Name: Mise en œuvre de patch clamp en direct et microscopie de fluorescence pour surveiller propriétés fonctionnelles des fraîchement isolés PKD épithélium (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-01T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Découvrez l'analyse patch-clamp et la mesure du calcium intracellulaire dans l'épithélium kystique isolé de reins de rongeurs. Cette méthode permet d'étudier l'activité des canaux ioniques dans la pathologie de la maladie rénale polykystique.

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Les auteurs tiennent à remercier Glen Slocum (Medical College of Wisconsin) et Colleen A. Lavin (Nikon Instruments Inc) pour une excellente assistance technique avec des expériences de microscopie. Cette étude a été financée par les Instituts nationaux de la santé accorde R01 HL108880 (AS), R01 DK095029 (à OPO) et K99 HL116603 (TSP), National Kidney Foundation IG1724 (TSP), l&#39;American Heart Association 13GRNT16220002 (à OPO) et Ben Lipps J. bourse de recherche de l&#39;American Society of Nephrology (DVI).

Les procédures expérimentales décrites ci-dessous ont été approuvés par le Comité de soin et l&#39;utilisation institutionnelle animale au Collège médical du Wisconsin et de l&#39;Université du Health Science Center Texas à Houston et étaient en conformité avec les National Institutes of Health Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire. La figure 1 montre principales étapes de la séparation des tissus et la procédure de traitement. En bref, les reins des rats PCK ou SD sont utilisés pour l&#39;isolation manuelle de monocouches épithéliales des canaux collecteurs soit de tubes ou des kystes non-composé en bonne santé. Ici, nous avons étudié les reins à partir de 4-16 semaines vieux rats PCK 10,13. 1. Isolement des kystes rénaux et tubules communicantes (CNT) / des tubes collecteurs (CD) Segments <ol><li> Anesthetize animal expérimental avec de l&#39;isoflurane (5% induction, 1,5 à 2,5% de maintenance) / note 2 O médical ou autre méthode approuvée. Les animaux doivent être surveillés en permanence pour assurer le suffisantevel de l&#39;anesthésie. Respiratoires vitesse de réaction et de pincement de l&#39;orteil Stable sont utilisés pour confirmer l&#39;anesthésie appropriée. </li><li> Laparotomie et rincer les reins, avec un tampon phosphate salin (PBS) à travers l&#39;aorte abdominale 17. <ol><li> Préparer un cathéter de tuyaux en polyéthylène (PE50) et le connecter à une pompe seringue remplie de PBS. Couper la peau et la paroi abdominale le long de la ligne blanche, puis faire une incision abdominale transversale à travers l&#39;abdomen de droite à gauche et déplacer les organes abdominaux avec des cotons-tiges pour obtenir l&#39;accès à l&#39;aorte descendante avec branchement mésentériques et coeliaques artères. Humidifiez les organes internes avec une solution saline au chaud pendant d&#39;autres procédures pour empêcher leur sécheresse. </li><li> Placez une ligature (# 1) autour des artères mésentériques et la maladie cœliaque et une autre ligature (n ° 2) autour de l&#39;aorte sous le diaphragme (ne pas attacher). Séparez délicatement un. abdominalis par émousser disséquer les tissus conjonctifs autour de lui avec des pinces fines et placez deux ligatures ~ 3mm au-dessous de l&#39;artère rénale gauche (n ° 3) et au-dessus de la bifurcation artères iliaques (n ° 4). </li><li> Attachez ligature N ° 4 et attacher un collier de récipient autour de l&#39;aorte entre l&#39;artère rénale gauche et ligature # 3. Faire une incision entre la pince et la ligature # 4 à sonder l&#39;aorte, utiliser ligature n ° 3 pour fixer fermement le cathéter. </li><li> Relâchez la pince et assurez-vous que l&#39;impulsion de sang est visible dans le cathéter pour assurer une bonne installation. Commencez la perfusion à un débit de 6 ml / min, cravate ligatures # 1 et # 2, et couper la veine rénale gauche. Continuer à rincer pendant 1-2 min jusqu&#39;à ce que les organes sont complètement blanchis. </li><li> Couper les vaisseaux sanguins rénaux, l&#39;urètre et autour des tissus conjonctifs et adipeux avec des ciseaux pour recueillir les reins. Ensuite, faire une courte déchirure dans capsule rénale et éplucher les reins pour les décapsuler. Placez les reins en PBS glacé. L&#39;euthanasie est confirmée par une thoracotomie. </li></ol></li><li> Préparer 5 x 5 mm éclats de verre de recouvrement revêtues de poly-L-Lysine. Coupez un gla de couvertureSS avec un crayon de diamant et lieu environ 20 pi de solution à 0,01% stérile filtrée Poly-L-lysine sur chaque puce de verre. Préparer une solution saline et deux paires de pinces horloger pour la dissection. </li><li> Couper les reins avec une lame de rasoir le long du plan frontal en tranches d&#39;épaisseur 2/1 ~ mm. Placez l&#39;une des tranches sous un stéréomicroscope. Isolement de tissus devrait être fait dans une solution saline glacée. </li><li> Localiser kystes sous un stéréomicroscope comme cavités forme arrondie (figure 2A); leurs murs contiennent souvent important réseau de vaisseaux sanguins proliféré. Aide d&#39;une pince à pointe fine dissèquent la couche épithéliale interne d&#39;un kyste aussi mince que possible pour obtenir une zone de monocouche. Attacher à une puce en verre recouvert de poly-L-Lysine. Collant surface Poly-L-lysine permet au chercheur de positionner fermement la couche interne du kyste sur verre. Exposer le kyste avec le côté apical pour fournir un accès pour les pipettes (figure 2B). </li><li> Utilisez PCK ou SD rat enfanttranches centrales ney contenant papille pour