Name: Modèle murin de la cicatrisation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-05-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 39 s
Description: Découvrez un modèle murin de cicatrisation par excision avec attelle en silicone pour prévenir la contraction et favoriser l'épithélialisation. Cette méthode reproduit fidèlement le processus humain et permet de tester des agents thérapeutiques de manière robuste et reproductible chez la souris.

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Les auteurs tiennent à remercier le soutien financier du Conseil de recherches médicales (NHMRC) de l&#39;Australie (Project Grant ID: 632512) Santé nationale et du. Louise Dunn a été soutenue par un début de carrière NHMRC Fellowship et Christina Bursill par une Fondation carrière Bourse nationale de développement du coeur.

1. Préparation des attelles et des pansements occlusifs <ol><li> Décrivez 10 cercles mm sur 0,5 mm feuilles de silicone épais et utiliser des ciseaux ou un biopsie pour créer des disques de silicone. </li><li> Centre mm de biopsie 5 dans le milieu du cercle mm 10 et appuyez fermement pour créer un trou pour former un &quot;donut&quot;-comme disque qui sera utilisé comme une attelle. </li><li> Décrivez 10 cercles mm sur un pansement occlusif transparent comme Opsite et utiliser des ciseaux pour créer des pansements circulaires. </li></ol> 2. Animaux de laboratoire <ol><li> Obtenir l&#39;approbation du comité d&#39;éthique animale pour toutes les expériences qui seront effectuées. </li><li> Utilisez âgées de 8 semaines (22-26 grammes) C57BL/6J mâles chez un éleveur commercial (par exemple, les Jackson Laboratories). </li><li> Gardez souris dans des conditions standard de 21 ° C et un cycle lumière-obscurité de 12 heures avec un accès libre à la nourriture et à l&#39;eau. </li><li> (Facultatif): Le diabète peut être induite dans les 6 à 7 semaines souris par un bolus intra-péritonéale Injection de 165 mg / kg de streptozotocine (dans un tampon citrate, pH 4,5), l&#39;hyperglycémie confirmée par un contrôle de la glycémie normale (Accuchek glucomètre). Souris diabétiques peuvent avoir polyurie et ainsi de leur litière peuvent avoir besoin d&#39;être changé plus souvent pour éliminer l&#39;humidité et leur poids doivent être étroitement surveillés. </li></ol> 3. Anesthésie et préparation d&#39;Exploitation <ol><li> Induire une anesthésie générale en utilisant 5% d&#39;isoflurane dans 100% d&#39;oxygène (débit de 1 l / min) et maintenir une anesthésie avec 1-3% d&#39;isoflurane. </li><li> S&#39;assurer que les réflexes de pédale profondes de la souris sont supprimées et placer la souris dans la position couchée. </li><li> Préparer la zone opératoire en supprimant la fourrure avec une tondeuse à partir de la base du cou à 3 cm plus bas dans le dos et entre les deux omoplates. </li><li> Une légère application de crème dépilatoire peut être appliquée pendant une durée de 2 min. Des tampons de gaze humide peuvent être utilisés pour assurer toutes les crèmes et le reste fourrure est enlevée. </li><li> Essuyez la peau avec untampon imbibé d&#39;alcool et deux applications de 10% de povidone-iode (Betadine) et drapé de la souris. </li></ol> 4. L&#39;excision et la contention de la plaie <ol><li> Représentation schématique du modèle de cicatrisation murin est présentée dans la figure 1. </li><li> Utiliser un stérile mm biopsie 4 à esquisser deux motifs circulaires pour la blessure de chaque côté de la ligne médiane de la souris au niveau des épaules (voir figures 2a-2b). </li><li> Utilisez une pince dentelés pour soulever la peau au milieu de l&#39;esquisse et ciseaux à iris pour créer une plaie de pleine épaisseur qui s&#39;étend à travers le tissu sous-cutané (figures 