Name: Création de sous-50 Nm nanofluidiques Jonctions en PDMS microfluidique Chip via processus dauto-assemblage des particules colloïdales (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 13 s
Description: Découvrez une technique d'auto-assemblage de nanoparticules de silice colloïdale pour créer des jonctions nanofluidiques dans des puces PDMS. Cette méthode permet la concentration électrocinétique d'ADN et de protéines avec une membrane nanoporeuse de ~45 nm.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par le New York University Abu Dhabi (NYUAD) Fonds pour l&#39;amélioration de la recherche 2013. Nous exprimons nos remerciements au personnel technique du MIT MTL pour leur soutien au cours de microfabrication NIH R21 EB008177-01A2 et et James Weston et Nikolas Giakoumidis de NYUAD pour leur support dans la prise de vue au MEB et la construction d&#39;un diviseur de tension, respectivement. La fabrication du dispositif en PDMS a été réalisée dans l&#39;installation centrale de microfabrication de NYUAD. Enfin, nous tenons à remercier Rebecca Pittam du Centre NYUAD pour Scholarship numérique pour la prise de vue et le montage vidéo.

1. Préparation des perles de silice colloïdale des suspensions <ol><li> Préparation de 300 nm et 500 nm de silice suspensions de perles <ol><li> Vortex la silice perles suspension stock (10% p / v dans l&#39;eau) pendant 30 secondes. pour obtenir une suspension homogène. Pipeter un total de 600 pi suspension stock dans un tube de 1,5 ml et centrifuger à 2.600 xg pendant 1 min. </li><li> Remplacer le liquide surnageant avec 400 pi de phosphate de sodium 1 mM tampon (PB, pH 7,0). </li><li> Suspendre les billes de silice dans une concentration finale de 15% dans une solution de phosphate de sodium 1 mM à pH 7,0 par tourbillonnement. </li></ol></li><li> Fonctionnaliser la surface des billes de 500 nm , la silice carboxyle avec un poly (allylamine hydrochlorure, les HAP), et le poly (styrène sulfonate de sodium, PSS) polyélectrolytes <ol><li> Suspendre 0,1 g de billes de silice de 500 nm avec un groupe carboxyle avec 10 ml de NaCl 1 M (pH 7,0) à 1% (p / v) de la suspension de billes. </li><li> Préparer 0,4% HAP (MW 65K) dans 1 M NaClL en dissolvant 300 ul de la solution mère (20% p / v dans l&#39;eau) dans 15 ml de 1 M de NaCl. Préparer 0,9% PSS (MW 70K) en 1 solution M de NaCl en dissolvant 0,18 g PSS dans 20 ml de solution 1 M de NaCl. Les deux solutions vortex pendant 1 min. pour dissoudre les polyélectrolytes complètement. </li><li> Ajouter 200 pi de solution de PAH 9,8 ml de 1% de perles carboxyle de silice dans un tube de 15 ml pour déposer une couche de polyélectrolyte chargé positivement sur des perles de silice avec un groupe fonctionnel carboxyle. Vortexer la suspension de billes pendant 1 min. et laisser incuber sur un dispositif de rotation du tube pendant 60 min. à la température ambiante. </li><li> Centrifuger la suspension de billes 1801 xg pendant 1 min. et laver les HAP non liés cinq fois avec 10 ml d&#39;eau DI. Après chaque centrifugation et élimination du surnageant, les billes sont très denses au fond du tube. Désorganiser la touffe de talon par pipetage vigoureux avec 2 ml d&#39;eau déminéralisée avant d&#39;ajouter 8 ml d&#39;eau désionisée de sorte que les billes peuvent être remis en suspension et lavés avant l&#39;étape de centrifugation suivante. </li><li> Suivreles étapes 1.2.3 et 1.2.4 pour le revêtement PSS pour déposer une couche chargée négativement sur les billes. Resuspendre les billes dans 9,8 ml de 1 M de NaCl avant le dépôt PSS après élimination du surnageant de l&#39; eau déminéralisée de l&#39;étape de lavage 5 ème 1.2.4. <ol><li> Utilisez la même étape de pipetage vigoureux en utilisant 2 ml de 1 M de NaCl pour briser le bouquet de perles au fond du tube de 15 ml, puis ajouter 8 ml de 1 M de NaCl. Ajouter 200 ul de solution PSS 9,8 ml de billes de silice déposée par une couche unique de HAP. Après tourbillonnement pendant 1 min. et l&#39;incubation pendant 60 min. sur la coiffe du tube, répétez 5 étapes de lavage avec de l&#39;eau DI. </li><li> Mesurer le potentiel des billes zêta avant et après chaque revêtement polyélectrolytique en utilisant un système de diffusion de lumière dynamique selon le protocole du fabricant pour vérifier la procédure de dépôt de polyélectrolyte a été exécutée correctement (voir tableau 1). </li></ol></li><li> Répétez cinq étapes de lavage avec de l&#39;eau DI suivants la couche PSS uniquele dépôt et la remettre en suspension les billes dans 650 pl de tampon de phosphate de sodium 1 mM avec 0,05% de Tween 20 (15% p / v) avant l&#39;utilisation dans le dispositif microfluidique pour améliorer son aptitude à l&#39;écoulement. </li></ol></li><li> Suivez la procédure décrite ci-dessus de 1.2.5 à 1.2.6 pour 