Name: Limagerie moléculaire à la cible transplanté des cellules progénitrices musculaires (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-27T08:54:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: Découvrez une méthode d'imagerie moléculaire non invasive pour évaluer la transplantation de myoblastes utilisant un gène rapporteur trifusion et l'imagerie de bioluminescence chez la souris MDX dystrophique.

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Les auteurs tiennent à remercier Sanjiv Gambhir pour le don du gène rapporteur fluc/mrfp/sr39tk. Ce travail a été financé par le Réseau de cellules souches (RCS) du Canada et la Fondation Journey Le Jesse.

1. Entretien et Propagation de myoblastes C2C12 <ol><li> Plaque de myoblastes C2C12 dans un flacon de 75 cm2 et maintenir les cellules dans le sérum glucose à haute Dulbecco modifié Eagle (HG-DMEM) supplémenté avec du sérum de veau fœtal (SVF) à une concentration finale de 10%. Ne laissez pas les cellules à devenir confluentes, à tout moment, car cela appauvrissent la population myoblastique. Milieu doit être changé tous les autre billet journée:. Moyennes toujours chaude à 37 ° C dans un bain d&#39;eau avant de l&#39;utiliser. </li><li> Lorsque les myoblastes à environ 80% de confluence, les cellules de passage à un nouveau flacon. Aspirer milieu de culture. Laver les cellules avec 4-5 ml solution saline équilibrée de Hanks (HBSS) pour éliminer toute trace de milieu de culture qui contient la trypsine-inhibiteur du sérum. Rincer brièvement la couche cellulaire avec 2-3 ml 0,25% (p / v) une solution de trypsine-EDTA pour dissocier les myoblastes adhérentes de la fiole. Aspirer la trypsine et la fiole dans l&#39;étuve à 37 ° C pendant 5 min. </li><li> Pendant cette incubationtion, de préparer un nouveau flacon de 9 ml de HG-DMEM/10% de FBS à moyen terme. Après trypsinisation, ajouter 10 ml de milieu complet pour cellules et pipettes 4-5 fois pour assurer la collecte de toutes les cellules dans le milieu. Ajouter 1 ml de suspension cellulaire dans le ballon et incuber à nouveau 5% de CO 2 à 37 ° C. </li></ol> 2. Transfection des cellules C2C12 <ol><li> Une fois que les cellules ont atteint 50% de confluence, transfecter selon les instructions du fabricant de Invitrogen. En bref, mélanger 90 ul de réactif Lipofectamine 2000 avec 4,5 ml d&#39;OPTI-MEM moyenne. Dans un autre tube, mélanger 36 mg CMV-trifusion ADN du gène rapporteur avec 4,5 ml d&#39;OPTI-MEM. Flick chaque tube de combiner et attendre 5 min. Mélanger le contenu des deux tubes, mélanger délicatement et incuber à température ambiante pendant trente minutes exactement. Remarque: Un second ballon devrait également être mis en place pour les cellules non transfectées qui ne reçoivent Lipofectamine et OPTI-MEM pour servir de témoin négatif. </li><li> Retirer moyen de cellules C2C12 et ajouter 15,5ml de milieu frais HG-DMEM/10% de FBS. Ajouter milieu de transfection pour amener le volume total à 20 ml. </li><li> Laisser les cellules à transfecter nuit pendant au moins 20 h à 37 ° C. </li><li> Le lendemain, aspirer milieu de transfection et ajouter 10 ml HG-DMEM/10% de FBS. </li><li> Voir les cellules sous un microscope inversé fluorescent. Capturer à la fois en champ clair et rouges des images de fluorescence (en utilisant un cube TRITC filtre; RDRF ex / em: 584/607 nm). Compter le nombre de cellules exprimant la DP-vues en fluorescence divisé par le nombre total de cellules vues sous un champ prometteur pour plusieurs champs de vision afin de générer efficacité de la transfection. </li></ol> 3. Évaluation de la cellule de survie / MTT Assay <ol><li> Un jour avant la transfection, plaque de 1x10 5 cellules C2C12 dans chaque puits d&#39;une plaque de 24 puits. Les cellules doivent être étalées dans 500 volumes ul dans HG-DMEM/10% de FBS. </li><li> Le lendemain, les myoblastes transfecter nuit comme décrit précédemment. Suivez les recommandations du fabricant pour la transfection Reagenvolumes t pour une plaque de 24 puits. Incuber un ensemble de puits avec Lipofectamine uniquement (pas d&#39;ADN) comme témoin. Voir les cellules en fluorescence afin de s&#39;assurer que la transfection adéquate s&#39;est produite. </li><li> Retirer milieu de transfection et de myoblastes incuber avec 5 mg / ml thiazolyle tétrazolium (MTT) en HG-DMEM/10% de FBS. Ajouter D-luciférine à huit des puits