l&#39;isolement de non dilatées CNT / CCDsegments 18-21. REMARQUE: tissus papillaires sont plus durables que le cortex et en maintenant des bandes tubulaires papillaires avec une pince et déchirant le long axe radial de la tranche peut être clivée en secteurs minces. Tubules individuels sont visibles et peuvent être retirées pour être placé sur des puces de verre de couverture. </li><li> Identifier les segments CNT / CCD par bifurcations, de transparence plus élevé que les tubules proximaux et grandes cellules bien visible (figure 2C). Placez la puce de verre de couverture avec tubules fixés sous un microscope équipé d&#39;micromanipulateurs appropriés pour micropipettes conduite. Utilisation micropipettes pointus tubules split-ouvertes et joindre leurs bords pour le verre pour rendre la surface apicale accessible (figure 2D). </li></ol> Électrophysiologie 2. Single Channel patch-clamp <ol><li> Remplir la chambre de patch-clamp avec une solution de bain et transférer la puce de verre de couvertureavec des tissus isolés à la chambre. Veiller à ce que les micro-pipettes de patch-clamp ont une résistance de 7-10 MQ pour des mesures fiables (cellule attachée) sur des cellules. </li><li> Pour les mesures cellule attachée, définir le taux de gain de l&#39;amplificateur à 20x et passe-bas les courants à 300 Hz par un filtre à huit pôles Bessel. Pour les canaux ENaC surveillance, utiliser une solution de bain, en mm: 150 NaCl, CaCl2 1, 2 MgCl 2, 10 HEPES (pH 7,4); pipette: 140 LiCl, MgCl 2 2 et 10 HEPES (pH 7,4). </li><li> Mener une expérience de patch-clamp conventionnel dans un mode cellule attachée 10. Sélectionner une cellule dans la monocouche epitheliale et l&#39;approche de la pipette à la membrane apicale. Former un joint haute résistance entre une pipette et la membrane cellulaire en appliquant une aspiration douce. Une fois un joint gigaohm haute résistance est formée, un protocole sans interstice à un potentiel de maintien devrait être lancé pour l&#39;activité de surveillance du canal d&#39;intérêt. </li><li> Simples données actuelles Channel Store écart-libres de gigaPhoques Ohm pour analyse ultérieure. Analyser les événements de canaux en utilisant un logiciel généralement fourni avec des configurations de patch-clamp 18. Calculer l&#39;activité du canal que NPo où N désigne le nombre de canaux actifs dans le patch et P o est ouverte probabilité moyenne des canaux. REMARQUE: Utilisez des kystes ou des tubules isolés dans des expériences de patch-clamp pour pas plus de 30 min. </li></ol> 3. Ratiométrique épifluorescence mesures de la concentration intracellulaire de calcium dans les cellules épithéliales <ol><li> Utilisez 5 mM Fura-2 heures dissous dans le DMSO. Solution aliquote du stock dans des tubes coniques de 500 pi individuels (environ 10 pi). Protéger de la lumière et de stocker dans le congélateur à -20 ° C pour un maximum de six mois. </li><li> Incuber kystes isolés et les tubules dédoublé ouvert pour 30-40 min dans PSS (en mm: 145 NaCl, KCl 4,5, 2 MgCl 2, CaCl 2 2 et 10 HEPES à pH 7,35) contenant 5 uM de Fura-2 heures colorant et 0.05% d&#39;acide pluronique pour aider à disperser les esters acétoxyméthyliques. Pour cela, placez les tissus dans le 3,5 cm plat contenant le chargement cocktail, protéger de la lumière et incuber sur un agitateur lent à la température ambiante. </li><li> Changer Fura-deux heures contenant les médias à nettoyer PSS après incubation et placez le tissu sous un microscope pour effectuer une imagerie complémentaire à épifluorescence. </li><li> Tournez sur la caméra CCD et source de lumière stable (système de monochromateur) équipé de roue à filtres (chaque position du filtre peut être associé à son propre niveau d&#39;atténuation, sélectionné chaque fois que le filtre est appelé). </li><li> Trouver le tissu dans le champ lumineux. Commutateur de détection du signal de fluorescence et régler l&#39;intensité de la source de lumière en utilisant des filtres de densité neutre et puissance de la lampe pour éviter la saturation du signal. </li><li> Surveiller Fura-2 AM fluorescence dans l&#39;échantillon de tissu avec une excitation à 340/380 nm ratiométrique avec une fréquence de 0,125 Hz ou plus. Utilisez un 40 × / NA 1.3 ou similaire objectif pour bon résolutionsimage tion. </li><li> Pour le traitement et les calculs d&#39;image importer la séquence d&#39;images. Assurez-vous de séparer les canaux et utiliser un mode HyperStack en niveaux de gris. Sélectionnez plusieurs régions d&#39;intérêt (cellules simple kyste ou des zones sélectionnées de tissu kystique) et de calculer les valeurs d&#39;intensité pour chaque canal (340 et 380 nm) dans le logiciel d&#39;analyse de données pratique; valeurs d&#39;intensité de fond soustraire de chaque point de données. </li><li> Pour chaque point de temps de calculer le rapport des intensités des Fura-2 AM 340 à 380 canaux. Terrain scatter / ligne des changements de point de temps de la Ca transitoire pour chaque région et de calculer des valeurs moyennes / SE. </li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nous avons décrit ici applications de la technique de patch-clamp conventionnel et imagerie épifluorescence de calcium à des monocouches épithéliales kystiques dérivées d&#39;un modèle génétique murine de ARPKD. Le protocole se compose de trois étapes, dont la plus grande attention devrait être accordée à l&#39;isolement des kystes (étape 1.5 de la section des protocoles) et les études électrophysiologiques. Ces procédures clés nécessitent une formation approfondie et de patience, et le lecteur ne devrait pas être frust...

