Name: Isolement physique des Endospores partir déchantillons environnementaux par ciblé lyse des cellules végétatives (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Découvrez l'isolement physique des endospores bactériennes à partir d'échantillons environnementaux complexes par lyse ciblée des cellules végétatives. Cette méthode non destructive permet des analyses moléculaires et culturales ultérieures.

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Les auteurs reconnaissent la National Science Foundation suisse pour Grant No. 31003A-132358/1, 31003A_152972 et n ° 151 948, et Fondation Pierre Mercier Pour la Science.

1. Préparation des produits chimiques et de l&#39;équipement <ol><li> Ajouter 500 ml d&#39;un hexamétaphosphate de sodium à 1% (SHMP) (NaPO 3) n solution et stériliser par autoclavage. </li><li> Stériliser nitrocellulose (NC) filtres (taille de pores de 0,22 um, diamètre 47 mm) par autoclavage en verre fermé des boîtes de Pétri. </li><li> Stériliser les filtres NC (taille de pores 0,22 pm, diamètre 25 mm) à l&#39;autoclave fermé en verre boîtes de Pétri. </li><li> Peser et noter le poids à vide des tubes de 50 ml stériles (avec Cap sur) (un tube par échantillon). </li><li> Préparer Tris-EDTA-tampon (tampon TE) 1x: effectuer solution de Tris 10 mM (tris (hydroxyméthyl) aminométhane de) et le tampon EDTA 1 mM. Ajuster le pH à 8 et stériliser à l&#39;autoclave. </li><li> Préparer la solution de lysozyme (20 mg / ml) en dissolvant 0,02 g de lysozyme dans 1 ml de tampon TE. Idéalement, faire des frais à chaque fois. Conserver à 4 ° C pendant pas plus de 1 semaine. </li><li> Préparer la solution physiologique en dissolvant 8 g / L de chlorure de sodium(NaCl) dans l&#39;eau distillée. Stériliser à l&#39;autoclave. </li></ol> 2. La séparation de la biomasse à partir des sédiments <ol><li> Ajouter 3 g d&#39;échantillon de sédiments pré-pesée stérile tubes de 50 ml à l&#39;aide de boules métalliques éthanol flambé. Effectuez cette dans un endroit propre, stérilisée par UV enceinte de biosécurité pour éviter la contamination. </li><li> Ajouter 15 ml d&#39;une solution stérile (autoclave) solution de SHMP de 1% à l&#39;aide d&#39;un échantillon stérile gradué burette. La solution SHMP peut également être filtré pour éviter la contamination. </li><li> Homogénéiser le sédiment et la solution SHMP avec une dispersion liquide / homogénéisation (par exemple, homogénéisateur Ultra-Turrax). 70% d&#39;éthanol-stériliser à l&#39;autoclave ou le rotor de dispersion avant l&#39;utilisation. Exécutez l&#39;homogénéisation pendant 1 min à 17 500 rpm. Laisser l&#39;échantillon reposer pendant 2 min et répéter l&#39;homogénéisation pendant 1 min à la même vitesse du rotor. </li><li> Laissez l&#39;échantillon reposer pendant 10 min. À cette étape, les particules les plus lourdes (minéraux) se déposent. Les cellules et les composants organiques de l&#39;échantillon cependant wmalades restent en solution. Ensuite, transférer la solution de surnageant (contenant de la biomasse cellulaire) dans un tube de 50 ml propre, tout en prenant soin de ne pas perturber le culot de sédiments. </li><li> Pour le culot de sédiments ajouter encore 15 ml d&#39;une solution stérile (autoclave) solution de SHMP 1% en utilisant une burette graduée stérile. Puis répétez les étapes 2.3 et 2.4. Cette répétition assure la séparation de la quantité maximale des cellules et des particules organiques dans le composant minéral du sédiment. Le surnageant de cette deuxième séparation peut être fusionné avec le surnageant provenant de la première séparation. Remarque: Les étapes