transfectées, et incuber à 37 ° C pendant quatre heures. </li><li> Éliminer le milieu des puits. Solubiliser bleu cristaux de formazan en ajoutant 180 pl d&#39;isopropanol à chaque puits. Agiter à 37 ° C pendant 15 min. </li><li> En évitant toute solution de la pipette précipité, dans une plaque à 96 puits et lire l&#39;absorbance à 575 nm. </li></ol> 4. Préparation de myoblastes pour transplantation <ol><li> Éliminer le milieu, laver avec du HBSS myoblastes, cellules et trypsiniser comme indiqué en 1.1. </li><li> Remettre en suspension les cellules dans 4 ml de milieu complet. </li><li> En utilisant un hémocytomètre, compter les cellules de générer des volumes contenant 10 6 myoblastes. Pipette volume dans des microtubes de 1,5 ml stériles. Avec une efficacité de transfection d&#39;environ 10%, ces valeurs indiquent que 100.000 cellules exprimant la luciférase sont détectables sur le scanner GE ExploreOptix après la greffe. </li><li> Atteindre un volume d&#39;injection final de 15 ul, contenant 10 6 cellules C2C12. Si nécessaire, centrifuger microtubes à 2.000 tours par minute pendant une minute. Aspirer soigneusement le surnageant avec une pipette. Remettre en suspension les cellules dans 15 ul de DMEM dépourvu HG-FBS. </li></ol> 5. Implantation de cellules <ol><li> Anesthésier la souris avec 2% d&#39;isoflurane / 2% O 2. Pluck les poils de la région dorsale des pattes postérieures. Maintenir l&#39;anesthésie à l&#39;isoflurane 1,5% / 2% O 2. </li><li> Veiller à ce que myoblastes C2C12 sont bien suspendues. Avec la souris en position couchée, prolonger la patte arrière et utiliser une seringue à insuline à injecter des cellules directement dans le chef latéral du muscle gastrocnémien à un angle de 30 °. Injecter myoblastes transfectés dans le membre postérieur droit et non transfectées int myoblasteso le controlatérale (à gauche) des membres postérieurs. </li><li> Effectuez un balayage bioluminescence de base: Transférez rapidement la souris à l&#39;étape du scanner optique, la pose de la souris dans une position couchée. Branchez la ligne d&#39;anesthésie. Pour garantir la souris reste anesthésié, une deuxième personne doit être présente pour brancher la ligne anesthésie tandis que les autres endroits de l&#39;animal dans le scanner. </li><li> Doucement prolonger la patte arrière de sorte que la zone d&#39;injection est visible. Membres de bandes arrières en place avec un adhésif doux comme du ruban médical. </li><li> Fermer la chambre et faire en sorte que la lumière ne peut accéder à l&#39;intérieur du scanner, car cela augmente le signal d&#39;arrière-plan détecté. Le scanner doit être réglé sur les paramètres inclus dans les instructions de votre fabricant pour l&#39;imagerie par bioluminescence. En particulier, assurez-vous «pas de laser&quot; est sélectionné. </li><li> Dessinez une région d&#39;intérêt (ROI) autour de la zone de balayage plumé et de départ. </li></ol> 6. L&#39;injection de substrat Fluc, D-luciférine, en souris mdx &lt;ol&gt; <li> Alors que la souris est anesthésié par voie intrapéritonéale injecter 150 mg / kg de substrat de luciférase de luciole, D-luciférine (à partir de 40 mg / ml de solution concentrée, constituée selon les instructions du fabricant). </li><li> Récupérer la souris et permettent une durée de 15 min avant de préparer l&#39;absorption de la souris pour le cycle suivant. </li></ol> 7. BLI à la cible Luc exprimant PPM Après l&#39;implant dans les modèles murins de la DMD <ol><li> Après la période d&#39;absorption, anesthésier la souris à nouveau, comme décrit au paragraphe 5.1. </li><li> Transférer la souris vers le dispositif de balayage optique et d&#39;effectuer un autre balayage bioluminescence de la même manière que le balayage de fond. </li><li> Même si une période de 20 min absorption devrait fournir l&#39;intensité du signal maximal, une analyse a posteriori peut être effectuée. </li><li> A l&#39;issue de l&#39;acquisition d&#39;image, sacrifiez la souris selon les lignes directrices établies par votre animal institutionnel du Comité d&#39;éthique et le Conseil canadien de protection des animaux (CCPA). Isoler les muscles des membres postérieurs et lieu immédiatement in formol à 10% de fixer pour l&#39;encastrement de paraffine. Effectuer la coloration immunohistochimique pour la luciférase pour confirmer l&#39;injection intramusculaire de myoblastes. </li></ol>

