Name: Une méthode simple dintubation poumon de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: Apprenez une méthode simple d'intubation trachéale chez la souris utilisant une source lumineuse à fibre optique pour visualiser la trachée. Cette technique permet la ventilation mécanique et l'instillation liquide avec récupération de l'animal.

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1. Préparation de la procédure Il faut d&#39;abord obtenir et préparer les éléments suivants: <ol><li> La canule. Pour l&#39;intubation des souris g 20-35, nous utilisons un pouce 1 ou 1,5 de long, calibre 20 IV cathéter (BD Insylte, Sparks, MD ou Jelco Optiva, Carlsbad, CA). Un nouveau cathéter stérile peut être utilisé pour chaque souris, mais cathéters peut également être réutilisé après stérilisation par immersion dans de l&#39;éthanol 70% pendant une nuit. Bien que ni le pharynx, ni trachée de la souris est stériles procédures propreté appropriées, y compris l&#39;utilisation de gants stériles et des instruments, doivent être suivies. </li><li> Le câble à fibres optiques. Nous utilisons ≈ 70 cm de câble de 0,5 mm optique d&#39;Edmund Optics, mais la longueur n&#39;est pas critique. Il est important de s&#39;assurer que la fibre a son bord lissé, car après avoir coupé le câble à la longueur avec une lame de rasoir, le bord gauche est relativement forte, et il ne prend pas beaucoup d&#39;effort pour percer la paroi de la trachée. Cependant, il iest très facile à lisser ce bord en maintenant la fibre d&#39;environ 2 cm de l&#39;extrémité, puis faisant des petits cercles pendant quelques secondes avec les bords de la pointe de toucher un morceau de papier abrasif 1000 (voir la démonstration dans la vidéo et la figure 1 de Macdonald et al. 10). L&#39;autre extrémité est insérée à travers un bouchon de caoutchouc. Le plus simple est d&#39;abord faire pousser une aiguille de calibre 18 à travers le bouchon, insérer la fibre optique à travers le trou d&#39;aiguille, puis retirer l&#39;aiguille. Le bouchon en caoutchouc est relié à une source de lumière halogène de 150 watts (par exemple NCL-150, Volpi USA, ou toute autre source de lumière ou même moins de 150 watts). Il est important de s&#39;assurer d&#39;utiliser un bouchon en caoutchouc de silicone (ou autre matériau résistant à la chaleur d&#39;autres), depuis caoutchouc ordinaire ou en liège peut brûler lorsqu&#39;il est situé si près de la source chaude lumière. </li></ol> 2. Exécution de l&#39;intubation <ol><li> Voir les figures 1 et 2. Insérez câble à fibre optique trâce à un court morceau de tuyau en caoutchouc de silicone (≈ 0,8 mm ID x 4 mm de diamètre, Cole-Palmer, EW-96410-13). Attachez ce tube en caoutchouc assez serré, tout en permettant au câble à fibre optique à régler. Insérer le tube de silicone sans jeu dans l&#39;extrémité de la canule Luer fixe la position du câble à fibres optiques à l&#39;intérieur de la canule. Ajuster la position du câble à fibres optiques de la sorte qu&#39;il s&#39;étend à travers la canule ≈ 4 mm en avant de la pointe de la canule. </li><li> Placez la souris anesthésiée sur un support vertical, suspendu par ses incisives supérieures (figure 3). La plupart des chercheurs trouver la meilleure visualisation avec la face ventrale de la souris se faisant face. Très tirez doucement sur la langue et tenir avec le pouce et l&#39;index. Le doigt du milieu est placé entre le col et le support en plastique. Traction sur la languette avec le pouce et l&#39;index est utilisé pour ouvrir la bouche, et de redresser le chemin intubation, l&#39;angle de la tête est réglée avec le doigt du milieu derrière le coureprésenté sur la figure 3. </li><li> En utilisant le câble de fibre optique en tant que source de lumière et d&#39;introduction, le pousser à travers les cordes vocales visualisées. Si les cordons ne sont pas visibles, tirez doucement sur la langue plus difficile avec le doigt du milieu comme support. Lorsqu&#39;elle est insérée, faire avancer la canule ≈ 5 mm de plus. Puis, en faisant très attention de ne pas déplacer la canule, retirer le câble de fibre optique. Allongez la souris vers le bas et fixer la canule avec un morceau de ruban adhésif et de soutenir le moyeu de canule sur un morceau de pâte à modeler (pâte à modeler), comme le montre la figure 4. </li><li> La procédure de l&#39;étape 3 ne peut pas être facilement enseigné ou même montré, car il s&#39;agit d&#39;une opération en solo. Cependant, par des ajustements subtils de la traction sur la languette et le soutien derrière la tête presque tous ceux qui tentent ce bientôt trouver la bonne façon de positionner la souris pour visualiser les cordes vocales. </li></ol>