2c-2d), y compris le panniculus carnosus (figure 2e), et de l&#39;accise de la pièce circulaire du tissu. </li><li> Répéter le processus pour la blessure de l&#39;autre côté de la ligne médiane (figure 2f). </li><li> Supprimer revêtement de protection en matière plastique à partir de chaque côté de l&#39;attelle de silicone. </li><li> Appliquer cyanoacrylate colle (par exemple Super Glue ou Krazy Glue) d&#39;un côté d&#39;une attelle silicone. </li><li> Centre de l&#39;attelle sur la plaie (figure 2g) et ancre l&#39;attelle avec interrompues 6-0 fils de nylon pour assurer un positionnement (figure 2h). </li><li> Répétez le processus contention d&#39;autre blessure. </li><li> En cas de besoin à ce point de temps, appliquer le composé thérapeutique à tester (jusqu&#39;à 100 ul) à une plaie (figure 2i), et le contrôle du véhicule à l&#39;autre. </li><li> Recouvrez la plaie avec un pansement occlusif transparent (par exemple, OpSite) (figure 2j-2k). </li><li> Une règle est placée sous les gouttières et une microphotographie prise (Figure 2l). </li></ol> 6. Gestion postopératoire <ol><li> Carprofène (5 mg / kg) est administré une fois par jour par injection sous-cutanée pour le soulagement de la douleur post-opératoire. </li><li> Après que les animaux de chirurgie sont en cage individuellement et maintenus à feu mats jusqu&#39;à ce que complètement rétabli. </li><li> De surveiller les animaux deux fois par jour pour les manifestations de douleur et de perte de poids. Nous n&#39;avons observé aucune affiche comportement brut de la douleur ou de la perte de poids. </li></ol> 7. Mesure et traitement des plaies <ol><li> La blessure peut être mesurée quotidiennement. </li><li> Induire une anesthésie générale en utilisant 5% de gaz isoflurane (débit de 1 L / min), puis s&#39;assurer que les réflexes sensoriels profonds de la souris sont supprimées en utilisant 1-3% d&#39;isoflurane. </li><li> Délicatement décoller le pansement occlusif avec une pince. </li><li> Utilisez étriers chirurgicales pour mesurer le diamètre de la plaie. Nous prenons la moyenne des trois mesures le long des axes X, Y et Z (Figures 2m-2o) ainsi que d&#39;une microphotographie pour référence future (figure 2p). </li><li> Facultatif: Pour le moment l&#39;animal peut être évalué pour la perfusion de sang en utilisant un appareil d&#39;imagerie laser Doppler (figure 2 po). </li><li> Ré-application du composé thérapeutique et la commande du véhicule peuvent être effectuées quemed à ce point. </li><li> Un pansement occlusif transparent propre est ensuite ré-appliquée et les animaux gardés au chaud jusqu&#39;à ce que complètement rétabli. </li><li> Note: si attelles ne sont pas sécurisés correctement la plaie va se contracter facilement (figure 2r). </li></ol> 8. L&#39;analyse histologique <ol><li> Euthanasier les souris après 10 jours avec une surdose d&#39;anesthésique. </li><li> En utilisant des pinces et d&#39;un scalpel enlever les sutures et décoller délicatement l&#39;attelle. </li><li> Utilisez des ciseaux iris pour créer une large excision complète autour et sous la surface de la plaie et incuber le tissu dans du paraformaldéhyde 4% dans du tampon phosphate salin (PBS) à 4 ° C pendant la nuit. </li><li> Transfert tissus à 17% de saccharose dans une solution de PBS pour une nouvelle heure 24 à 4 ° C puis retirez l&#39;excès de solution en tamponnant délicatement sur le tissu et le placer dans du composé OCT et congeler à -80 ° C. </li><li> Hématoxyline et éosine peuvent être utilisés pour visualiser la structure de la plaie et l&#39;écart de l&#39;épithélium. Neovascularisation peut être évaluée par des analyses d&#39;immunohistochimie pour déterminer le nombre de capillaires (à l&#39;aide du facteur Von Willebrand). </li></ol>