<ol><li>Emery, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+muscular+dystrophies%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">The muscular dystrophies.</a> Lancet. 359, 687-695 (2002).</li>
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<li>Sicinski, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+molecular+basis+of+muscular+dystrophy+in+the+mdx+mouse%3A+a+point+mutation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The molecular basis of muscular dystrophy in the mdx mouse: a point mutation.</a> Science. 244, 1578-1580 (1989).</li>
<li>Mattson, M. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMattson%2C+MP+%22Pathogenesis+of+neurodegenerative+disorders.+In%3A+Contemporary+neuroscience%22">Pathogenesis of neurodegenerative disorders. In: Contemporary neuroscience</a>. X, Humana. Totowa, NJ. 294(2001).</li>
<li>Andersson, J. E., Bressler, B. H., Ovalle, W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+regeneration+in+hind+limb+skeletal+muscle+of+the+mdx+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Muscle+Res.+Cell+Motil%22%5BJournal%5D)">Functional regeneration in hind limb skeletal muscle of the mdx mouse.</a> J. Muscle Res. Cell Motil. 9, 499-515 (1988).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Dans cette étude, nous avons décrit une rapide et fiable imagerie moléculaire, l&#39;approche gène rapporteur de myoblastes cibles non invasive / PPM après la transplantation. Bien que cette étude démontre la localisation à court terme des pays partenaires méditerranéens transplantés via bioluminescense imagerie (BLI), la manière dont les cellules sont ciblées peuvent, en effet, être facilement appliquée à une évaluation longitudinale de la prise de greffe des cellules, grâce à l&#39;implantation de ce...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> Myoblastes C2C12 </td><td> ATCC </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Eagle modifié par Dulbecco à moyen </td><td> Life Technologies </td><td> 12800-017 </td><td></td></tr><tr><td> sérum de veau fœtal </td><td> Life Technologies </td><td> 12483020 </td><td></td></tr><tr><td> 0,25% de trypsine-EDTA </td><td> Life Technologies </td><td> 25200-72 </td><td></td></tr><tr><td> Solution saline équilibrée de Hanks </td><td> Sigma Aldrich </td><td> H6648 </td><td></td></tr><tr><td> Lipofectamine 2000 </td><td> Life Technologies </td><td> 11668-019 </td><td></td></tr><tr><td> Nikon Eclipse TE2000-5 </td><td> Nikon Instruments Europe BV </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Xenolight D-luciférine </td><td> PerkinElmer </td><td> 122796 </td><td> 40 mg / ml dans du PBS </td></tr></tbody></table>

l&#39;imagerie moléculaire à la cible transplanté des cellules progénitrices musculaires