<ol><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li>
<li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li>
<li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Laryngoscopy+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
<li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li>
<li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930(2007).</li>
</ol>

Aucun des auteurs n&#39;a de conflit d&#39;intérêt à déclarer.

La procédure décrite ici présente plusieurs avantages. D&#39;abord l&#39;appareil est simple et relativement peu coûteux .. La fabrication de l&#39;appareil ne nécessite pas d&#39;outils spéciaux ou de l&#39;équipement coûteux. L&#39;utilisation d&#39;un cathéter introduit qui est également la source de lumière signifie que l&#39;on ne perd jamais de vue l&#39;ouverture de la trachée comme l&#39;introducteur s&#39;approche de l&#39;ouverture trachéale. L&#39;utilisation d&#39;un dispositif d&#39;introduction 0,5 mm perm...

En 1999, Brown et al. Publié un article décrivant une méthode pour l&#39;intubation du poumon 1 souris. Une telle technique a une utilité considérable en faisant fonction de répétition ou lavage broncho-alvéolaire pulmonaire chez la souris individuelles dans les études longitudinales 2. Depuis que le papier d&#39;origine, il ya eu plusieurs autres documents qui ont décrit les différentes approches à 3-9 intubation souris. Bien que toutes ces méthodes peuvent être utilisées avec succès, ils exigent habituellement une formation considérable ou de coût. Un des principaux problèmes avec intubation par exemple, c&#39;est que l&#39;approche de la canule d&#39;intubation se rapproche de la trachée attente d&#39;insertion, la canule elle-même bloque la lumière et donc la visualisation de l&#39;endroit où il doit aller. Ainsi, l&#39;insertion devient aveugle au moment le plus critique. Dans cet article, nous montrons comment simple et peu coûteuse d&#39;éliminer ce problème de visualisation, assurant ainsi une intubation réussie avec relativement peu de formation ouexpérience.

<table border="1"><tbody><tr><td> Matériel </td><td> Entreprise </td><td> Catalogue </td><td> Commenter </td></tr><tr><td> Canule d&#39;intubation </td><td> BD Insylte, Sparks, MD ou Jelco Optiva, Carlsbad, CA </td><td></td><td> 1-po de longueur, de calibre 20 par voie intraveineuse (IV) du cathéter </td></tr><tr><td> Câble à fibres optiques </td><td> Edmund Optics, Barrington, NJ </td><td> # NT02-542 </td><td> Environ 2 pi longueur de 0,5 mm de fibre optique (fibre plastique communication grade). Le bord de l&#39;extrémité de la fibre qui est inséré dans la trachée doit être légèrement arrondi en maintenant la fibre ≈ 2 cm de l&#39;extrémité, puis faisant de petits cercles tout en faisant glisser la pointe pendant quelques secondes sur 1000 emory papier abrasif. </td></tr><tr><td> Source de lumière </td><td> Volpi </td><td> NCL-150 </td><td> Bien que nous utilisions une source de 150 W lampe halogène, une source de lumière équivalente, même avec une puissance beaucoup plus faiblepeuvent être utilisées. </td></tr><tr><td> Bouchon en caoutchouc de silicone </td><td></td><td></td><td> Un bouchon de caoutchouc de silicone n ° 1 correspond à la source de lumière utilisée dans cette démonstration. Différentes sources de lumière peuvent exiger une taille différente. </td></tr><tr><td> Petit tube en caoutchouc silicone </td><td> Cole-Palmer </td><td> EW-96410-13 </td><td> Un morceau ≈ 1,5 cm de tube en caoutchouc de silicone (0,8 diamètre intérieur de 4 mm de diamètre extérieur) </td></tr><tr><td> Montant de support incliné </td><td></td><td></td><td> La nôtre est constucted en plexiglas, mais toute matière à laquelle un fil ou câble peut être fixé à tenir la souris à un angle presque vertical peut être utilisé. </td></tr></tbody></table>