Les canaux ioniques jouent un rôle important dans de nombreuses fonctions physiologiques, y compris la croissance et la différenciation cellulaires. Les maladies rénales autosomiques dominants et récessifs polykystiques (PKRAD et PKRAR, respectivement) sont des troubles génétiques caractérisées par le développement de kystes remplis de fluide rénal de l&#39;origine des cellules épithéliales tubulaires. PKD est causée par des mutations de gènes codant pour PKD1 ou PKD2 polycystines 1 et 2, des protéines membranaires impliquées dans la régulation de la prolifération cellulaire et la différenciation. PKD2 par lui-même ou sous forme de complexe avec PKD1 fonctionnent également en tant que cation -permeable canal 1 de Ca2 +. Les mutations du gène codant fibrocystine PKHD1 (une protéine de type récepteur cils associés impliqués dans le tubulogenèse et / ou maintien de la polarité de l&#39;épithélium) sont l&#39;impulsion génétique de ARPKD 2. La croissance de kyste est un phénomène complexe accompagnée de la prolifération perturbée 3,4, 5 l&#39;angiogenèse, la dédifférenciation et la perte de polairelité de cellules tubulaires 6-8. Réabsorption défectueuse et la sécrétion augmentée dans l&#39;épithélium kystique contribuent à l&#39;accumulation de liquide dans la lumière et l&#39;expansion kyste 9,10. Facultés dépendant du débit [Ca2 +] i la signalisation a été également liée à kystogenèse cours PKD 11-15. Ici, nous décrivons une méthode appropriée pour la mesure de patch-clamp de l&#39;activité de canal unique et les niveaux intracellulaires de Ca2 + dans des monocouches epitheliales kystiques isolés de rats PCK. Cette méthode a été appliquée avec succès par nous pour caractériser l&#39;activité du canal Na + épithélial (ENAC) et 10 [Ca2 +] i dépendante processus induits par le Ca 2+ TRPV4 -permeable et purinergique cascade de signalisation 13. Dans ces études, nous avons utilisé des rats PCK, un modèle de ARPKD causée par une mutation spontanée dans le gène PKHD1. La souche PCK était originallY provenant de rats 16 rats ainsi SD sont utilisés comme un contrôle approprié pour la comparaison avec la souche PCK Sprague-Dawley (SD). En conséquence, les deux segments de rats SD néphron et des conduits non dilaté collecte isolés à partir de rats PCK mêmes peuvent servir de deux groupes de comparaison différents pour des expériences sur l&#39;épithélium kystique.

