Modèles DNBS / TNBS colite: Fournir connaissances sur les maladies inflammatoires de l'intestin et des effets de graisses alimentaires

L’objectif global de cette procédure est d’offrir une méthode alternative et peu coûteuse pour étudier les maladies inflammatoires de l’intestin ou les MICI en utilisant le DY, le nitrobenzène, l’acide zonique ou DNBS. Ceci est accompli en administrant d’abord par voie intra-rectale DNBS par insertion douce dans l’anus. Dans la deuxième étape, des sections de tissus du gros intestin sont acquises pour le dépistage histologique et pour évaluer l’activité myélo peroxydase des tissus défiés par le DNBS, en fin de compte, les effets des huiles alimentaires sur la perte de poids et la colite peuvent être évalués par des méthodes macroscopiques et microscopiques.

Le principal avantage de cette matière par rapport à la méthode existante au sulfate de sodium dextron est que la méthode DNBS est facile à réaliser, moins coûteuse et hautement reproductible. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la recherche sur les MICI, telles que quels sont les rôles du stress et de la dépression dans la récurrence des MII, ou quels sont les mécanismes sous-jacents des lésions intestinales et de la réparation Pour l’installation rectale du DNBS chez la souris, commencez par attacher une seringue d’un millilitre à une aiguille de calibre 19. Équipé d’un cathéter en polyéthylène 50, aspirez ensuite le DNBS fraîchement préparé dans le cathéter.

Ensuite, appliquez du gel lacrymal sur une souris anesthésiée et appliquez une légère pression du bout des doigts sur l’extrémité postérieure de l’animal pour éliminer les selles présentes dans le côlon distal. Injectez maintenant une petite quantité de la solution DNBS pour lubrifier le côlon pour une insertion plus facile tout en insérant doucement le cathéter intra rectalement d’environ trois à quatre centimètres. Une fois le cathéter en place, injectez 100 microlitres de DNBS ou un volume égal de 50 % d’éthanol pour les animaux témoins.

Positionnez ensuite l’animal tête vers le bas pendant 90 secondes pour éviter la perte des réactifs. Après l’administration de DNBS, donnez aux animaux 8 % d’eau de saccharose dans 0,2 % de solution saline pour prévenir la déshydratation pendant la première semaine. La surveillance quotidienne de l’animal pour détecter la perte de poids, la déshydratation ou la détresse pendant la durée de l’expérience est censée être le moment souhaité.

Après la provocation DNBS, ouvrez la cavité abdominale de l’animal euthanasié et retirez tout le gros intestin. Ouvrez ensuite l’intestin longitudinalement. Les ulcères de la muqueuse macroscopique doivent être observés à environ deux à trois centimètres proximaux de l’extrémité distale du côlon.

Prélever des sections de 0,5 centimètre à proximité du site des lésions macroscopiques maximales chez les animaux de laboratoire et des segments du côlon à partir des emplacements anatomiques correspondants des animaux témoins. Ensuite, congelez à 0,5 centimètre d’un témoin et une section traitée 1D NBS dans de l’azote liquide pour l’évaluation de l’activité de la myélo peroxydase et fixez les autres sections dans de la formine tamponnée neutre à 10 % pendant la nuit ou une analyse histologique. Le lendemain matin, lavez les tissus fixés au formol avec de l’éthanol à 70 % et placez-les dans une cassette pour les envoyer à un centre d’histologie pour être incorporés dans de la paraffine et colorés avec de l’hématine et de l’eoin pour la notation histologique.

Ensuite, notez au moins trois coupes de tissus de chaque animal au microscope optique pour déterminer les scores de dommages histologiques pour chaque groupe Pour tester l’activité de la myélo peroxydase des tissus défiés par le DNBS. Homogénéisez d’abord les tissus de contrôle et expérimentaux congelés instantanés dans le tampon d’homogénéisation de la myélo peroxydase pour obtenir un segment de côlon de 50 milligrammes par millilitre de suspension de tampon d’homogénéisation. Ensuite, aliquote la solution homogénéisée en portions d’un millilitre et centrifugez-les pendant deux minutes à 10 000 fois g et quatre degrés Celsius.