<ol><li>Sen, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+skin+wounds%3A+a+major+and+snowballing+threat+to+public+health+and+the+economy%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Human skin wounds: a major and snowballing threat to public health and the economy.</a> Wound Repair. 17, 763-771 (2009).</li>
<li>Sen, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+healing+essentials%3A+let+there+be+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair+Regen%22%5BJournal%5D)">Wound healing essentials: let there be oxygen.</a> Wound Repair Regen. 17, 1-18 (2009).</li>
<li>Gurtner, G. C., Werner, S., Barrandon, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+repair+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Wound repair and regeneration.</a> Nature. 453, 314-321 (2008).</li>
<li>Lindblad, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Considerations+for+selecting+the+correct+animal+model+for+dermal+wound-healing+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomater.+Sci.+Polym.+Ed%22%5BJournal%5D)">Considerations for selecting the correct animal model for dermal wound-healing studies.</a> J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 19, 1087-1096 (2008).</li>
<li>Grose, R., Werner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound-healing+studies+in+transgenic+and+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Wound-healing studies in transgenic and knockout mice.</a> Mol. Biotechnol. 28, 147-166 (2004).</li>
<li>Reid, R. R., Said, H. K., Mogford, J. E., Mustoe, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+future+of+wound+healing%3A+pursuing+surgical+models+in+transgenic+and+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Coll.+Surg%22%5BJournal%5D)">The future of wound healing: pursuing surgical models in transgenic and knockout mice.</a> J. Am. Coll. Surg. 199, 578-585 (2004).</li>
<li>Fang, R. C., Mustoe, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+wound+healing%3A+utility+in+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomater.+Sci.+Polym.+Ed%22%5BJournal%5D)">Animal models of wound healing: utility in transgenic mice.</a> J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 19, 989-1005 (2008).</li>
<li>Wong, V. W., Sorkin, M., Glotzbach, J. P., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+approaches+to+create+murine+models+of+human+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Surgical approaches to create murine models of human wound healing.</a> J. Biomed. Biotechnol. 2011, 969618(2011).</li>
<li>Galiano, R. D., Michaels, J. t, Dobryansky, M., Levine, J. P., Gurtner, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+and+reproducible+murine+model+of+excisional+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Quantitative and reproducible murine model of excisional wound healing.</a> Wound Repair. 12, 485-492 (2004).</li>
<li>Galiano, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topical+vascular+endothelial+growth+factor+accelerates+diabetic+wound+healing+through+increased+angiogenesis+and+by+mobilizing+and+recruiting+bone+marrow-derived+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Topical vascular endothelial growth factor accelerates diabetic wound healing through increased angiogenesis and by mobilizing and recruiting bone marrow-derived cells.</a> The American Journal of Pathology. 164, 1935-1947 (2004).</li>
<li>Thangarajah, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+molecular+basis+for+impaired+hypoxia-induced+VEGF+expression+in+diabetic+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">The molecular basis for impaired hypoxia-induced VEGF expression in diabetic tissues.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 13505-13510 (2009).</li>
<li>Raza, A., Bayles, C., Biebel, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+of+Bacterial+Growth+and+Moisture+Handling+Properties+of+Transparent+Dressings%3A+3M+Tegaderm+Transparent+Dressing%2C+3M+Tegaderm+HP+Transparent+Dressing%2C+and+Opsite+IV3000+Transparent+Dressing%5BTitle%5D)+AND+%22Smith+and+Nephew+Report%22%5BJournal%5D)">Investigation of Bacterial Growth and Moisture Handling Properties of Transparent Dressings: 3M Tegaderm Transparent Dressing, 3M Tegaderm HP Transparent Dressing, and Opsite IV3000 Transparent Dressing.</a> Smith and Nephew Report. , (1998).</li>
<li>Chung, T. Y., Peplow, P. V., Baxter, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+photobiomodulatory+effects+of+laser+irradiation+on+wound+healing%3A+development+of+an+improved+model+for+dressing+wounds+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Photomed.+Laser+Surg%22%5BJournal%5D)">Testing photobiomodulatory effects of laser irradiation on wound healing: development of an improved model for dressing wounds in mice.</a> Photomed. Laser Surg. 28, 589-596 (2010).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Il s&#39;agit d&#39;un modèle expérimental murin de la cicatrisation cutanée. Une caractéristique importante de ce modèle est l&#39;utilisation d&#39;attelles en silicone pour empêcher la contraction de la plaie afin que réépithélisation et la formation de nouveaux tissus peuvent se produire, ce qui en fait similaire au processus qui se produit chez l&#39;homme. Ce modèle est polyvalent et peut être utilisé pour évaluer la cicatrisation des plaies dans les milieux physiologiques et physiopathologiques (diabète ...

