Name: Procédure de Fabrication nanofibres biofonctionnelles (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-10T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 39 s
Description: Découvrez la fabrication de nanofibres biofonctionnelles par électrofilage pour la liaison spécifique aux protéines. Cette méthode combine polymérisation anionique et caractérisation par RMN pour des applications en biodétection.

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Ce travail a été soutenu par la NSF DRH-0630456, un programme NSF CREST et NSF est DMR-0934142.

1. Synthèse d&#39;α, ω-dihydroxy polymère [HO-PEO-P2MS-POE-OH] <ol><li> Assembler réacteur de polymérisation comme le montre la Figure 1. Le réacteur pour cette expérience sont constitués d&#39;un fond rond de 100 ml 2-cols ayant un joint extérieur cône standard (Chemglass), deux adaptateurs de contrôle d&#39;écoulement de robinets d&#39;arrêt (Chemglass), et une tige d&#39;agitation en téflon. Un adaptateur (Figure 1) a été utilisé pour garder ultra haute pureté (UHP) d&#39;azote circulant dans le système afin d&#39;éviter que l&#39;air et l&#39;humidité de pénétrer dans le système inerte. Adaptateur B (figure 1) a été utilisée pour injecter le solvant, le monomère et l&#39;initiateur dans le ballon réactionnel. </li><li> Sécher 200 ml de tétrahydrofurane (THF) sur le métal Na, en utilisant la benzophénone comme indicateur, pour un minimum de 6 heures sous atmosphère d&#39;azote sec. </li><li> Séchez 10 ml de 2-méthoxystyrène sur hydrure de calcium pendant 24 heures. </li><li> Préparer un bain froid maintenu à -78 ° C en utilisant une suspension d&#39;isopropanol unl&#39;azote liquide e. </li><li> Ajouter 25 ml de THF dans le ballon de réaction de polymérisation (voir figure 1) sous atmosphère d&#39;azote et de garder réacteur sous atmosphère d&#39;azote tout au long de la polymérisation. </li><li> Placer 100 ml flacon à fond rond en boue. </li><li> Ajouter 2 ml (0,27 mmol / ml) de la solution d&#39;amorceur dans le ballon réactionnel. </li><li> Injecter le premier monomère, 2-méthoxystyrène (4 ml) dans le flacon de réaction. </li><li> Laisser la réaction se poursuivre pendant 40 min. </li><li> Ajouter 1 ml de la deuxième monomère, de l&#39;oxyde d&#39;éthylène. </li><li> Permettre à la polymérisation de continuer à température ambiante pendant deux jours. </li><li> Terminez le polymère avec du HCl (6 M) / méthanol (1/20, v / v). </li><li> Purifier le polymère par précipitation dans l&#39;hexane et le polymère sec dans un four sous vide. </li><li> Caractériser le polymère par RMN. </li></ol> 2. La fonctionnalisation des α, ω-dihydroxy polymérisé avec l&#39;acide caproïque N-2 ,4-DNP-Ε-amino pour obtenir le Polym fonctionnelleer, CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP <ol><li> Dans un ballon à trois cols, placez le α, ω-dihydroxy polymère (0,05 mmol), l&#39;acide N-2 ,4-DNP-E-amino caproïque (0,25 mmol), de DCC (0,15 mmol) et de DMAP (0,005 mmol) et de sécher sur la ligne vide pendant 4 heures. </li><li> Distiller du dichlorométhane sec (10 ml) dans le flacon. </li><li> Relâchez le vide sous azote et remuer réaction pendant 12 heures à température ambiante. </li><li> Mélange réactionnel Filtrer et récupérer polymère par précipitation deux fois dans l&#39;hexane et le méthanol. </li><li> Sec précipité polymère dans une étuve sous vide à 40 ° C. </li><li> Déterminer la structure du polymère et de la fonctionnalité par FT-IR et RMN 1 H. </li></ol> 3. Préparation de la solution pour CDNP-PEO-P2MS-PEO-CDNP/SWCNT Électrofilage <ol><li> Dissoudre 20% en poids de CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP dans le chlorobenzène. </li><li> Dissoudre 20% en poids et 40% en poids de polystyrène (MW 800.000) dans du chlorobenzène pour préparer deux solutions. Plus polystyrène moléculaire est utilisé pour de pluse polymère