Molecular Imaging to Target Transplanted Muscle Progenitor Cells

Dystrophie musculaire de Duchenne (DMD) est une maladie grave maladie neuromusculaire héréditaire qui touche 1 personne sur 3.500 garçons, et est caractérisée par une dégénérescence progressive des muscles 1, 2. Chez les patients, la capacité des résidents cellules satellites du muscle (SC) pour régénérer fibres musculaires endommagées devient de plus en plus inefficace 4. Par conséquent, la transplantation de cellules souches musculaires (PPM) / myoblastes chez des sujets sains est une approche thérapeutique prometteuse pour la DMD. Une limitation majeure à l&#39;utilisation de la thérapie de cellules souches, cependant, est le manque de technologies d&#39;imagerie fiables pour suivi à long terme des cellules implantées, et pour en évaluer l&#39;efficacité. Ici, nous décrivons un non-invasive et en temps réel approche pour évaluer le succès de la transplantation de myoblastes. Cette méthode tire parti d&#39;un gène rapporteur de fusion unifié composé de gènes (la luciférase de luciole [fluctuations], la protéine fluorescente rouge monomère [RDRF] et SR39 thymidine kinase [sr39tk]) dont expression peut être visualisé avec différentes modalités d&#39;imagerie 9, 10. Une variété de modalités d&#39;imagerie, y compris par émission de positons (TEP), émission à photon unique tomographie (SPECT), imagerie par résonance magnétique (IRM), l&#39;imagerie optique et haute fréquence 3D échographie sont maintenant disponibles, chacune avec des avantages et des limites 11. Bioluminescence d&#39;imagerie (BLI) des études, par exemple, ont l&#39;avantage d&#39;être relativement peu coûteuse et à haut débit. C&#39;est pour cette raison que, dans cette étude, nous nous servons de la luciférase de luciole (fluctuations) séquence du gène rapporteur contenue dans le gène de fusion et l&#39;imagerie par bioluminescence (BLI) pour la localisation à court terme des myoblastes C2C12 viables suite à une implantation dans une souris modèle de la DMD (dystrophie musculaire sur le chromosome X [mdx] souris) 12-14. Surtout, BLI nous fournit un moyen d&#39;examiner la cinétique de PPM étiquetés post-implantation, et sera utile pour suivre les cellules de façon répétée sur time et après la migration. Notre approche gène rapporteur permet en outre de nous de fusionner plusieurs modalités d&#39;imagerie dans un unique sujet vivant; étant donné la nature tomographique, fine résolution spatiale et sa capacité à évoluer jusqu&#39;à plus grands animaux et les humains 10,11, PET constituera la base des travaux futurs que nous suggèrent peut faciliter la traduction rapide des méthodes mises au point dans les cellules à des modèles précliniques et aux applications cliniques.

À 50-60% de confluence, myoblastes C2C12 ont été transitoirement transfectées avec le gène de fusion susmentionné construction reporter composé de la luciférase de luciole [fluctuations], la protéine fluorescente rouge monomère [RDRF] et SR39 thymidine kinase [sr39tk] (figure 1A). L&#39;efficacité de transfection a été calculé par microscopie à fluorescence (figures 1B, C), ce qui rend l&#39;utilisation de la séquence RDRF dans notre construction de r...

A moyen non invasif pour évaluer le succès de la transplantation de myoblastes est décrite. La méthode tire parti d&#39;un gène rapporteur de fusion unifié composé de gènes dont l&#39;expression peut être visualisé avec différentes modalités d&#39;imagerie. Ici, nous utilisons un<em&gt; Fluc</emSequence&gt; gène rapporteur pour cibler les cellules par imagerie par bioluminescence.

L&#39;imagerie moléculaire à la cible transplanté des cellules progénitrices musculaires

Duchenne muscular dystrophy (DMD) is a severe genetic neuromuscular disorder that affects 1 in 3,500 boys, and is characterized by progressive muscle ...