Ensuite, transférez 100 microlitres de chaque aliquote dans des cuvettes individuelles et ajoutez 2,9 millilitres de PBS complété par de l’IDE, du chlorhydrate de dihydrochlore et du peroxyde d’hydrogène en mélangeant vigoureusement. Enfin, mesurez le taux d’absorbance à l’aide d’un spectrophotomètre à 460 nanomètres. Suite à un test de provocation intra-rectale avec DNBS comme nous venons de le démontrer.

Une perte de poids significative est observée après 48 heures chez les rats supplémentés avec de l’huile de poisson ou de canola, et après 72 heures chez les rats supplémentés avec de l’huile de carthame. La perte de poids maximale observée se produit à 48 heures chez l’huile de poisson, chez les rats supplémentés, et à 72 heures chez les rats. Complété par de l’huile de canola ou de carthame.

La prise de poids a repris après 72 heures et cinq jours après l’administration du DNBS, les groupes traités à l’huile de poisson et à l’huile de carthame présentaient des poids corporels similaires à leurs valeurs de base. Les rats témoins supplémentés avec des huiles alimentaires et soumis à l’éthanol intra-rectal ont régulièrement pris du poids pendant toute la période d’étude de cinq jours. Les dommages intestinaux causés par le DNBS peuvent être répandus.

Cependant, la zone de dommages maximaux est généralement localisée aux six centimètres distaux du côlon chez le rat et aux trois centimètres distaux chez la souris. Une évaluation histologique plus approfondie a révélé des lésions épithéliales étendues, notamment la formation d’ulcères, l’infiltration de neutrophiles et de lymphocytes, l’épuisement du mucus et l’œdème. Bien que ces signes histologiques d’inflammation et de lésions tissulaires soient évidents dans les trois groupes supplémentés en huile alimentaire lors de la provocation avec le DNBS, les dommages les plus graves sont observés dans le groupe de l’huile de carthame, suivi du groupe de l’huile de canola.

Alors que les rats du groupe de l’huile de poisson présentent des lésions épithéliales minimes et une infiltration limitée de cellules inflammatoires dans la muqueuse. Les différences de dommages histologiques entre les échantillons peuvent être quantifiées pour permettre une meilleure comparaison entre les groupes. Le graphique illustre les scores de dommages histologiques pour les trois groupes d’huiles alimentaires au cours de la colite DNBS.

Comme on l’observe dans les sections colorées h et e, le groupe supplémenté en huile de carthame présente les dommages les plus importants, suivi du groupe de l’huile de canola. Alors que le groupe de l’huile de poisson présente le moins de dommages, l’étendue de l’infiltration des cellules inflammatoires, en particulier des neutrophiles, peut être examinée plus en détail en effectuant un test d’activité de la myélo peroxydase. Comme prévu d’après les scores de dommages histologiques.

L’évaluation de l’activité de la myélo peroxydase dans le côlon du rat au cinquième jour après l’exposition au DNBS révèle une augmentation de l’activité dans les trois groupes, la plus grande activité de la myélo peroxydase ayant été observée dans le groupe de l’huile de carthame, suivi du groupe de l’huile de canola et du groupe de l’huile de poisson. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler d’anesthésier légèrement les souris et d’optimiser les doses de DNBS après son développement. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine des maladies inflammatoires de l’intestin pour explorer les mécanismes qui contrôlent l’inflammation intestinale dans des modèles animaux de MICI.

N’oubliez pas que travailler avec DNBS peut être extrêmement dangereux, c’est pourquoi des précautions telles que des vêtements de protection, des gants, des lunettes de protection et des soins du visage doivent toujours être portées lors de la préparation de la solution.