à chaîne à chaîne enchevêtrement et obtenir la viscosité optimale requise pour électrofilage. </li><li> Mélanger les solutions de polymères préparés en 3.1 et 3.2 pour former 1:1 et 1:2 ratios des polymères et ajouter 1% en poids de nanotubes de carbone à paroi simple (SWCNT) au mélange et agitation pendant une nuit pour une répartition uniforme des nanotubes de carbone. </li></ol> 4. Électrofilage de polymère-CNT composite <ol><li> Assemblez le électrofilage mis en place comme le montre la figure 2. Sur le côté droit de la figure est la source de tension haute Glassman. A côté se trouve un statif sur lequel la plaquette de silicium est attaché. A gauche se trouve un autre statif sur lequel la seringue est monté et il est derrière la lampe pour la visualisation de la procédure telle qu&#39;elle progresse. </li><li> À l&#39;aide d&#39;une seringue hypodermique, retirer une petite quantité du mélange CDNP-PEO-P2MS-PEO-CDNP/polystyrene/SWCNT (environ 1 ml) et monter la seringue hypodermique sur le statif. </li><li> Une tranche de silicium est le monted face de la seringue en toute sécurité, à une distance de 10 cm, et la pince de masse de la source de haute tension est fixé à celui-ci. </li><li> Fixez le clip portant la haute tension à appliquer à l&#39;aiguille de la seringue, appuyer sur le piston un peu (de suspendre une goutte sur la pointe de l&#39;aiguille) et à ce stade, électrofilage est prêt. </li><li> Puissance de la source de haute tension et ajuster voltmètre à 10 kV. En fonction de la nature des polymères dans le composite, des tensions plus élevées peuvent être nécessaires, surtout si nanofibres de moins d&#39;une centaine de nanomètres de diamètre sont souhaitées. </li><li> Plaquette de silicium Démonter et le placer dans un dessiccateur pendant la nuit pour sécher complètement. </li></ol> 5. Caractérisation des nanofibres <ol><li> Imagerie initiale de nanofibres se fait au microscope optique pour observer la perspective globale des fibres. </li><li> Utiliser microscope électronique à balayage pour observer des détails plus fins comme la morphologie, le diamètre, la taille moyenne des pores, etc </li><li> Porterà l&#39;imagerie en outre avec un microscope à force atomique pour observer la topographie en 3-D des fibres, etc </li></ol> 6. Spécificité de liaison de nanofibres avec anti-DNP IgE protéines <ol><li> Préparer une solution de 4 ug / l marqué par fluorescence FITC-IgE (fluorescéine isothiocyanate-immunoglobuline E) dans du PBS-BSA (Phosphate Buffered Saline-albumine bovine sérique) solution. </li><li> Placer un petit morceau de galette de silicium sur laquelle il ya nanofibres sur une lamelle MatTek bien. Incuber les nanofibres dans cette solution pendant une heure. L&#39;incubation se fait en pipetant doucement sur, 10 ul IgE solution sur la plaquette de silicium. </li><li> Après incubation, éliminer non liée par lavage IgE échantillon trois fois avec la solution tampon PBS-BSA. La solution est distribuée PBS doucement sur la paroi de la cuvette MatTek, afin d&#39;éviter presser le tampon directement sur les nanofibres. Agiter le plat délicatement à la main, pour distribuer la solution tampon sur des nanofibres. Retirez délicatement un tampon avec une pipette et retourbe ceci deux fois plus. </li><li> Pour le contrôle, en nanofibres incuber IgG marqué par fluorescence (non spécifique pour DNP) dans les mêmes conditions. </li><li> Visualisez les fibres liées avec un microscope confocal pour observer la liaison avec les IgE. Pour notre étude, le microscope confocal Leica utilisé était TCS SP2 avec 63x de l&#39;objectif. </li></ol> 7. Courant-tension Comportement des nanofibres <ol><li class="jove_content"> Connectez deux positionneurs micro à une source de courant très faible comme le Keithley 6430 SourceMeter sensible. La mise en place pour déterminer le comportement de la