une méthode simple d&#39;intubation poumon de souris

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

Une procédure simple pour intuber souris pour les mesures de la fonction pulmonaire aurait plusieurs avantages dans les études longitudinales avec un nombre limité d&#39;animaux ou coûteux. Une des raisons pour lesquelles cela n&#39;est pas fait de façon plus routinière, c&#39;est qu&#39;il est relativement difficile, malgré l&#39;existence de plusieurs études publiées qui décrivent les moyens pour y parvenir. Dans cet article, nous démontrons une procédure qui élimine l&#39;un des obstacles majeurs associés à ce intubation, qui permet de visualiser la trachée pendant toute la durée de l&#39;intubation. La méthode utilise une source de lumière à fibre optique 0,5 mm qui sert d&#39;introduction pour diriger la canule d&#39;intubation dans la trachée de souris. Nous montrons qu&#39;il est possible d&#39;utiliser cette procédure pour mesurer la mécanique du poumon chez les souris individuelles sur un parcours de temps d&#39;au moins plusieurs semaines. La technique peut être mis en place avec relativement peu de frais et d&#39;expertise, et il peut être systématiquement réalisé avec relativement peu de formation. Cela devrait make il possible pour tout laboratoire réalise ce intubation, ce qui permet des études longitudinales chez des souris individuelles, ce qui réduit le nombre de souris nécessaires et en augmentant la puissance statistique en utilisant chaque souris comme son propre témoin.

Comme une évaluation de la méthode, nous avons utilisé quatre mâles âgés de 20 semaines BALB / c avec un poids moyen (± ET) de 27,7 ± 0,40 g. Ils ont été étudiés sur cinq semaines consécutives, où la résistance pulmonaire a été mesurée en utilisant un système tel que décrit précédemment 11. Chaque souris a été anesthésiée avec de la kétamine (100 mg / g de poids) et de xylazine (15 mg / g de poids) dans une solution saline par injection IP. Ils ont ensuite été intubé comme décrit ci-dessus. S&#39;il n&#39;y a...

Le présent document décrit une méthode striaghforward et efficace de l&#39;intubation des souris pour les mesures de la fonction pulmonaire ou l&#39;instillation pulmonaire, qui permet aux souris de récupérer et être étudié à temps postérieurs. La procédure implique une source de lumière à fibre optique peu coûteux qui éclaire directement la trachée.

Une méthode simple d&#39;intubation poumon de souris

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

L'objectif général de cette procédure est d'intuber une souris afin de permettre une ventilation mécanique ou l'administration de liquides. Cela est réalisé en assemblant d'abord la canule et la source lumineuse. La deuxième étape consiste à suspendre la souris verticalement par les incisives supérieures.Après avoir manipulé la tête et le corps afin de permettre un trajet rectiligne pour l'intubation, insérez l'introduiseur à fibre optique et la canule à travers les cordes vocales. Enfin, retirez la fibre optique et placez la souris, avec la canule en place, en position supine pour la ventilation ou l'installation. Bon, aujourd'hui nous allons démontrer une procédure simple pour intuber le poumon d'une souris.La visualisation est importante car le positionnement de la souris constitue souvent une étape cruciale lors de l'insertion de la canule, et donc, avec un peu d'entraînement, il faut un peu de pratique. Tout le monde devrait être en mesure de reproduire cette manipulation plusieurs fois en un temps relativement court. La procédure est démontrée aujourd'hui par le Dr Sandy Doss, membre junior du corps professoral de la division de médecine pulmonaire et de la faculté de médecin

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