<table><tbody><tr><td>Fura-2 AM</td><td>Life Technologies</td><td>F-14185</td><td></td></tr><tr><td>Fluo-8</td><td>AAT Bioquest</td><td>21091</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-lysine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4707</td><td></td></tr><tr><td>Acide pluronique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F-68&nbsp ;</td><td>solution</td></tr><tr><td>Shaker</td><td>Boekel Scientific</td><td>260350</td><td></td></tr><tr><td>Source lumineuse</td><td>Sutter Instrument Co</td><td>Lambda XL</td><td>avec obturateur/pilote de roue à filtres</td></tr><tr><td>intégré Filtres à densité neutre</td><td>Nikon</td><td></td><td>ND4, ND8</td></tr><tr><td>Objectif</td><td>Nikon</td><td>SFluo&nbsp ;</td><td>40/1.3 DIC WD 0.22&nbsp ; &nbsp ; huile</td></tr><tr><td>Appareil photo</td><td>Andor Technologies</td><td>Zyla sCMOS</td><td></td></tr><tr><td>Nikon&nbsp ; microscope (inversé)</td><td>Nikon</td><td>Nikon Eclipse TE2000-S</td><td></td></tr><tr><td>Cover Glass</td><td>Thermo Scientific</td><td>6661B52</td><td></td></tr><tr><td>Crayon</td><td>diamant Fisher Scientific</td><td>22268912</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’acquisition d’images</td><td>Nikon</td><td>Nikon NIS-Elements&nbsp ;</td><td></td></tr> Le <tr><td>logiciel d’analyse d’images</td><td>ImageJ</td><td>http://imagej.nih.gov/</td> <td>ND Le plugin Utility permet d’importer des images au format natif Nikon Instruments .nd2</td></tr><tr><td>Chambre d’enregistrement/de perfusion Warner</td><td>Instruments</td><td>RC-26</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Patch Clamp</td> amplificateur <td>Molecular Devices</td> Système d’acquisition de <td></td> données MultiClamp 700B <td></td></tr><tr><td></td><td>Dispositifs moléculaires</td><td>Digidata 1440A</td><td>Axon Digidata&reg ; Système</td></tr><tr><td>Filtre passe-bas</td><td>Warner Instruments</td><td>LPF-8</td><td>8 pôles Bessel</td></tr><tr><td>Capillaires en verre borosilicaté</td><td>World Precision Instruments</td><td>1B150F-4</td><td></td></tr><tr><td>Extracteur de micropipettes</td><td>Sutter Instrument Co</td><td>P-97</td><td>Extracteur de micropipettes de type Flaming/Brown</td></tr><tr><td>Microforge</td><td>Narishige</td><td>MF-830</td><td>Japon</td></tr><tr><td>Micromanipulateur</td> <td>motoriséSutter Instrument Co</td><td>MP-225</td><td></td></tr><tr><td>Microscope inversé</td><td>Nikon</td><td>Eclipse Ti</td><td></td></tr><tr><td>Table d’isolation des microvibrations</td><td>TMC</td><td></td><td>équipée d’une cage de Faraday</td></tr><tr><td>Système de perfusion de valves multicanaux</td><td>AutoMake Scientific</td><td>Valve Bank II</td><td></td></tr><tr><td>Chambre d’enregistrement/de perfusion</td><td>Warner Instruments</td><td>RC-26</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel</td><td>Molecular Devices</td><td>pClamp 10 . 2</td><td></td></tr><tr><td>Table chirurgicale à température contrôlée&nbsp ;</td><td>Noyau</td><td></td> MCW <td>pour rongeurs</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope binoculaire</td><td>Nikon</td><td>SMZ745</td><td></td></tr><tr><td>Système de perfusion basé sur une pompe à seringue</td><td>Harvard Appareil</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tube en polyéthylène</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>PE50</td><td></td></tr><tr><td>Anesthésie isofluorane</td><td><a href="http://www.vetequip.com/">http://www.vetequip.com/</a>911103</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Autres réactifs de base</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