tension actuelle est indiquée sur la figure 3. Cette figure montre la station de la sonde utilisée pour déterminer les caractéristiques initiales IV des nanofibres. Il est composé de l&#39;Bausch and Lomb MicroZoom Microscope, une scène vide Chuck, et quatre micropositionneurs utilisés dans le sondage. En haut à droite est l&#39;Agilent 34405A Multimètre numérique utilisé pour mesurer la tension et au-dessous qui est la<html> Keithley 6430 Sous-femtoampère compteur source éloignée utilisé à la source des courants faibles qui étaient entrées dans les fibres. </li><li class="jove_content"> Monter les tiges de sonde de micro-positionneurs sur le mat de fibres sur des côtés opposés de l&#39;extrémité touchant les fibres. </li><li class="jove_content"> Connectez deux autres positionneurs micro à un multimètre numérique, monter les bras de la sonde en entre les deux autres et débarquer les astuces sur le mat de fibres. Assurez-vous que les quatre conseils sont aussi colinéaires que possible. </li><li class="jove_content"> Entrée des quantités variables de courant de la Keithley (typiquement dans la gamme nA). </li><li class="jove_content"> Mesurer la chute de tension à travers les pointes extérieures, pour chaque amplitude du courant de source. </li><li class="jove_content"> Tracer ces valeurs indiquent le type de dispositif, le mat de fibres agit comme. </li></ol> 8. Les résultats représentatifs Polymères fonctionnels &quot;&gt; Procédé pour la synthèse d&#39;α, ω-bi [2,4-dinitrophényle caproïque] [poly (oxyde d&#39;éthylène)-b-poly (2-méthoxystyrène)-b-poly (oxyde d&#39;éthylène)] (-PEO-CDNP P2MS-POE-CNDP) est montré dans la figure 4. 1 La structure du polymère fonctionnel a été confirmé par FT-IR (Figure 5) et 500 MHz 1 H RMN (Figure 6). Le FT-IR montre la disparition totale de -OH absorption large autour de 3500 cm -1, indiquant fonctionnalisation quantitative avec le groupe CNDP. Ceci est également confirmé par le spectre RMN montre la figure 6. Utilisation de l&#39;intégration des pics dans le spectre RMN, il a été déterminé que le CNDP-PEO polymères-P2MS-POE-CNDP sont quantitativement fonctionnalisés. Nanofibres Dans la figure 7, un tapis de nanofibres conducteurs obtenus par électrofilage CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP / polystyrène / SWCNT du chlorobenzène est shpropre. Les images confocales obtenus ont montré que la protéine IgE se lie avec le DNP sur la surface de la fibre. 3 Il s&#39;agit d&#39;une indication de la spécificité de liaison de électrofilées DNP-polymères en vue d&#39;anticorps IgE. L&#39;intensité de la lumière est un indicateur de la présence d&#39;IgE sur les nanofibres que la protéine est étiqueté par fluorescence. Figure 8a est un AFM (Atomic Force Microscope) l&#39;image de l&#39;un des nanofibres obtenues par ce procédé et la figure 8b montre la dimension de ce nanofibres particulier est d&#39;environ 150 nm de diamètre. Par ce procédé, les fibres entre 100-700 nm sont obtenues. A cette heure, il est difficile de préparer des fibres avec une dimension spécifique. Ceci est cohérent avec ce qui est observé par d&#39;autres groupes. 4 Figure 9 montre des images de microscopie électronique à balayage CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP / polystyrène / SWCNT nanofibres et le diamètre des nanofibres étaient entre 200 nm et 300 nm. Il ya trois SEM des images des nanofibers montré à différents grossissements. Étude des trois images montre la morphologie des fibres sont linéaires et de perles. L&#39;objectif général est de préparer des fibres qui sont la plupart du temps linéaire. La figure 10 montre le graphique IV de tapis de nanofibres préparés à partir de CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP / polystyrène / SWCNT. Le graphique montre le comportement d&#39;une résistance (ohmique). Lorsque l&#39;antigène est lié aux