500 perles nm de silice avec fonction amine pour déposer une seule couche de PSS. </li></ol> 2. Fabrication de la PDMS microfluidique Chip <ol><li> Microfabrication du maître de silicium <ol><li> Fabriquez le maître de silicium pour le moulage PDMS en utilisant des techniques de microfabrication comme suit. <ol><li> manteau de Spin mince de résine photosensible 1 pm à 4000 rpm sur une plaquette de silicium. Motif de la couche en utilisant la lithographie projection (temps d&#39;exposition 170 msec.) Et graver 700 nm nanocanaux planes profondes et 2 m de large (agissant en tant nanotraps pour les billes de silice) avec gravure ionique réactive. </li><li> Utilisez les paramètres de gravure suivantes pour atteindre un taux de 3,5 nm / s de gravure: CHF 3 (45 sccm), 4 CF (15 sccm), Ar (100 sccm), la pression de 100 mTorr, puissance RF 200 W. </li></ol></li><li> manteau de Spin la seconde couche de résine photosensible épaisse de 1 um à 2000 tpm et effectuer un alignement sur les nanotraps précédemment à motifs. Motif microcanaux par contact lithographie et par gravure ionique réactive profonde (DRIE) de silicium. Utilisez les paramètres DRIE 26 dans le tableau 2. </li></ol></li><li> Fabrication de PDMS moule <ol><li> Silaniser le maître de silicium avec trichlorosilane (50 pi) dans un bocal à vide O / N. ATTENTION: Tricholorosilane est un matériau toxique et corrosif. Toujours utiliser dans une hotte chimique avec des équipements de protection individuelle approprié. </li><li> Mélanger la base à l&#39;agent de durcissement à 10: 1 et coulé PDMS sur le maître de silicium silanisé et guérir à 70 ° C pendant 2 heures dans un four à convection. </li><li> Retirer la dalle PDMS du maître de silicium avec un couteau et plasma liaison sur une plaquette vierge à l&#39;aide d&#39;un nettoyeur à plasma après une pltraitement asma dans un nettoyeur à plasma pendant 1 min. Fixer des bandes le long du bord pour marquer une ligne de partition pour les PDMS suivantes étape de coulée. </li><li> Silaniser le moule PDMS dans un récipient sous vide avec du trichlorosilane (50 ul) O / N. </li><li> PDMS Cast (base: agent de durcissement à 10: 1) sur le moule PDMS silanisé et guérir à 70 ° C pendant 2 heures dans un four à convection. </li></ol></li><li> La fabrication du dispositif PDMS <ol><li> Décollez la dalle de PDMS durcie du moule PDMS le long de la ligne de séparation marquée avec la bande. </li><li> Perforation réservoir trous avec 1,5 mm poinçon de biopsie, propre avec un ruban, rincer avec de l&#39;alcool isopropylique (IPA) et sec avec de l&#39;azote. </li><li> liaison plasma, le dispositif PDMS sur un x 75 mm lame de verre de microscope de 25 mm après un traitement au plasma dans un nettoyeur à plasma pendant 1 min. </li></ol></li><li> Ultrasonicate la suspension de billes pendant 60 min. dans un bain à ultrasons avant le remplissage. Pipeter une suspension de billes de 10 pi (300 nm de silice non fonctionnalisée êtreannonces, ou 500 billes carboxyles nm de silice avec des couches PAH-PSS, ou 500 nm de silice perles amine avec une couche de PSS) dans les entrées 4 et 6 chacun (voir la figure 1 A, B) immédiatement après le collage de plasma de la puce PDMS à un substrat de verre. Appuyez doucement sur la puce PDMS avec une pointe de pipette pour améliorer l&#39;emballage de perles. <ol><li> Après avoir rempli les canaux de distribution de perles, couvrir toutes les entrées à l&#39;exception de 1 et 9 avec du ruban adhésif. Air-sécher l&#39;appareil pendant 3 heures et conserver à +4 ° C avant l&#39;utilisation. La figure 2 donne un schéma étape par étape du processus d&#39; auto-assemblage colloïdal. </li></ol></li></ol> 3. Expérience de Electrokinetic Concentration d&#39;ADN <ol><li> Remplir les réservoirs 3, 7 avec une solution tampon (10 pi de 1 mM PB) et le réservoir 5 avec un échantillon d&#39;ADN (10 pi de 10 nM dans 1 mM PB) et appliquer une pression négative douce avec une pointe de pipette inversée sur les réservoirs 2 , 8 et 10 pour remplir les canaux avec les solutions sans bulles (voir <strong&gt; Figure 1B). </li><li> Ajouter 10 pi de 1 mM PB aux réservoirs 2 et 8, et 10 pi de 10 nM d&#39;ADN dans le réservoir 10 pour équilibrer la pression et attendre 5 min. pour atteindre l&#39;équilibre. </li><li> Insérer les fils de Pt dans les réservoirs 3, 5, 7, 10. </li><li> Appliquer une tension à travers la jonction nanofluidique à l&#39;aide d&#39;un diviseur de tension connecté à un appareil de mesure de la source et les fils de platine. Appliquez d&#39;abord 30 V sur les réservoirs 5, 10 et GND sur les réservoirs 3, 7. </li><li> Diminuer la tension à 25 V sur le réservoir 10 après ~ 30 sec. </li><li> Utiliser un obturateur mécanique avec une ouverture périodique dans toutes les 5 s pour réduire au minimum le photoblanchiment de l&#39;échantillon lors de l&#39;enregistrement des signaux de fluorescence de l&#39;ADN. </li></ol>