suivantes sont toutes effectuées sur le surnageant (contenant la biomasse cellulaire). Le composant minéral (pastille sédiment) peut être mis au rebut. </li><li> Centrifuger l&#39;échantillon à 20 x g pendant 1 min. Cette étape augmente la suffisant pour régler les petites particules minérales force g tandis que le matériau de cellule biologique reste encore en solution. Après centrifugation, transférer la solution de surnageant (contenant de la biomasse cellulaire) dans unpropre tube de 50 ml. Jeter le culot minérale. </li><li> Déterminer le volume final de la solution contenant la biomasse en pesant l&#39;échantillon. La détermination du poids évite d&#39;avoir à transférer l&#39;échantillon dans un cylindre gradué et réduit les risques de contamination. </li></ol> 3. Collection de la biomasse sur le filtre à membrane <ol><li> Préparer unité de filtration (membranes de 47 mm de diamètre) et la pompe à vide. Stériliser l&#39;unité de filtration soit par autoclavage ou (si le verre Pyrex) par pulvérisation avec 70% d&#39;éthanol et enflammé par un bec Bunsen. Laissez-le refroidir avant de continuer avec le protocole. </li><li> Ajouter membrane NC stérile à l&#39;unité de filtration à l&#39;aide de pinces stériles éthanol flambé. </li><li> Ajouter la moitié de l&#39;échantillon de surnageant (de l&#39;étape 2.6) sur l&#39;unité de filtration à membrane et recueillir les cellules sur la membrane en utilisant la pompe à vide. </li><li> Lorsque le liquide est complètement passé à travers le filtre, arrêter la pompe à vide et retirer délicatement la membrane en utilisant Ethanol-flamme pince stérilisée. Placez la membrane dans une boîte de Pétri stérile. <ol><li> Couper la membrane de moitié l&#39;aide de ciseaux stérilisés éthanol flambé. Ajouter chaque moitié de la membrane dans un tube de 2 ml distinct. La moitié de la membrane sera utilisé pour l&#39;extraction et l&#39;analyse de l&#39;ensemble de la communauté bactérienne ADN. L&#39;autre moitié du filtre est stockée à -80 ° C et sert comme une sauvegarde. </li></ol></li><li> Placez nouvelle membrane NC sur l&#39;unité de filtration et de collecter la biomasse à partir de la seconde moitié du volume de l&#39;échantillon (de l&#39;étape 2.6) en utilisant la pompe à vide. </li><li> Lorsque le liquide est complètement passé à travers le filtre, arrêter la pompe à vide et retirer délicatement la membrane en utilisant des pinces stérilisées éthanol flambé. Placer l&#39;ensemble de membrane dans un tube de 2 ml distinct. Cet exemple sera utilisé pour le traitement de séparer les endospores de cellules végétatives. L&#39;échantillon peut être stocké à -20 ° C jusqu&#39;à utilisation. </li></ol> 4. La lyse des cellules végétatives <ol><li> Effectuer latraitement pour séparer les endospores de cellules végétatives sur la biomasse déjà recueillis sur une membrane NC (étape 3.6). <ol><li> Si la membrane a été gelé, le laisser à température ambiante pendant 10 min à décongeler. Ensuite, placez la membrane dans une boîte de Pétri stérile et couper (environ 4 fois) en petits morceaux avec des ciseaux stérilisés éthanol flambé. Ensuite, placer tous les éléments de filtre à membrane dans un tube stérile de 2 ml. </li></ol></li><li> Ajouter 900 pi de 1x TE (Tris-EDTA) tampon (voir 1.5) dans le tube contenant la membrane de l&#39;échantillon et bien mélanger au vortex. A ce stade, la biomasse est enlevée de la membrane dans la solution tampon TE. </li><li> Placer le tube dans un incubateur à 65 ° C pendant 10 min et 80 tours par minute. Ensuite retirer le tube de l&#39;incubateur et le laisser refroidir pendant 