nanofibres, nous nous attendons à voir un changement dans le comportement IV du mat de fibres que ce changement de résistance est une caractéristique qui donne à penser que les fibres fonctionnelles ont des applications potentielles comme composant actif dans les capteurs pour la détection de molécule unique . <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4135/4135fig1.jpg" /> Figure 1. Réacteur de polymérisation pour la synthèse de l&#39;α, ω-dihydroxy polymère. A) le point d&#39;injection de l&#39;azote gazeux de débit UHP. B. Point d&#39;injection) pour le solvant, un monomère, et un initiateur. C) La réaction récipient. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/4135/4135fig2.jpg" /> Figure 2. Configuration utilisée pour électrofilage l&#39;aide d&#39;une source de tension élevée Glassman. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/4135/4135fig3.jpg" /> Figure 3. Configuration utilisée pour mesurer les parcelles IV à l&#39;aide d&#39;un sous-femtoampère distance SourceMeter (Keithley). <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/4135/4135fig4.jpg" /> Figure 4. Une approche). Synthétique pour la préparation OH-PEO-P2MS-POE-OH polymères. B) Fonctionnalisation de α, ω-dihydroxy [poly (oxyde d&#39;éthylène)-b-poly (2-méthoxystyrène)-b-poly (oxyde d&#39;éthylène)]. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/4135/4135fig5.jpg" /> Figure 5. FT-IR de (A) OH-PEO-P2MS-POE-OH, précurseur de CDNP-PEO-P2MS-PEO-CDNP et (B) CDNP-PEO-P2MS-PEO-CDNP. <img alt="Figure 6"src = &quot;/ files/ftp_upload/4135/4135fig6.jpg&quot; /&gt; Figure 6. 500 MHz RMN du proton du CNDP-POE-P2MS-POE-CNDP. <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/4135/4135fig7.jpg" /> Figure 7. A l&#39;image) La liaison de FITC-IgE avec CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP fibres électrofilées de chlorobenzène. B) Image au microscope confocal de la commande (nanofibres avec IgG). <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/4135/4135fig8.jpg" /> Figure 8. A l&#39;image) de l&#39;AFM CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP fibres électrofilées de chlorobenzène et B) AFM profil soit la dimension d&#39;une fibre montré sur la figure 5a. <img alt="Figure 9" src="/files/ftp_upload/4135/4135fig9.jpg" /> Figure 9. Images MEB de CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP / polystyrène / SWCNT nanofibres. <img alt="Figure 10" src="/files/ftp_upload/4135/4135fig10.jpg"/&gt; Figure 10. Parcelle IV de tapis de nanofibres préparés à partir de CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP / polystyrène / SWCNT.

<ol><li>Sannigrahi, B., Sil, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+and+Characterization+of+%CE%B1%2C%CF%89-bi%5B2%2C4-dinitrophenyl+%28DNP%29%5D+poly%282-methoxystyrene%29+Functional+Polymers.+Preliminary+Evaluation+of+the+Interaction+of+the+Functional+Polymers+with+RBL+Mast+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Macromolecular+Science%2C+Part+A%22%5BJournal%5D)">Synthesis and Characterization of α,ω-bi[2,4-dinitrophenyl (DNP)] poly(2-methoxystyrene) Functional Polymers. Preliminary Evaluation of the Interaction of the Functional Polymers with RBL Mast Cells.</a> Journal of Macromolecular Science, Part A. 45, 664-671 (2008).</li>
<li>Gordon, K., Sannigrahi, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+Optically+Active+Helical+Poly%282-methoxystyrene%29.+Enhancement+of+HeLa+and+Osteoblast+Cell+Growth+on+Optically+Active+Helical+Poly%282-methoxystyrene%29+Surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomaterials+Science%22%5BJournal%5D)">Synthesis of Optically Active Helical Poly(2-methoxystyrene). Enhancement of HeLa and Osteoblast Cell Growth on Optically Active Helical Poly(2-methoxystyrene) Surfaces.</a> Journal of Biomaterials Science. 2, 2055-2072 (2009).</li>
