en réponse à un stimulus inflammatoire.Cette méthode offre une approche peu invasive permettant la surveillance en temps réel de la production d'ES au cours de l'inflammation in vivo.

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