mise en œuvre de patch clamp en direct et microscopie de fluorescence pour surveiller propriétés fonctionnelles des fraîchement isolés pkd épithélium

Implementing Patch Clamp and Live Fluorescence Microscopy to Monitor Functional Properties of Freshly Isolated PKD Epithelium

Cyst initiation et l&#39;expansion au cours de la maladie polykystique des reins est un processus complexe caractérisé par des anomalies dans la prolifération des cellules tubulaire, l&#39;accumulation de fluide luminal et formation de la matrice extracellulaire. L&#39;activité des canaux ioniques et la signalisation intracellulaire de calcium sont des paramètres physiologiques clés qui déterminent les fonctions de l&#39;épithélium tubulaire. Nous avons développé une méthode appropriée pour l&#39;observation en temps réel de l&#39;activité des canaux ioniques avec la technique de patch-clamp et l&#39;enregistrement de Ca2 + intracellulaire niveau dans les monocouches épithéliales fraîchement isolés à partir de kystes rénaux. Rats PCK, un modèle génétique autosomique récessive de la maladie polykystique des reins (ARPKD), ont été utilisés ici pour l&#39;analyse ex vivo de canaux ioniques et des flux de calcium. Décrit ici est une procédure étape par étape détaillé destiné à isoler monocouches kystiques et tubules non dilatée de PCK ou rats normaux Sprague Dawley (SD), et de surveiller l&#39;activité de canal unique et dynamique intracellulaire de Ca2 +.Cette méthode ne nécessite pas de traitement enzymatique et permet une analyse dans un cadre natif de monocouche épithéliale fraîchement isolés. De plus, cette technique est très sensible aux variations de calcium intracellulaire et génère des images à haute résolution pour des mesures précises. Enfin, isolé épithélium kystique peut encore être utilisé pour la coloration avec des anticorps ou des colorants, la préparation des cultures primaires et la purification de différents dosages biochimiques.

Implication potentielle dans ENaC cystogénèse a été démontrée par de nombreuses études qui observe perturbé le facteur de croissance épidermique (EGF) de signalisation dans la progression PKD 22-25 et la réabsorption du sodium dans anormal ARPKD Les modèles murins et les cultures de tissus 26-28. Par exemple, Veizis et al. Ont montré que l&#39;absorption de Na + sensible à l&#39;amiloride est diminuée dans les cellules CD à partir du modèle de non-orthologue de souris BPK ARPKD ...

Les canaux ioniques exprimés dans l&#39;épithélium tubulaire rénal jouent un rôle important dans la pathologie de la maladie polykystique des reins. Nous décrivons ici les protocoles expérimentaux utilisés pour effectuer l&#39;analyse et le niveau de calcium intracellulaire mesures patch-clamp dans l&#39;épithélium kystique fraîchement isolées à partir de reins de rongeurs.

Mise en œuvre de patch clamp en direct et microscopie de fluorescence pour surveiller propriétés fonctionnelles des fraîchement isolés PKD épithélium

Cyst initiation and expansion during polycystic kidney disease is a complex process characterized by abnormalities in tubular cell proliferation, luminal ...