<li>Baird, E. J., Holowka, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+Effective+Poly%28Ethylene+Glycol%29+Architectures+for+Specific+Inhibition+of+Immune+Receptor+Activation%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Highly Effective Poly(Ethylene Glycol) Architectures for Specific Inhibition of Immune Receptor Activation.</a> Biochemistry. 2, 12739-12748 (2003).</li>
<li>Ramakrisna, S., Fugihara, K., Lim, W. -E., Ma, Z. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRamakrisna%2C+S+%22Introductions+to+Electrospinning+and+Nanofibers%22">Introductions to Electrospinning and Nanofibers</a>. , World Sceintific. (2005).</li>
<li>Kameoka, J., Craighead, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+Oriented+Polymeric+Nanofibers+on+Planar+Surfaces+by+Electrospinning%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Physics+Letters%22%5BJournal%5D)">Fabrication of Oriented Polymeric Nanofibers on Planar Surfaces by Electrospinning.</a> Applied Physics Letters. 83, 371-3773 (2003).</li>
<li>Ramakrishna, S., Lala, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polymer+Nanofibers+for+Biosensor+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Topics+in+Applied+Physics%22%5BJournal%5D)">Polymer Nanofibers for Biosensor Applications.</a> Topics in Applied Physics. 109, 377-392 (2007).</li>
<li>Reuven, D., Sil, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Archetypical+Conductive+Polymer+Structure+for+Specific+Interaction+with+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Macromolecular+Science+Part+A%3A+Pure+and+Applied+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Archetypical Conductive Polymer Structure for Specific Interaction with Proteins.</a> Journal of Macromolecular Science Part A: Pure and Applied Chemistry. , Forthcoming (2012).</li>
<li>Ogunro, O., Karunwi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chiral+Asymmetry+of+Helical+Polymer+Nanowire%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physical+Chemistry+Letters%22%5BJournal%5D)">Chiral Asymmetry of Helical Polymer Nanowire.</a> The Journal of Physical Chemistry Letters. 1, 704-707 (2010).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Dans ce rapport, nous avons présenté une approche puissante pour la préparation de nanofibres biofonctionnels. Les nanofibres sont décorées à un groupe fonctionnel qui est spécifique à une protéine modèle. La procédure et l&#39;approche rapportés dans la présente communication est de nature générale et peuvent être utilisés pour préparer des nanofibres décorées avec un groupe fonctionnel désiré. La polymérisation anionique vivante est une méthode puissante pour synthétiser des structures polymères contrôlées de façon co...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> Métal sodium </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 282065 </td></tr><tr><td> Benzophenone </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 239852 </td></tr><tr><td> 2-méthoxystyrène </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 563064 </td></tr><tr><td> Tétrahydrofurane </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 178810 </td></tr><tr><td> Chlorobenzène </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 319996 </td></tr><tr><td> Simple paroi NTC </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 704113 </td></tr><tr><td> Polystyrène </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 81416 </td></tr><tr><td> Plaquettes de silicium </td><td> Silicon Quest Int&#39;l </td><td> 720200 </td></tr><tr><td> Zeiss FESEM </td><td> Carl Zeiss Inc </td><td> Ultra 60 </td></tr><tr><td> Probestation avec Bausch &amp; Lomb MicroZoom II Microscope haute performance </td><td> Bausch et Lomb </td><td></td></tr><tr><td> Leica Système confocal à balayage </td><td> Leica Microsystems </td><td> TCS SP2 </td></tr><tr><td> Sous-femtoampère SourceMeter à distance </td><td> Keithley Instruments </td><td> 6430 </td></tr><tr><td> Autoranging multimètre numérique </td><td> Keithley Instruments </td><td> 175A </td></tr><tr><td> Pompe à seringue </td><td> Chemyx Inc </td><td> Fusion 200 </td></tr><tr><td> Zeiss Microscope optique </td><td> Carl Zeiss Inc </td><td> Zeiss / Axiotech </td></tr></tbody></table>