15 min. </li><li> Ajouter 100 ul de lysozyme fraîchement préparé (voir 1.5) pour atteindre une concentration finale de 2 mg / ml. Ne pas ajouter le lysozyme avant que l&#39;échantillon est refroidi à 37 ° C, car cela pourrait degRade l&#39;enzyme. </li><li> Incuber l&#39;échantillon à 37 ° C pendant 60 min et 80 tours par minute, les conditions optimales pour le lysozyme pour lyser des cellules végétatives. </li><li> Après la lyse est complète, ajouter 250 ul de 3 N d&#39;hydroxyde de sodium (NaOH) et 250 pi de dodécylsulfate de sodium (SDS) solution à 6% de l&#39;échantillon. En ajoutant cela, le volume d&#39;échantillon de 1,5 ml et atteint il y a une concentration finale de 0,5 N de NaOH et la concentration finale de 1% de SDS. </li><li> Incuber ce mélange à température ambiante pendant 60 min et 80 tours par minute. Ajout de la base et des détergents aidera en finale de la lyse cellulaire. La concentration de ces détergents a été optimisée pour ne pas endommager les endospores, tandis que la lyse des cellules végétatives. </li><li> Préparer une unité de filtration stérile qui contient 25 membranes mm de diamètre à l&#39;autoclave, ou (si le verre Pyrex) pulvérisation d&#39;éthanol à 70% et enflammé par un bec Bunsen. Laissez refroidir. </li><li> Placer une membrane NC 0,2 um (diamètre 25 mm) sur l&#39;unité de filtration en utilisant une pince-éthanol flamme stérilisés. &lt;/ li&gt; <li> Ajouter l&#39;échantillon provenant de l&#39;étape 4.7 sur la membrane et le liquide au moyen d&#39;un filtrage de la pompe à vide. Lorsque le liquide est passé à travers, éteignez la pompe à vide. A cette étape, le matériau cellulaire lysé végétatif est éliminé, car il ne sont pas retenus sur la membrane. Seulement des endospores resteront sur la membrane. </li><li> Ajouter 2 ml de solution physiologique stérile pour laver détergents résiduels et filtrer le liquide en utilisant la pompe à vide. </li><li> Lorsque le liquide est entièrement filtrée, éteignez la pompe à vide. Laisser la membrane de l&#39;unité de filtration. </li></ol> 5. Traitement DNase Remarque: effectuer le traitement à la DNase directement sur la membrane filtrante. Il est important que l&#39;unité de filtration ne fuit pas et la pompe à vide est éteint. <ol><li> Ajouter 450 ul d&#39;eau stérile, 50 ul de tampon de réaction de DNase (1 x) et 0,5 ul de DNase X enzyme directement sur la membrane filtrante et laisser reposer pendant 15 min. Si possible, faire la digestion dans une chambre qui est légèrement guerreRT mer que la moyenne, étant donné que l&#39;enzyme fonctionne mieux à des températures de 25 ° C et au-dessus. Remarque: En gardant le bec Bunsen de côté de l&#39;unité de filtration augmente également la température et a l&#39;avantage supplémentaire de conserver stérile l&#39;environnement, donc réduit le risque de contamination des échantillons. </li><li> Lorsque la digestion de DNase est terminée, tourner sur la pompe à vide pour éliminer l&#39;enzyme de l&#39;échantillon. </li><li> Laver enzyme résiduelle et à filtrer en ajoutant 1 ml de solution physiologique. </li><li> Si du liquide a pleinement réussi, éteignez la pompe à vide et retirer la membrane de filtration contenant des endospores l&#39;aide de pinces stériles et le placer dans une boîte de Pétri stérile. Remarque: L&#39;échantillon d&#39;endospores séparés est maintenant prêt pour l&#39;analyse en aval. Conserver à -20 ° C si utilisé pour l&#39;extraction de l&#39;ADN ou bien à 4 ° C si elle est utilisée pour la germination et la culture. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs ont rien à révéler.