La cicatrisation des plaies est responsable de morbidité et de mortalité dans le monde entier significative, ce qui est particulièrement vrai pour les personnes souffrant de diabète sucré de 1,2. Chez l&#39;être humain, la cicatrisation des plaies est un continuum de processus, dans lequel il est important de chevauchement 3. Immédiatement processus inflammatoires, blessant suivantes sont initiées. Les cellules inflammatoires libèrent des facteurs qui favorisent les processus de prolifération cellulaire, la migration et l&#39;angiogenèse. Après réépithélisation et la formation de nouveaux tissus il ya une phase de rénovation qui implique à la fois l&#39;apoptose et la réorganisation des protéines de la matrice comme le collagène. La complexité de la cicatrisation ne peut actuellement pas être reproduit in vitro, ce qui nécessite l&#39;utilisation de modèles animaux. À ce jour, les études de cicatrisation ont été limitées aux grands modèles d&#39;origine animale, comme la viande porcine, afin de s&#39;assurer que le processus de guérison sont équivalentes et comparables pour les humains. Toutefois, l&#39;utilisation à grande animals pour de telles études peuvent être difficiles à la maison et ne sont pas toujours pratique 4. La souris de laboratoire représente un modèle animal économique qui peut être facilement manipulé génétiquement pour enquête mécaniste 5-7. Cependant, les blessures guérissent murins différemment à de l&#39;homme, principalement en raison du processus de contraction 8. Ceci est dû en partie à une vaste couche de muscle strié sous-cutanée appelée panniculus carnosus qui est largement absente chez les humains. Chez la souris, cette couche musculaire permet à la peau de se déplacer indépendamment des muscles plus profondes et est responsable de la contraction rapide des blessures de la peau suivant. Pour contourner cette limitation, la cicatrisation murin peut être adapté pour reproduire la cicatrisation des plaies de l&#39;homme par l&#39;utilisation d&#39;une attelle (Figure 1) 8,9. Dans cette vidéo, nous démontrons le modèle murin de la plaie attelle qui élimine contraction de la plaie et se rapproche plus étroitement les processus humains de re-epithelialization et la formation de nouveaux tissus. Dans ce modèle, deux excisions pleine épaisseur qui incluent le panniculus carnosus sont créés sur le dos, un de chaque côté de la ligne médiane de la souris. Une attelle silicone est placé autour de la plaie à l&#39;aide d&#39;un adhésif et l&#39;attelle ensuite fixé avec des sutures interrompues. Chaque souris agit comme son propre contrôle, avec une plaie de recevoir un traitement et l&#39;autre contrôle du véhicule, réduisant ainsi le nombre d&#39;animaux. Après applications topiques, un pansement occlusif transparent est appliqué. Le pansement peut être retiré en cas de besoin pour d&#39;autres applications topiques et / ou la mesure de la surface de la plaie 10,11. À l&#39;issue d&#39;expériences, la fermeture des plaies, l&#39;architecture morphologique et le degré de néovascularisation peut être évalué par immunohistochimie. Cette solution économique et facile à effectuer modèle peut également être utilisé pour évaluer la cicatrisation des plaies dans le cadre d&#39;un diabète ou d&#39;autres pathophysiologies.

<table><tbody><tr><td>Feuille de silicone press-to-seal 0,5 mm d’épaisseur</td><td>Invitrogen</td><td>P18178</td><td>Coupé en « beignets » avec un diamètre extérieur de 1 cm externe, 0,5 cm de diamètre intérieur</td></tr><tr><td>Poinçon de biopsie 5 mm</td><td>Steifel</td><td>BC-B1-0500</td><td>Pour délimiter la zone de la plaie à exciser</td></tr><tr><td>Ciseaux Vannas 8,5 cm incurvé</td><td>World Precision Instruments </td><td>501232</td><td>Pour l’incision et l’excision de la plaie</td></tr><tr><td>Dumonte #7b Pince de 11 cm</td><td>World Precision Instruments</td><td>501302</td><td>Pour saisir la peau lors de la création d’une incision et de l’excision de la peau </td></tr><tr><td>Pince Graefe, dentelée de 10 cm</td><td>World Precision Instruments</td><td>14142</td><td>Pour aider à fixer l’attelle en silicone à la peau</td></tr><tr><td>Porte-aiguille, mâchoires lisses, incurvées, 12,5 cm</td><td>World Precision Instruments</td><td>14132</td><td></td></tr><tr><td>Pince Malis, lisse, droite, 12 cm</td><td>Codman and Shurtleff, Inc (J& ampère; J)</td><td>80-1500</td><td>Pour suturer les anneaux en silicone à la peau</td></tr><tr><td>Règle, gradation 0,5 mm</td><td>n/a</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Étriers Gradation 0,25 mm</td><td>Duckworth et Kent</td><td>9-653</td><td>Pour mesurer la surface de la plaie</td></tr><tr><td>Film adhésif transparent Opsite FlexiFix. 10 cm x 1 m</td><td>Smith & Neveu</td><td>66030570</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl (Carprofène)</td><td>Pfizer</td><td>462986</td><td></td></tr></tbody></table>