procédure de fabrication nanofibres biofonctionnelles

Procedure for Fabricating Biofunctional Nanofibers

Électrofilage est un procédé de traitement efficace pour la préparation de nanofibres décorées avec des groupes fonctionnels. Nanofibres décorées avec des groupes fonctionnels peuvent être utilisées pour étudier les interactions matériau-biomarqueurs dire agissent en tant que biocapteurs ayant un potentiel en tant que détecteurs de molécules uniques. Nous avons développé une approche efficace pour la préparation de polymères fonctionnels où la fonctionnalité a la capacité de se lier spécifiquement avec une protéine modèle. Dans notre système modèle, le groupe fonctionnel est le 2,4-dinitrophényle (DNP) et la protéine est anti-DNP IgE (immunoglobuline E). Le polymère fonctionnel, α, ω-bi [2,4-dinitrophényle caproïque] [poly (oxyde d&#39;éthylène)-b-poly (2-méthoxystyrène)-b-poly (oxyde d&#39;éthylène)] (CDNP-PEO-P2MS-PEO- CDNP), est préparé par polymérisation anionique vivante. L&#39;amorceur bifonctionnel utilisé dans la polymérisation est préparé par réaction de transfert d&#39;électrons de α-méthylstyrène et de potassium (miroir) en métal. Le monomère 2-méthoxystyrène on ajouted&#39;abord à l&#39;initiateur, suivi par l&#39;addition du deuxième monomère, de l&#39;oxyde d&#39;éthylène, et finalement le polymère vivant a été arrêtée par le méthanol. L&#39;α, ω-dihydroxy polymère [HO-PEO-P2MS-POE-OH] a été mis à réagir avec de l&#39;acide caproïque N-2 ,4-DNP-amino-∈, par couplage DCC, conduisant à la formation d&#39;α, ω-bi [ 2,4-dinitrophenylcaproic] [poly (oxyde d&#39;éthylène)-b-poly (2-méthoxystyrène)-b-poly (oxyde d&#39;éthylène)] (CDNP-PEO-P2MS-PEO-CDNP). Les polymères ont été caractérisés par FT-IR, RMN 1 H et chromatographie sur gel perméable (GPC). Les distributions de poids moléculaire des polymères étaient étroites (1.1-1.2) et de polymères de poids moléculaire supérieur à 50.000 a été utilisée dans cette étude. Les polymères sont des poudres jaunes et solubles dans le tétrahydrofuranne. Soluble dans l&#39;eau CDNP-POE-P2MS-POE-CNDP / DMEG (glycol dimethoxyethylene) se lie et réalise contraignant l&#39;état d&#39;équilibre avec une solution d&#39;IgE en quelques secondes. Poids moléculaire plus élevé (c.-à-insoluble dans l&#39;eau environ 50.000) EURP-SP-P2MS-PEO-CDNP polymères, contenant 1% de nanotubes de carbone à paroi (SWCNT) ont été transformés en nanofibres électroactifs (100 nm à 500 nm de diamètre) sur substrat de silicium. Spectroscopie de fluorescence montre que les IgE anti-DNP interagit avec les nanofibres en se liant avec les groupes fonctionnels DNP décorer les fibres. Ces observations suggèrent que nanofibres fonctionnalisés de manière appropriée prometteuses pour développer dispositif de détection de biomarqueurs.

Une approche efficace pour la préparation de nanofibres décorées avec des groupes fonctionnels capables d&#39;interagir spécifiquement avec les protéines est décrit. La première approche nécessite la préparation d&#39;un polymère fonctionnalisé avec le groupe fonctionnel approprié. Le polymère fonctionnel est fabriqué en nanofibres par électrofilage. L&#39;efficacité de la fixation des nanofibres avec une protéine est étudiée par microscopie confocale.

Procédure de Fabrication nanofibres biofonctionnelles

L'électrofilage est une méthode de transformation efficace pour la préparation de nanofibres décorées de groupements fonctionnels. Les nanofibres décorées de groupements fonctionnels ...