L'objectif général de cette procédure est d'enregistrer l'activité des canaux uniques et de mesurer les variations de la concentration intracellulaire de calcium dans des monocouches kystiques fraîchement isolées de modèles rongeurs de la maladie rénale polykystique. Ceci est réalisé en premier lieu en rinçant les reins PCK rec par l'aorte abdominale afin d'éliminer le sang des tissus rénaux. La deuxième étape consiste à isoler la monocouche épithéliale des kystes.Ensuite, le monocouche isolé peut être utilisé pour des enregistrements classiques en configuration « patch clamp » des canaux ioniques dans les membranes apicales des cellules épithéliales. Le tissu isolé peut également être utilisé pour le chargement avec des colorants calciques, afin de quantifier les variations de la concentration intracellulaire de calcium dans les cellules épithéliales.Ces paramètres mesurés dans l'environnement naturel des kystes peuvent être comparés à ceux des tubules sains afin d'étudier le processus de genèse kystique. Le principal avantage de cette technique est qu'elle permet d'étudier l'activité des canaux chi et le flux de calcium dans les kystes rénaux. Cette analyse fournit des données physiologiquement pertinentes obtenues à partir de tissus fraîchement isolés.Avec cette approche, nous pouvons surveiller l'activité d'un canal unique dans les épithéliums fraîchement isolés. Il s'agit d'une méthode unique, car elle permet de caractériser précisément le comportement des canaux à fer en utilisant différentes variantes de la technique de patch. Nous sommes en mesure de tester la réponse du canal à divers médicaments dans des tubules kystiques et sains.La monocouche de kystes fraîchement isolée peut être utilisée pour l'imagerie du calcium intracellulaire. Cette technique permet le criblage pharmacologique et l'étude fonctionnelle de l'homéostasie du calcium intracellulaire dans les cellules kystiques, qui constituent des moyens importants pour découvrir de nouveaux traitements visant à prévenir la maladie rénale polykystique. Le soin du sang laissé montrera l'approche chirurgicale utilisée pour débarrasser les reins du sang.Les procédures d'isolement du rein et des kystes seront d'abord présentées. Commencez cette procédure en réalisant une laparotomie et en lavant les reins avec du PBS par l'aorte abdominale d'un rat anesthésié. Pour ce faire, reliez un cathéter en tube de polyéthylène à une pompe à seringue remplie de PBS.Couper la peau et la paroi abdominale le long de la ligne médiane abdominale et déplacer les organes abdominaux à l’aide de cotons-tiges afin d’accéder à l’aorte descendante avec les artères mésentérique et cœliaque qui en partent. Placer ensuite la première ligature autour des artères mésentérique et cœliaque et la seconde ligature autour de l’aorte, sous le diaphragme.Séparez délicatement l'aorte ADOS par une dissection émoussée des tissus conjonctifs environnants à l'aide de pinces. Placez ensuite le troisième ligature à environ trois millimètres sous l'artère rénale gauche et la quatrième ligature au-dessus de la bifurcation des artères iliaques. Serrez la quatrième ligature et fixez un clamp vasculaire autour de l'aorte entre l'artère rénale gauche et la troisième ligature.Réalisez une incision entre le clamp et la quatrième ligature pour cathétériser l'aorte. Utilisez ensuite la troisième ligature pour fixer fermement le cathéter. Relâchez maintenant le clamp.Veillez à ce que le pouls sanguin soit visible dans le cathéter afin de garantir une installation correcte. Ensuite, commencez la perfusion et serrez les ligatures première et deuxième. Par la suite, coupez rapidement la veine rénale gauche pour soulager la pression.Poursuivre le rinçage pendant une à deux minutes, jusqu'à ce que les organes soient complètement blanchis. Ensuite, sectionner les vaisseaux sanguins rénaux, l'urètre ainsi que les tissus conjonctifs et adipeux environnants. Pour exciser les reins, pratiquer une petite déchirure dans la capsule rénale et décoller les reins afin de les extraire avec leur capsule.Ensuite, placer les reins dans du PBS glacé. Préparer ensuite des lamelles de verre de cinq par cinq millimètres et de 25 par 25 millimètres recouvertes de poly-L-lysine.Coupez les reins avec une lame de rasoir selon le plan frontal en tranches d'un à deux millimètres d'épaisseur. Placez ensuite l'une des tranches sous un microscope stéréo. Repérez les kystes, qui apparaissent sous forme de cavités rondes, à l'aide de pinces fines.Dissez la couche épithéliale interne d'un kyste aussi finement que possible afin d'obtenir une zone en monocouche. Ensuite, fixez-la sur une lamelle en verre recouverte de polylysine et exposez le kyste avec sa face apicale vers le haut afin de permettre l'accès des pipettes pour réaliser l'électrophysiologie. Remplissez la chambre de patch-clamp avec la solution bain. Puis, transférez la lamelle en verre portant les tissus isolés vers la chambre.Sélectionnez une cellule dans la monocouche épithéliale et approchez une membrane typique avec une micropipette de patch. Ensuite, réalisez une expérience classique de patch clamp en mode cellule attachée. Dans cette procédure, placez les kystes isolés et les tubules fendus dans une boîte de trois centimètres et demi contenant du PSS, ajoutez cinq micromoles de flu, huit HD et 0,05 % d'acide onique pour aider à disperser les acétates de méthyle.Ensuite, protégez l'échantillon de la lumière et incubez-le sur un agitateur lent à température ambiante pendant 30 à 40 minutes. Après l'incubation, rincez le milieu d'incubation avec du PSS propre. Puis placez le tissu sous un microscope confocal pour effectuer ultérieurement une imagerie de fluorescence.Activez le logiciel d'acquisition confocale. Ensuite, allumez le laser à argon à 488 nanomètres d'excitation et réglez l'émission à 520 sur 25 nanomètres. Puis localisez le tissu en champ clair par la suite.Surveillez la fluorescence Flu OH8H dans l'échantillon de tissu avec une fréquence de 0,25 hertz ou supérieure. Appliquez un TP ou d'autres modulateurs pharmacologiques pour induire une augmentation de la concentration intracellulaire de calcium. On observe ici les tracés de courant représentatifs de l'activité du canal sodique épithélial mesurée dans des patchs en configuration « cellule attachée » de kystes fraîchement isolés provenant de rats PCK âgés de 16 semaines, après un traitement par la benzoyl et l'eau de boisson pendant 12 semaines.Les lignes en pointillés indiquent respectivement l'état courant avec C et op n désignant les états fermé et ouvert. Ce graphique résume l'activité observée du canal sodique épithélial, dans laquelle le benzoyl, un inhibiteur sélectif du canal sodique épithélial, a significativement réduit l'activité du canal sodique épithélial. Cette vidéo montre la monocouche kystique chargée au fluo huit H avant et après l'application de 10 micromolaire de a TP. L'augmentation de l'intensité du signal fluorescent vert est visible lorsque la concentration intracellulaire en calcium augmente en réponse au a TP. Ce graphique résume l'effet du a TP sur les niveaux de calcium dans la cellule.Un monolayer de rats PCK soumis à l'application d'un TP présente une augmentation rapide du taux de calcium intracellulaire, qui revient à un niveau basal en deux ou trois minutes. Cette technique offre une opportunité unique de surveiller les variations du flux de calcium et de l'activité des canaux ioniques dans les reins kystiques. Outre la caractérisation de l'activité du canal sodique cellulaire et de l'entrée de calcium chez les rats PCK, cette approche peut être utilisée pour analyser d'autres canaux ioniques dans divers modèles de RAR et de PKD autosomique dominante.