modèle murin de la cicatrisation

Murine Model of Wound Healing

La cicatrisation des plaies et la réparation sont des processus biologiques les plus complexes qui se produisent dans la vie humaine. Après une blessure, de multiples voies biologiques s&#39;activent. La cicatrisation des plaies, qui se produit chez les patients diabétiques par exemple, peut conduire à des résultats défavorables sévères telles que l&#39;amputation. Il est, par conséquent, un élan croissant de développer de nouveaux agents qui favorisent la cicatrisation des plaies. Les essais de ces a été limitée aux grandes modèles animaux comme la viande porcine, qui sont souvent impraticables. Souris représentent le modèle préclinique idéal, car ils sont économiques et se prêtent à la manipulation génétique, ce qui autorise des investigations mécaniste. Cependant, la cicatrisation des plaies chez une souris est fondamentalement différente de celle de l&#39;homme comme cela se fait principalement par l&#39;intermédiaire de la contraction. Notre modèle murin surmonte ce en intégrant une attelle autour de la plaie. Moyen d&#39;une attelle la plaie, le processus de réparation est alors dépendante de l&#39;épithélialisation, la prolifération cellulaire et l&#39;angiogenèse, qui reflètent étroitement lales processus biologiques de cicatrisation des plaies de l&#39;homme. Bien que nécessitant cohérence et de soins, ce modèle murin ne comporte techniques chirurgicales complexes et permet de tester robuste des agents prometteurs qui peuvent, par exemple, favoriser l&#39;angiogenèse ou inhiber l&#39;inflammation. En outre, chaque souris agit comme son propre contrôle en deux plaies sont préparés, permettant l&#39;application à la fois le composé d&#39;essai et la commande du véhicule sur le même animal. En conclusion, nous démontrons un modèle pratique, facile à apprendre et robuste de cicatrisation de la plaie, ce qui est comparable à celle des humains.

Une courbe de fermeture de la plaie est déterminé en calculant le diamètre moyen de la plaie et d&#39;exprimer les résultats sous forme de pourcentage, soit 100 - (Jour 0 / diamètre diamètre du Jour de X). Dans cette expérience, un composé thérapeutique (ou le contrôle du véhicule) a été appliqué quotidiennement sur la plaie. Le composé thérapeutique de fermeture de plaies fortement accélérée (Figure 3). Il est important de noter que les attelles doivent être conservés pendant la durée de l&#39...

Un modèle murin de la cicatrisation cutanée qui peut être utilisé pour évaluer les composés thérapeutiques dans des contextes physiologiques et physiopathologiques.