La résistance des endospores à des facteurs physico-chimiques agressifs externes (par exemple, la température ou détergents) a été utilisé pour mettre au point une méthode pour séparer les endospores bactériennes à partir de cellules végétales dans des échantillons environnementaux. Ceci est la première méthode complète pour isoler à partir d&#39;échantillons environnementaux endospores d&#39;une manière non-destructive. Les procédés antérieurs pour quantifier, détecter ou analyser endospores dans les ...

Le but de ce travail est de fournir un protocole pour la séparation des endospores bactériennes partir de cellules bactériennes végétatives dans les échantillons environnementaux. La formation d&#39;endospores bactériennes est une stratégie de survie, généralement déclenchée par la famine, trouvé dans un certain nombre de groupes de bactéries appartenant à l&#39;embranchement des Firmicutes 1. Bactéries endospores sont bien étudiés, principalement en raison d&#39;un certain nombre de souches sont pathogènes et donc d&#39;une importance médicale (par exemple, Bacillus anthracis ou Clostridium difficile). Souches environnementales de bactéries endospores ont été isolés à partir de pratiquement chaque environnement (sol, eau, sédiments, l&#39;air, la glace, intestin humain, les animaux intestin et plus) 1-3. Par conséquent, Firmicutes sont le deuxième embranchement le plus abondant dans les collections de cultures 4. En raison de leurs protéines du cortex externe et fondamentales de protection robustes, endospores peuvent survivre dans des conditions environnementales extrêmes allant from dessiccation à rayonnement élevé, des températures extrêmes et des produits chimiques nocifs 5. Cette résistance remarquable en fait un défi pour extraire l&#39;ADN des endospores 6-8. Cela explique probablement pourquoi ils ont été négligés dans les études de séquençage de l&#39;environnement 9,10. D&#39;autres méthodes, telles que le ciblage des endospores dans les échantillons environnementaux par des anticorps fluorescents 11, quantification de l&#39;acide dipicolinique (DPA) dans le sol et les sédiments 13 12, la cytométrie de flux 14 ou la pasteurisation et la culture subséquente 15,16 ont été utilisés pour récupérer ou de quantifier dans endospores les échantillons environnementaux. Au cours des dernières années, les méthodes d&#39;extraction d&#39;ADN optimisée, ainsi que des amorces moléculaires spécifiques pour cibler des séquences de gènes spécifiques ont été développés endospores 10,17-20. Cela a contribué à révéler plus de biodiversité au sein de ce groupe de bactéries 21 et a également conduit à des applications dans l&#39;industrie et la médecine pour la détection des endospores, Par exemple dans le lait en poudre 19. Le protocole présenté ici est basé sur la différence de résistance à physico-chimiques nocifs (conditions telles que la chaleur et détergents) de endospores bactériennes par rapport à des cellules végétatives. Pour détruire les cellules végétatives dans un échantillon, nous appliquons consécutivement la chaleur, le lysozyme et de faibles concentrations de détergents. La durée et la force de ces traitements ont été optimisés afin de ne pas détruire les spores, mais pour lyser toutes les cellules végétatives. Certaines cellules dans une piscine de la cellule de l&#39;environnement sont plus résistants que d&#39;autres, afin d&#39;augmenter la probabilité de détruire toutes les cellules végétatives, nous appliquons trois traitements différents. L&#39;avantage de la nouveauté et cette méthode est que les endospores après le traitement sont encore intacts et peuvent être utilisés pour d&#39;autres analyses en aval. Ceux-ci comprennent l&#39;extraction de l&#39;ADN, la PCR quantitative (qPCR) et amplicon ou le séquençage métagénomique (ciblant spécifiquement le groupe des endospores et donc de réduire dIVERSITÉ, tout en augmentant la couverture). Les endospores pourraient également être utilisés pour la culture ou la quantification en aval par microscopie par fluorescence, cytométrie de flux, ou la détection de DPA. Une caractéristique importante de ce procédé est que, en comparant un échantillon non traité avec un échantillon traité, on peut déduire la quantité et la diversité des endospores dans un échantillon environnemental, en plus de la composante correspondant à des cellules végétatives.

<table><tbody><tr><td>Filtres à membrane nitrocellulosique Whatman, 0,2 &#956 ; taille des pores, 47 mm de diamètre</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WHA7182004 Aldrich&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Tris(hydroxyméthyl)aminométhane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>252859 Sigma-Aldrich</td><td>CAS 77-86-1</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E9884 Sigma-Aldrich</td><td>CAS&nbsp ; 60-00-4&nbsp ;</td></tr><tr><td>Lysozyme à partir de blanc d’oeuf de poule</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>62971 Fluka</td><td>en poudre, CAS 12650-88-3&nbsp ;</td></tr><tr><td>Homogénéisateur Ultra-Turrax T18 basic</td><td>IKA</td><td>3720000</td><td></td></tr><tr><td>Porte-filtres en verre pour 47&nbsp ; mm membranes, verre Pyrex</td><td>EMD Millipore</td><td>XX10 047 00</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à vide chimique</td><td>Millipore</td><td>WP6122050</td><td>220 V/50 Hz</td></tr><tr><td>Filtration d’échantillonnage sur collecteur pour 25&nbsp ; mm membranes</td><td>Millipore</td><td>1225 Sampling Manifold</td><td>polypropylène</td></tr><tr><td>Dnase</td><td>New England Biolabs</td><td>M0303S</td><td>Rnase free</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5881 Sigma-Aldrich</td><td>CAS&nbsp ; 1310-73-2&nbsp ;</td></tr><tr><td>Dodécylsulfate de sodium (FDS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L3771 Sigma&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Filtres à membrane nitrocellulosique Whatman, 0,2 &#956 ; taille de pores, 25 mm de diamètre</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WHA7182002 Aldrich</td><td></td></tr></tbody></table>

isolement physique des endospores partir d&#39;échantillons environnementaux par ciblé lyse des cellules végétatives