L’objectif général de cette procédure est d’évaluer de manière non invasive le succès de la transplantation de myoblastes en utilisant une approche de gène rapporteur et l’imagerie par bioluminescence. Ceci est accompli en introduisant d’abord le gène tri fusion rapporté qui exprime f Luke, MRFP et SR trois 90 tk sous le contrôle du promoteur CMV dans la lignée cellulaire myoblastique immortalisée C deux C 12. La deuxième étape consiste à quantifier le nombre de myoblastes qui expriment le gène porter.Dans cette étude, l’efficacité de transfection est calculée en comptant les cellules exprimant le MRFP sur un microscope à fluorescence. Ensuite, 10 à cinq cellules modifiées d’un volume égal ou inférieur à 15 microlitres sont implantées par voie intramusculaire dans le membre postérieur de souris MDX dystrophiques. Des cellules transfectées UNT sont implantées dans le membre postérieur controlatéral en tant que contrôle, puis un balayage de base est effectué.La dernière étape consiste à injecter le substrat du gène Lucifer après une période d’absorption d’environ 20 minutes, à effectuer un deuxième balayage de bioluminescence pour acquérir une image des cellules implantées. En fin de compte, l’absorption de Lucifer est observée spécifiquement dans les cellules exprimant f Luke sans bioluminescence détectable dans les cellules témoins qui n’expriment pas le gène rapport. Cette méthode pourrait aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la technologie de transfert de pertes légères, telles que la migration des cellules après l’implantation, ainsi que la survie cellulaire après la transplantation.Les implications de cette technique s’étendent au traitement des maladies musculaires telles que la dystrophie musculaire de Duchenne, car il s’agit d’un moyen rapide et fiable de cibler les cellules de manière non invasive. Après la transplantation, nous pouvons ainsi évaluer la zone greffée au fil du temps et évaluer le succès ou l’échec du traitement. La démonstration de la procédure sera faite par Kelly gut pe, une étudiante diplômée, et Rebecca Mcg, une technicienne de recherche de notre laboratoire, désolé, Culture C deux myoblastes C 12 dans un milieu d’aigles modifiés à haute teneur en glucose dcos avec 10 % de sérum bovin fœtal selon les procédures standard pour cette lignée cellulaire. Ne laissez pas les cellules devenir confluentes à plus de 80 %, car cela épuisera la population myotique.Pour préparer d’abord les cellules à la transfection, prélevez les cellules de la fiole mère en recouvrant brièvement la couche cellulaire de rinçage HBSS avec de la trypsine. Ensuite, aspirez rapidement la trypsine et placez le ballon dans l’incubateur de culture tissulaire pendant cinq minutes. Pendant l’incubation, préparez deux flacons T 75 contenant chacun neuf millilitres de milieu de culture.Lorsque le temps d’incubation est terminé, ajoutez 10 millilitres de milieu dans le ballon et rincez le milieu sur le fond du ballon quatre à cinq fois pour assurer la collecte de toutes les cellules. Ensuite, ensemencez chacun des fioles T 75 avec un dixième de la suspension cellulaire de la fiole T 75. Lors de la première tentative de cette procédure, effectuez un test MTT pour évaluer l’effet du marquage cellulaire sur la survie et la différenciation cellulaires et la viabilité des myoblastes modifiés avant la transplantation.Une fois que les cellules ont atteint 50 % de confluence, transfectez un ballon T 75 avec 36 microgrammes du gène rapporteur de la tri-fusion CMV dans un volume de 4,5 millilitres d’optimum en utilisant Lipofectamine 2000 selon les instructions du fabricant. De plus, effectuez une transfection simulée de la deuxième fiole T 75 en utilisant uniquement du lipo 2000 et optimum sans ADN comme contrôle négatif. Laissez les cellules transfecter pendant au moins 20 heures à 37 degrés Celsius le lendemain, aspirez le milieu de transfection et remplacez-le par le volume approprié de milieu de culture à l’aide d’un microscope à fluorescence inversée.Capturez des images en fond clair et en fluorescence rouge pour calculer l’efficacité de la transfection. Après avoir récolté le myoblaste transfecté par la trypsine et mis les cellules en suspension dans quatre millilitres de milieu complet, utilisez un hémocytomètre pour effectuer une numération cellulaire. Pipette 10 aux six cellules dans un microtube stérile de 1,5 millilitre avec une efficacité de transfection d’environ 10 %Ce nombre de cellules devrait donner naissance à 100 000 matrices de Lucifer détectables exprimant des cellules après la transplantation, le volume final d’injection devrait être de 15 microlitres.Si le volume dans le tube est supérieur à cela, centrifugez les microtubes à 2000 tr/min pendant une minute, asate le supinate, puis pliez-le à nouveau dans un volume maximum de 15 microlitres de croissance. Après avoir induit une anesthésie chez la souris à l’aide de 2 % de fluor, passer à 1,5 % de fluor pour l’entretien de l’anesthésie. Pendant la procédure, placez la souris en position couchée et arrachez les poils de la zone dorsale des membres postérieurs.Assurez-vous que les myoblastes C deux C 12 sont bien suspendus, puis chargez la suspension cellulaire dans une seringue à insuline. Injectez les cellules directement dans la tête latérale du muscle gastro à un angle de 30 degrés. Après avoir injecté des myoblastes transfectés dans le membre postérieur droit, répétez la procédure avec des myoblastes transfectés UNT dans le membre postérieur controlatéral.Effectuez un balayage de bioluminescence de base. Une personne doit transférer rapidement la souris sur la scène du scanner optique, en posant la souris en position couchée. Une deuxième personne branche simultanément la ligne d’anesthésie pour s’assurer que la souris reste anesthésiée.Étendez doucement les membres postérieurs et utilisez du ruban adhésif médical pour maintenir le membre en place afin que les deux zones d’injection soient visibles. Fermez la chambre et assurez-vous qu’aucune lumière ne peut accéder à l’intérieur du scanner, car cela augmentera le signal de fond détecté. Le scanner doit être réglé sur les paramètres inclus dans les instructions du fabricant pour l’imagerie par bioluminescence.Dessinez une région d’intérêt autour de la zone injectée épilée et lancez le balayage pour obtenir l’image de base pendant que la souris est anesthésiée. Intrapéritonéale. Injectez 150 milligrammes par kilogramme de substrat de luciférase Lucifer dans. Placez la souris dans une cage propre et laissez-la se remettre de l’anesthésie.Attendez une période d’absorption de 15 minutes avant de préparer la souris pour le prochain balayage. Après la période d’absorption de 15 minutes. Anesthésie la souris et transfère-la dans le scanner comme précédemment.Effectuez un second balayage par luminescence de la même manière que le balayage en arrière-plan. La période d’absorption totale de 20 minutes doit fournir une intensité maximale du signal, mais un balayage ultérieur peut être effectué si nécessaire. Ce schéma montre la construction du rapporteur CMV Tri Fusion.Le panneau de gauche montre l’image en champ clair de deux myoblastes C 12 transfectés avec le plasmide rapporteur de fusion, et le panneau de droite montre la même région qu’une image de fluorescence comme on le voit ici. Une région d’intérêt est dessinée pour entourer la zone des membres postérieurs épilés où les myoblastes ont été injectés. La bioluminescence n’est pas détectée lors d’un balayage en arrière-plan.À 23 minutes après l’injection de Luciférian, un signal clair est détecté à partir du membre postérieur droit où les myoblastes exprimant la luciférase ont été injectés. Aucune bioluminescence n’est détectée dans le membre postérieur controlatéral injecté de myoblastes non réséqués, comme on le voit. Ici, l’immunohistochimie utilisant un anticorps luciférase de luciole confirme l’implantation intramusculaire de cellules C deux C 12 transfectées.Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler d’utiliser des techniques de culture tissulaire aseptique et des pratiques appropriées de manipulation des animaux après son développement. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine des maladies musculaires pour explorer l’efficacité de la thérapie cellulaire pour l’instant dans des modèles précliniques de petits animaux d’une maladie. Puis, plus tard, dans un cadre clinique chez les patients, après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’implanter des cellules et de localiser de manière non invasive des myoblastes transplantés modifiés à l’aide de l’imagerie par bioluminescence.