Modèle murin de la cicatrisation

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

L'objectif général de cette procédure est de créer une plaie qui est éclissée afin d'éviter la contraction et de favoriser la prolifération épithéliale ainsi que l'angiogenèse. Cela est réalisé en préparant d'abord le dos et en créant deux plaies excisées de pleine épaisseur de chaque côté de la ligne médiane. Ensuite, un éclisse est placée sur la plaie et fixée par points de suture.La plaie est ensuite mesurée et des traitements sont appliqués. Enfin, un pansement occlusif est placé sur la plaie et la souris est laissée en phase de récupération. En définitive, le modèle de cicatrisation de plaie excisionnelle cutanée est utilisé pour évaluer la plaie, l'épithélialisation et les processus associés, notamment la prolifération et l'angiogenèse.Le principal avantage de cette technique par rapport aux autres méthodes est qu'elle empêche la contraction de la plaie. Cela favorise la prolifération épithéliale et l'angiogenèse, ce qui se rapproche davantage du processus naturel de cicatrisation. Chez l'homme, cette méthode est particulièrement utile pour évaluer l'efficacité de composés thérapeutiques, et comme chaque souris sert de propre témoin, elle minimise le nombre d'animaux nécessaire pour une étude.Commencez par préparer les attelles et les pansements occlusifs pour fabriquer une attelle. Tracez d'abord un cercle de 10 millimètres de diamètre sur une feuille de silicone, puis utilisez des ciseaux ou un poinçon de biopsie pour créer des disques en silicone. Ensuite, placez un poinçon de biopsie de cinq millimètres au centre du disque de 10 millimètres et appuyez fermement pour former un anneau en forme de beignet qui servira d'attelle.Créez des pansements circulaires de la même taille à l’aide d’un pansement occlusif transparent, comme Opsite. Commencez par vérifier la profondeur adéquate de l’anesthésie chez une souris anesthésiée. Après avoir retiré tous les poils de la zone chirurgicale, nettoyez la peau par applications répétées de Bétadine et d’alcool.Lorsque vous êtes prêt, utilisez un punch à biopsie stérile de quatre millimètres pour tracer deux formes circulaires de chaque côté de la ligne médiane de la souris au niveau des épaules. Ensuite, utilisez une pince cannelée pour soulever la peau au centre du tracé et des ciseaux à iridectomie pour créer la plaie. Veillez à sectioner les tissus sous-cutanés, y compris le panus osis.Excisez le tissu des deux côtés afin de créer deux plaies circulaires. Retirez le revêtement protecteur en plastique de chaque face de l'éclisse en silicone et appliquez un adhésif cyanoacrylate sur une face.Placer la minerve au centre de la plaie et la suturer en place à l’aide de points séparés en soie nylon 6-0. Répéter le processus de contention sur l’autre plaie. À ce stade, un composé thérapeutique peut être appliqué sur une plaie tout en utilisant l’autre.Pour un témoin véhicule, placer une règle sous les attelles et prendre une photographie microscopique. Recouvrir la plaie avec l'un des morceaux circulaires de pansement préparés précédemment. Après administration d'un analgésique, laisser l'animal se remettre dans une cage chauffée.Les animaux sont surveillés deux fois par jour pour détecter les signes de douleur et de perte de poids. Pour mesurer la plaie, anesthésiez l'animal comme indiqué précédemment et retirez délicatement le pansement occlusif à l’aide de forceps. Utilisez un pied à coulisse chirurgical pour mesurer le diamètre de la plaie en plusieurs points afin d’obtenir une moyenne, puis prenez une microphotographie à titre de référence ultérieure.À ce stade, l'animal peut être évalué pour la perfusion sanguine. À l'aide d'un imageur Doppler laser, appliquez un pansement occlusif transparent et propre sur la plaie et maintenez l'animal au chaud jusqu'à son réveil complet. Il est important de noter que si les attelles ne sont pas correctement fixées, la plaie se contractera facilement après l'euthanasie par surdose d'anesthésique ; utilisez alors une pince et une lame de scalpel pour retirer les sutures et détacher soigneusement l'attelle des plaies.À l’aide de ciseaux à iridectomie, réalisez une excision large et complète autour et sous la zone de la plaie. Une fois le tissu retiré, fixez-le selon les procédures standard. La coloration par hématoxyline et éosine peut être utilisée pour visualiser la structure de la plaie et le défaut épithélial.En outre, la néovascularisation peut être évaluée par des analyses immunohistochimiques afin de déterminer le nombre de capillaires. Une courbe de fermeture de la plaie est établie en calculant le diamètre moyen de la plaie et en exprimant les résultats en pourcentage. Dans cet exemple, le composé thérapeutique a fortement accéléré la fermeture de la plaie par rapport aux témoins.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 30 minutes si elle est correctement exécutée. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important d'attacher la minerve solidement à l'aide de points de suture régulièrement espacés afin de maintenir une cohérence entre les expériences.