Physical Isolation of Endospores from Environmental Samples by Targeted Lysis of Vegetative Cells

La formation d’endospores est une stratégie de survie que l’on retrouve chez certaines bactéries de l’embranchement des Firmicutes. Au cours de la formation des endospores, ces bactéries entrent dans un état de repos morpho-physiologique qui améliore la survie dans des conditions environnementales défavorables. Même si les firmicutes endosporulés sont l’un des groupes bactériens les plus fréquemment enrichis et isolés dans les études de culture, ils sont souvent absents des études de diversité basées sur des méthodes moléculaires. La résistance du noyau des spores est considérée comme l’un des facteurs limitant la récupération de l’ADN des endospores. Nous avons mis au point une méthode qui tire parti de la résistance plus élevée des endospores pour les séparer des autres cellules d’une communauté microbienne complexe en utilisant des méthodes de lyse physique, enzymatique et chimique. La préparation d’endospores uniquement obtenue peut être utilisée pour la re-culture ou pour effectuer des analyses en aval telles que l’extraction d’ADN sur mesure optimisée pour les endospores et le séquençage ultérieur de l’ADN. Cette méthode, appliquée à des échantillons de sédiments, a permis l’enrichissement des endospores et, après séquençage, a révélé une grande diversité de formateurs d’endospores dans les sédiments lacustres d’eau douce. Nous nous attendons à ce que l’application de cette méthode à d’autres échantillons donne un résultat similaire.

Les résultats présentés ici ont été publiés plus tôt 10,21. S&#39;il vous plaît se référer à ces articles pour l&#39;interprétation de l&#39;environnement et la discussion des données. La procédure générale est résumée sur la figure 1 et correspond à trois étapes principales: d&#39;abord, la séparation de la biomasse à partir de sédiments ou de toute autre matrice de l&#39;environnement; d&#39;autre part, la destruction de cellules végétatives; et...

Une méthode permettant de distinguer les endospores bactériennes des communautés microbiennes complexes a été développée pour effectuer des études de culture ou moléculaires sur mesure de ce groupe de bactéries.

Isolement physique des Endospores partir d&#39;échantillons environnementaux par ciblé lyse des cellules végétatives

Endospore formation is a survival strategy found among some bacteria from the phylum Firmicutes. During endospore formation, these bacteria enter a ...

L'objectif général de cette procédure est de séparer les endospores bactériens à partir d'échantillons complexes de communautés microbiennes, tels que les sédiments. Cette méthode permet de répondre à des questions essentielles dans le domaine de la microbiologie concernant la présence et l'abondance des endospores dans des échantillons naturels. Elle repose sur une différence de résistance entre les endospores et les cellules végétatives face aux produits chimiques et à la chaleur. Le principal avantage de cette technique est qu'elle est non destructive pour les endospores, ce qui permet de les utiliser dans des expériences ultérieures telles que la culture, la quantification et les tests métaboliques.Bien que nous ayons conçu cette méthode pour fonctionner avec l'écologie des bactéries formant des endospores, elle peut également être utilisée dans des domaines tels que l'exobiologie ou l'industrie alimentaire, dans lesquels les spores peuvent être soit bénéfiques, soit néfastes. Après avoir préparé les solutions et l'équipement conformément au protocole décrit, ajoutez, sous une hotte de sécurité biologique stérilisée aux UV, trois grammes d'échantillon de sédiment à l’aide de cu

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JoVE Journal

Environment

Environnement

Source : Schlimpert, S., et al. Imagerie par fluorescence du cycle de vie complet de S. venezuelae à l’aide d’un dispositif microfluidique. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo montre la culture et l’isolement des spores de Streptomyces venezuelae. Les spores, cellules dormantes qui aident les bactéries à survivre au stress, sont produites lors de la limitation des nutriments et collectées par centrifugation. La méthode garantit une suspension de spores pures et stockées au froid pour les...