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Suivi dynamique de prise de greffe musculaire chez les petits animaux par des In Vivo Fluorescent Imaging

Cet article décrit une séquence d'événements optimisé pour l'imagerie multimodale de greffons cellulaires dans le cerveau des rongeurs en utilisant: (i) de la bioluminescence in vivo et l'imagerie par résonance magnétique, et (ii) post mortem analyse histologique. La combinaison de ces modalités d'imagerie sur un seul animal permet cellulaire d'évaluation du greffon avec une résolution, la sensibilité et une spécificité élevées.

Imagerie multimodale d&#39;implantation de cellules souches dans le système nerveux central de souris

Masses tissulaires complexes, à partir d'organes à des tumeurs, sont composées de différents éléments cellulaires. Nous avons élucidé la contribution des phénotypes cellulaires dans un tissu en utilisant des souris transgéniques fluorescentes marquées multi-paramètres multiples en combinaison avec la coloration par immunofluorescence suivie par déconvolution spectrale de déchiffrer l'origine de la cellule ainsi que les caractéristiques des cellules sur la base de l'expression de protéine.

Analyse quantitative multispectrale Après transplantation de tissu fluorescent pour la visualisation des origines cellulaires, types et Interactions

Les progéniteurs myogéniques dérivés de cellules souches pluripotentes induites (csps) sont des candidats prometteurs pour les stratégies de thérapie cellulaire visant à traiter les dystrophies musculaires. Ce protocole décrit la transplantation et les mesures fonctionnelles exigées pour évaluer l’engraftment et la différentiation des mesoangioblasts iPSC-dérivés (un type de progéniteurs de muscle) dans des modèles murins de régénération aiguë et chronique de muscle.