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Modèle de plaie murine guidée par coloscopie : une méthode pour isoler le lit de plaie induite par la biopsie du côlon afin de comprendre le processus de guérison

Nous décrivons une non invasif en vivo imagerie protocole c’est facile et économique, utilisant L-012, un analogue de luminol chimiluminescence, de visualiser et de quantifier les espèces réactives de l’oxygène (ROS) générés dans un modèle murin excisionnelle enroulé.

In Vivo Imagerie des espèces réactives de l’oxygène dans un murin plaie modèle

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Scratch Migration Assay et Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing Scratch Migration Assay and Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing Scratch Migration

Ici, deux modèles murins de guérison de blessure sont décrits, l’un conçu pour évaluer les réponses cellulaires et de guérison de blessure de cytokine et l’autre pour quantifier le taux de fermeture de blessure. Ces méthodes peuvent être utilisées avec des modèles complexes de maladies telles que le diabète pour déterminer les mécanismes de divers aspects de la mauvaise cicatrisation des plaies.

Évaluation de la guérison aigue des plaies à l’aide de l’implantation d’éponge d’alcool polyvinyl subcutanée et des modèles excisionaux de blessure de peau de queue.

Le but de cette étude était de développer un modèle murin de la cicatrisation des brûlures. Une brûlure thermique a été induite sur la peau dorsale des souris à l’aide d’un modèle de laiton préchauffé. Le tissu brûlé a été débrided et recouvert d’une greffe de peau récoltée à partir de la queue d’une souris de donneur génétiquement similaire.

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Ce protocole décrit comment générer des blessures excisionnelles bilatérales et pleine épaisseur chez la souris et comment surveiller, récolter et préparer les plaies pour l’analyse morphométrique. On y trouve une description détaillée de la façon d’utiliser les sections histologiques périodiques pour définir, quantifier et détecter avec précision les défauts morphométriques.

Modèle de cicatrisation des plaies excisional murine et analyse histologique des plaies morphométriques

Nous démontrons ici une technique optimisée pour évaluer la réparation des plaies à l’aide de peau humaine ex vivo combinée à une approche de coloration à montage complet. Cette méthodologie fournit une plate-forme préclinique pour l’évaluation des thérapies potentielles des plaies.

Modèle de plaie ex vivo humaine et approche de coloration à montage entier pour évaluer avec précision la réparation de la peau

Cette étude présente deux techniques expérimentales cruciales : la construction d’un modèle de plaie murine pour évaluer la fermeture de la plaie et la préparation de suspensions unicellulaires à partir de peau murine pour préserver la viabilité cellulaire.

Modèles de plaies chez la souris et préparation de suspensions de cellules uniques

Un protocole simplifié est présenté pour établir un modèle de cicatrisation des brûlures chez la souris à l’aide d’un appareil de chauffage numérique. Les sites expérimentaux en forme d’échiquier créés sur la peau facilitent une analyse fonctionnelle plus poussée pour le test de cicatrisation des plaies.

Modèle de cicatrisation des brûlures en forme d’échiquier de souris basé sur un dispositif de chauffage numérique

Les plaies représentent un défi de santé mondial. Cette étude a mis au point un photomaton standardisé utilisant la planimétrie numérique pour minimiser la variabilité des mesures des plaies. Le suivi des plaies chez la souris pendant 14 jours a révélé une augmentation initiale de la surface et du périmètre de la plaie, suivie d’une fermeture progressive. Cette méthodologie peut aider à évaluer la cinétique de fermeture des plaies dans des modèles précliniques.

Planimétrie numérique pour l’évaluation de la cinétique de fermeture des plaies dans un modèle murin

Un modèle de plaie cutanée de rat permettant l’évaluation de divers agents thérapeutiques dans des conditions physiologiques ou pathologiques à travers les différentes étapes du processus de guérison est décrit. De plus, un protocole pour réaliser la planimétrie manuelle afin de surveiller le taux de contraction de la plaie tout au long de la réparation tissulaire est détaillé.

Un modèle chirurgical de plaie cutanée chez le rat : une approche pour les études de cicatrisation des plaies et l’évaluation des biomatériaux

Découvrez un modèle murin de cicatrisation par excision avec attelle en silicone pour prévenir la contraction et favoriser l'épithélialisation. Cette méthode reproduit fidèlement le processus humain et permet de tester des agents thérapeutiques de manière robuste et reproductible chez la souris.

Modèle murin de la cicatrisation

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