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Nous présentons un protocole qui combine l'isolation cellulaire et l'enregistrement de patch-clamp à cellules entières pour mesurer les propriétés électriques des cellules épithéliales dissociées primaires des épididymides de cauda de rat. Ce protocole permet d'étudier les propriétés fonctionnelles des cellules épithéliales épididymiques primaires afin d'élucider davantage le rôle physiologique de l'épididyme.

Enregistrements de puces et de cellules entières de cellules épithéliales primaires isolées de l&#39;épididyme

Ce protocole décrit comment mener des expériences automatiques de fixation de patch guidées par image à l'aide d'un système récemment développé pour un équipement d'électrophysiologie standard in vitro .

Application de la pincée de patch automatisée guidée par image pour l&#39;étude des neurones dans les tranches de cerveau

L’objectif de ce protocole est d’isoler les régions intactes du stimulateur cardiaque du bassinet du rein de la souris à l’aide d’une section vibratome. Ces sections peuvent ensuite être utilisées pour l’imagerie in situ du Ca2+ afin d’élucider les propriétés transitoires du Ca2+ des cellules du stimulateur cardiaque et d’autres cellules interstitielles dans des tranches de vibratome.

Isolement et imagerie vivants, régions intactes du stimulateur cardiaque du bassinetet du rein de souris par section vibratome

Découvrez l'analyse patch-clamp et la mesure du calcium intracellulaire dans l'épithélium kystique isolé de reins de rongeurs. Cette méthode permet d'étudier l'activité des canaux ioniques dans la pathologie de la maladie rénale polykystique.

Mise en œuvre de patch clamp en direct et microscopie de fluorescence pour surveiller propriétés fonctionnelles des fraîchement isolés PKD épithélium (Vidéo) | JoVE Journal

Mise en œuvre de patch clamp en direct et microscopie de fluorescence pour surveiller propriétés fonctionnelles des fraîchement isolés PKD épithélium

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