 Préparation et isolement de spores de Streptomyces venezuelae à partir d’une culture liquide 

Source : Wunderlin, T., et al. Isolement physique des endospores à partir d’échantillons environnementaux par lyse ciblée des cellules végétatives. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo démontre une méthode pour isoler des endospores à partir d’un échantillon environnemental contenant à la fois des cellules végétatives et diverses bactéries. La procédure implique la filtration, la perturbation mécanique et un traitement chimique sélectif pour affaiblir et lyser les cellules végétatives tout en...

Isolement des endospores à partir d’un échantillon environnemental par lyse ciblée de cellules végétatives 

Ici, nous décrivons un dosage colorimétrique pour détecter la présence de sucres réducteurs lors de la germination des spores bactériennes.

Détecter Cortex Fragments Pendant bactérienne Spore Germination

Ce protocole illustre les étapes consécutives importantes nécessaires pour évaluer la pertinence de la surveillance des paramètres de vitalité et des processus de réparation de l’ADN dans la relance des spores de Bacillus subtilis après traitement par plasma basse pression par suivi réparation de l’ADN marquées fluorescence protéines par microscopie confocale résolue dans le temps et la microscopie électronique à balayage.

Enquête sur les néfastes effets de basse pression Plasma stérilisation sur la survie de Bacillus subtilis Spores en utilisant Live microscopie des cellules

Champignons du charbon causent de nombreuses maladies agricoles dévastateurs. Ils sont dispersés sous forme de téleutospores dormants qui germent en réponse à des stimuli environnementaux. Nous décrivons deux méthodes pour étudier les changements moléculaires au cours de la germination : augmentation de la respiration pour détecter l’activation métabolique de mesure et l’évaluation changeant des événements moléculaires en isolant les téleutospores aux stades morphologiques distincts.

Germination des téliospores chargée de l’enquête à l’aide de l’analyse Microrespiration et Microdissection

Amas de protéines récepteurs germinant dans « germinosomes » dans la membrane interne de spores de Bacillus subtilis . Les auteurs décrivent un protocole utilisant des protéines de super-résolution microscopie et fluorescentes de journaliste pour visualiser germinosomes. Le protocole précise également domaines de membrane interne de spores qui sont préférentiellement souillées avec le colorant de membrane FM4-64.

Visualisation de Germinosomes et de la Membrane interne dans les Spores de Bacillus subtilis

Nous présentons ici un protocole basé sur le système d’appât du ver de farine (Tenebrio molitor) qui a été utilisé pour isoler et sélectionner les champignons entomopathogènes (EPF) à partir d’échantillons de sol. Une formule de nombre de conidies efficaces (ECN) est utilisée pour sélectionner un EPF à haute tolérance au stress en fonction des caractéristiques physiologiques de la lutte microbienne des ravageurs sur le terrain.

Isolement et sélection de champignons entomopathogènes à partir d’échantillons de sol et évaluation de la virulence fongique contre les insectes nuisibles

Ce protocole est une méthode efficace et rapide de culture des levures et de la moisissure Aspergillus fumigatus à partir de grands ensembles d’échantillons de sol en aussi peu que 7 jours. Les méthodes peuvent être facilement modifiées pour s’adapter à une gamme de milieux d’incubation et de températures au besoin pour les expériences.

Isolement des levures et des moisissures cultivables des sols pour étudier la structure de la population fongique

Le présent article vise à fournir des protocoles détaillés et adéquats pour l’isolement des champignons endophytes associés aux plantes, la conservation à long terme des isolats, la caractérisation morphologique et l’extraction totale de l’ADN pour l’identification moléculaire ultérieure et les analyses métagénomiques.

Isolement, caractérisation et extraction totale de l’ADN pour identifier les champignons endophytes chez les plantes mycohétérotrophes

La méthode EPA 1615 utilise un filtre électropositif pour concentrer les entérovirus et les norovirus dans l’environnement et les eaux potables. Ce manuscrit décrit la procédure de collecte d’échantillons pour les analyses de la méthode 1615.

Méthode EPA 1615. Mesure de entérovirus et Norovirus présence dans l&#39;eau par Culture et RT-qPCR. I. Prélèvement des échantillons de virus

Découvrez l'isolement physique des endospores bactériennes à partir d'échantillons environnementaux complexes par lyse ciblée des cellules végétatives. Cette méthode non destructive permet des analyses moléculaires et culturales ultérieures.

Isolement physique des Endospores partir d'échantillons environnementaux par ciblé lyse des cellules végétatives

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