Transplantation de progéniteurs myoangioblastes dérivés de cellules souches pluripotentes induites dans des modèles murins de régénération musculaire

Nous décrivons la méthode des cellules souches de programmation pour surexprimer des facteurs thérapeutiques pour l'angiogenèse en utilisant des nanoparticules polymériques biodégradables. Les procédés décrits comprennent la synthèse du polymère, la transfection de cellules souches du tissu adipeux in vitro, et de valider l'efficacité des cellules souches programmées pour favoriser l'angiogenèse dans un modèle d'ischémie des membres postérieurs de souris.

Les cellules souches de programmation pour angiogenèse thérapeutique utilisant polymère biodégradable nanoparticules

L'isolement et la culture d'une population pure de cellules satellites quiescentes, une population de cellules souches musculaires, est essentielle à la compréhension de muscle tige de la biologie cellulaire et la régénération, ainsi que la transplantation de cellules souches pour des thérapies dans la dystrophie musculaire et d'autres maladies dégénératives.

L&#39;isolement, la culture, et la transplantation de cellules satellites du muscle

Ce protocole décrit le radiomarquage des cellules souches mésenchymateuses équines et leur implantation dans les lésions tendineuses chez le cheval afin de déterminer la survie cellulaire et la distribution tissulaire à l’aide de la scintigraphie gamma.

Imagerie in vivo et le suivi de technétium 99m Étiqueté moelle osseuse Cellules souches mésenchymateuses dans Tendinopathie Hippique

Ici nous utilisons bioluminescent, radiographie et tomographie par émission de positons/calculé tomographie imaging pour étudier comment inhiber l’activité mTOR impacts tumeurs myélome de la moelle osseuse-implanté dans un modèle de xénogreffe. Cela permet des analyses physiologiquement pertinents, non invasif et multimodales de l’effet anti-myélome de thérapies ciblant myélome de la moelle osseuse-greffée tumeurs in vivo.

Multimodal bioluminescentes et émission positronique tomographie/Computational imagerie par tomographie des xénogreffes de moelle osseuse de myélome Multiple chez les souris NOG

Nous décrivons la transplantation intraparenchymateuse de cellules progénitrices neurales humaines transduites avec un double vecteur rapporteur exprimant la protéine fluorescente vert luciférase (GFP) dans le cerveau de la souris. Après la transplantation, le signal de la luciférase est mesuré à plusieurs reprises à l’aide de la bioluminescence in vivo et de cellules greffées exprimant la GFP identifiées dans des sections du cerveau à l’aide de la microscopie à fluorescence.

Transplantation intracérébrale et suivi in vivo de la bioluminescence des cellules progénitrices neurales humaines dans le cerveau de la souris

Le protocole présenté ici permet l’identification et l’analyse de haute dimension des cellules souches musculaires et progénitrices par cytométrie de masse unicellulaire et leur purification par FACS pour des études approfondies de leur fonction. Cette approche peut être appliquée pour étudier la dynamique de régénération dans des modèles de maladies et tester l’efficacité d’interventions pharmacologiques.

Identification et analyse de progéniteurs myogéniques in vivo au cours d’une lésion aiguë des muscles squelettiques par cytométrie de masse unicellulaire de grande dimension

La thérapie cellulaire offre une intervention prometteuse pour la fibrose pulmonaire en utilisant des cellules progénitrices pour réparer les tissus endommagés et améliorer la fonction pulmonaire. Comme l’imagerie joue un rôle central dans le suivi de l’intégration cellulaire, nous décrivons ici le suivi in vivo de la thérapie cellulaire pour la fibrose pulmonaire guidé par l’imagerie par particules magnétiques dans un modèle murin.

Suivi in vivo guidé par l’image de cellules progénitrices de l’épithélium pulmonaire distal transplantées pour la fibrose pulmonaire à l’aide de l’imagerie par particules magnétiques

Découvrez une méthode d'imagerie moléculaire non invasive pour évaluer la transplantation de myoblastes utilisant un gène rapporteur trifusion et l'imagerie de bioluminescence chez la souris MDX dystrophique.

L'imagerie moléculaire à la cible transplanté des cellules progénitrices musculaires

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