L'objectif général de cette procédure est de préparer des nanofibres décorées de groupes fonctionnels. Tout d'abord, synthétisez un copolymère bloc de deux méthoxystyrènes et d'oxyde d'éthylène par polymérisation ionique, puis caractérisez-le par spectroscopie RMN du proton. Ensuite, électrofilerez la solution du polymère fonctionnel et du nanotube à paroi unique en une nanofibre composite.Ensuite, déterminez le comportement en tension du courant des nanoﬁbrilles après qu'elles aient été exposées à la protéine IgE E. En définitive, la combinaison de l'ANI et d'une polymérisation vivante avec l'électroﬁlature peut produire des nanoﬁbrilles décorées de groupes fonctionnels capables de se lier à des protéines spécifiques. Dans cette approche de fabrication de nanoﬁbrilles biofonctionnelles, une polymérisation vivante permet la synthèse aisée de polymères biofonctionnels aux masses moléculaires contrôlées. Par ailleurs, la technique d'électroﬁlature permet l'obtention de nanoﬁbrilles décorées de groupes fonctionnels, qui peuvent interagir spécifiquement avec des protéines.Cette méthode peut fournir des informations précieuses en matière de diagnostics médicaux. Elle peut également être appliquée à d'autres systèmes, comme la surveillance de n'importe quelle molécule unique souhaitée dans l'environnement, en intégrant des nanofibres fonctionnelles dans les vêtements, les automobiles, etc. Can I Poly exige des conditions extrêmement rigoureuses. Cette vidéo devrait vous aider à maîtriser les manipulations nécessaires à la synthèse d'un polymère et au traitement ultérieur en nanofibre. Utilisez la benzophénone comme indicateur de dessiccation pour déshydrater 200 millilitres de tétrahydrofuranne sur du sodium métallique sous atmosphère d'azote anhydre.Sécher également 10 millilitres de deux méthoxy styrène sur l'hydrure de calcium pendant 24 heures. Pour le réacteur de polymérisation. Pour cette réaction, préparer un bain à température froide maintenu à moins 78 degrés Celsius à l'aide d'un mélange d'isopropanol et d'azote liquide.Assemblez un ballon à fond rond de 100 millilitres à col unique muni d'une embase conique normalisée. Deux adaptateurs de contrôle de débit équipés de robinets et une tige d'agitation en téflon traversent tout le dispositif de réaction. Utilisez de l'azote de pureté ultrélevée afin d'assurer l'inertie du système.Ajouter 25 microlitres de THF dans le flacon de réaction de polymérisation. Ensuite, ajouter deux millilitres de la solution d'amorceur. Puis, injecter quatre millilitres du premier monomère et laisser la réaction se dérouler pendant 40 minutes.Ajoutez maintenant un millilitre du deuxième monomère pour une polymérisation à température ambiante pendant deux jours, puis terminez la polymérisation à l’aide d’acide chlorhydrique six molaire et de méthanol. Ensuite, pour purifier le polymère, précipitez-le dans l’hexane et séchez-le dans une étuve sous vide, puis procédez à la caractérisation du polymère par RMN. Placez les réactifs de couplage dans un ballon à trois cols et séchez-les sur une ligne sous vide pendant quatre heures.Ensuite, injecter 10 millilitres de dichlorométhane anhydre dans le flacon sous azote. Laisser le mélange réagir sous agitation pendant 12 heures à température ambiante.Filtrer le mélange réactionnel pour récupérer le précipité polymérique, puis précipiter deux fois dans l'hexane et le méthanol, sécher le polymère précipité dans une étuve sous vide à 40 degrés Celsius. Enfin, déterminer la structure et la fonctionnalité du polymère par FTIR et RMN du proton. Dissoudre 20 % du polymère fonctionnalisé dans le chlorobenzène.Préparez maintenant deux solutions de polystyrène dans le chlorobenzène. Le polystyrène de poids moléculaire plus élevé est utilisé pour améliorer l'enchevêtrement du polymère et obtenir la viscosité optimale requise pour l'électrofilage. Mélangez les solutions de polymère pour former des rapports un à un et un à deux des polymères.Ensuite, ajouter 1 % de nanotubes de carbone monoparois au mélange et agiter toute la nuit. Assembler l'appareil d'électrofilage avec une source de haute tension Glassman, une plaquette de silicium, une seringue ou une pompe à seringue chimique, et une lampe pour visualiser le procédé. Au fur et à mesure, prélever une petite quantité de la solution polymère de swc NT dans une seringue hypodermique et monter la seringue hypodermique.Maintenant, fixez la pince portant la haute tension à appliquer sur l'aiguille de la seringue. Pour commencer l'électrofilage, mettez sous tension la source de haute tension et réglez le voltmètre à 10 kilovolts. Ensuite, commencez à pousser le piston de la seringue.En fonction de la nature des polymères présents dans le composite, des tensions plus élevées peuvent être nécessaires, particulièrement si l'on souhaite obtenir des nanoﬁbres de moins de cent nanomètres. Démontez la plaquette de silicium et séchez-la complètement dans un dessiccateur pendant toute une nuit. Pour observer l'aspect général des nanoﬁbres, commencez par acquérir une image à l'aide d'un microscope optique.Ensuite, utilisez un microscope électronique à balayage pour observer des détails plus fins, tels que la morphologie, le diamètre et la taille moyenne des pores. Des images supplémentaires obtenues au microscope à force atomique vous permettent d'observer la topographie 3D des nanofibres. Placez un petit morceau de tranche de silicium sur lequel se trouvent des nanofibres sur un tapis tech.Couvrir la lame. Ajouter 10 microlitres d'anticorps marqué au fluorochrome et incuber pendant une heure. Rincer trois fois avec une solution P-B-S-B-S-A en dispensant délicatement la solution sur la paroi de la boîte Mat Tech, en agitant doucement la boîte à la main, puis en éliminant le tampon à l’aide d’une pipette afin d’observer la liaison avec l’IgE. Les fibres sont visualisées par microscopie confocale.Une station de mesure typique utilisée pour déterminer les caractéristiques initiales courant-tension des nanofibres se compose d'un microscope ABOs et d'un objectif de zoom microscopique, d'une platine à préhenseur sous vide pour micro-positionneurs, d'un multimètre pour les mesures de tension et d'un générateur-mesureur de courant pour l'injection d'un faible courant dans les fibres. Tout d'abord, reliez deux micro-positionneurs à une source de très faible courant, puis fixez les bras de sonde des micro-positionneurs au-dessus du tapis de fibres, de chaque côté, de manière à ce que leurs pointes entrent en contact avec les fibres. Ensuite, reliez deux autres micro-positionneurs à un multimètre numérique.Montez les bras de la sonde entre les deux autres et posez les pointes sur le matelas de fibres. Veillez à ce que les quatre pointes soient aussi colinéaires que possible. Appliquez des intensités variables, généralement dans la gamme des nanoampères.Mesurez maintenant la chute de tension aux extrémités externes pour chaque intensité de courant délivrée. Procédez ensuite à la création de graphiques courant-tension et déterminez le type de dispositif caractérisé par la nappe de fibres. Dans cette méthode, le polymère fonctionnel de DNP est préparé par polymérisation vivante ionique.L'initiateur fonctionnel D utilisé dans la polymérisation est préparé par une réaction de transfert d'électrons. Au cours du processus, un monomère de styrène diméthoxy est ajouté à l'initiateur, suivi du second monomère, l'oxyde d'éthylène. Enfin, la polymérisation vivante est arrêtée par le méthanol.La structure du polymère fonctionnel est confirmée par spectroscopie FTIR et RMN. L'analyse FTIR montre la disparition complète de l'absorption large caractéristique du groupe OH, indiquant une fonctionnalisation quantitative par le groupe CDNP. L'intégration des pics dans le spectre de RMN détermine que les polymères sont fonctionnalisés de manière quantitative.Les polymères sont ensuite fonctionnalisés par couplage au DCC afin d'incorporer des groupements DNP fonctionnels dans ce tapis de nanofibres conductrices ; la spécificité de liaison des polymères DNP électrofilés vis-à-vis de l'anticorps IgE est démontrée par fluorescence. Typiquement, une image de nanofibre observée au microscope à force atomique permet de mesurer les dimensions des nanofibres. Les images de MEB indiquent que les morphologies de ces fibres sont linéaires et perlées.L'objectif général est de préparer des fibres principalement linéaires. Un tracé courant-tension de nappes de nanofibres présente un comportement ohmique d'une résistance lorsque l'antigène se lie aux nanofibres. Une variation de la résistance suggère que les fibres fonctionnelles pourraient être utilisées comme composant actif dans des capteurs destinés à la détection de molécules uniques.Travailler avec des solvants tels que le tétrahydrofuran, le dichlorométhane, le chlorobenzène et le diméthylsulfoxyde peut être extrêmement dangereux ; prenez donc les précautions appropriées. Cette approche peut être réalisée en cinq jours. Cela inclut la synthèse et la caractérisation du polymère ainsi que la fabrication et la caractérisation de matériaux non fibreux.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler que la polymérisation est sensible aux impuretés du produit. J'espère que vous avez apprécié la vidéo et bonne chance avec les expériences.

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