<ol><li>Mawatari, K., Kazoe, Y., Shimizu, H., Pihosh, Y., Kitamori, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended-Nanofluidics%3A+Fundamental+Technologies%2C+Unique+Liquid+Properties%2C+and+Application+in+Chemical+and+Bio+Analysis+Methods+and+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Extended-Nanofluidics: Fundamental Technologies, Unique Liquid Properties, and Application in Chemical and Bio Analysis Methods and Devices.</a> Anal Chem. 86, 4068-4077 (2014).</li>
<li>Tsukahara, T., Mawatari, K., Kitamori, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrated+extended-nano+chemical+systems+on+a+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Soc+Rev%22%5BJournal%5D)">Integrated extended-nano chemical systems on a chip.</a> Chem Soc Rev. 39, 1000-1013 (2010).</li>
<li>Mani, A., Zangle, T. A., Santiago, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+Propagation+of+Concentration+Polarization+from+Microchannel-Nanochannel+Interfaces+Part+I%3A+Analytical+Model+and+Characteristic+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">On the Propagation of Concentration Polarization from Microchannel-Nanochannel Interfaces Part I: Analytical Model and Characteristic Analysis.</a> Langmuir. 25, 3898-3908 (2009).</li>
<li>Aizel, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enrichment+of+nanoparticles+and+bacteria+using+electroless+and+manual+actuation+modes+of+a+bypass+nanofluidic+device%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Enrichment of nanoparticles and bacteria using electroless and manual actuation modes of a bypass nanofluidic device.</a> Lab Chip. 13, 4476-4485 (2013).</li>
<li>Wang, Y. C., Stevens, A. L., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Million-fold+preconcentration+of+proteins+and+peptides+by+nanofluidic+filter%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Million-fold preconcentration of proteins and peptides by nanofluidic filter.</a> Anal Chem. 77, 4293-4299 (2005).</li>
<li>Karnik, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrostatic+control+of+ions+and+molecules+in+nanofluidic+transistors%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+letters%22%5BJournal%5D)">Electrostatic control of ions and molecules in nanofluidic transistors.</a> Nano letters. 5, 943-948 (2005).</li>
<li>Mao, P., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+and+characterization+of+20+nm+planar+nanofluidic+channels+by+glass-glass+and+glass-silicon+bonding%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Fabrication and characterization of 20 nm planar nanofluidic channels by glass-glass and glass-silicon bonding.</a> Lab Chip. 5, 837-844 (2005).</li>
<li>Mao, P., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Massively-parallel+ultra-high-aspect-ratio+nanochannels+as+mesoporous+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Massively-parallel ultra-high-aspect-ratio nanochannels as mesoporous membranes.</a> Lab Chip. 9, 586-591 (2009).</li>
<li>Balducci, A., Mao, P., Han, J. Y., Doyle, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Double-stranded+DNA+diffusion+in+slitlike+nanochannels%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Double-stranded DNA diffusion in slitlike nanochannels.</a> Macromolecules. 39, 6273-6281 (2006).</li>
<li>Yamada, M., Mao, P., Fu, J. P., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+Quantification+of+Disease-Marker+Proteins+Using+Continuous-Flow+Immunoseparation+in+a+Nanosieve+Fluidic+Device%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Rapid Quantification of Disease-Marker Proteins Using Continuous-Flow Immunoseparation in a Nanosieve Fluidic Device.</a> Anal Chem. 81, 7067-7074 (2009).</li>
<li>Huh, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tuneable+elastomeric+nanochannels+for+nanofluidic+manipulation%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Mater%22%5BJournal%5D)">Tuneable elastomeric nanochannels for nanofluidic manipulation.</a> Nat Mater. 6, 424-428 (2007).</li>
<li>Chung, S., Lee, J. H., Moon, M. W., Han, J., Kamm, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-lithographic+wrinkle+nanochannels+for+protein+preconcentration%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Mater%22%5BJournal%5D)">Non-lithographic wrinkle nanochannels for protein preconcentration.</a> Adv Mater. 20, 3011-3016 (2008).</li>
<li>Park, S. M., Huh, Y. S., Craighead, H. G., Erickson, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+nanofluidic+device+prototyping+using+elastomeric+collapse%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">A method for nanofluidic device prototyping using elastomeric collapse.</a> Proc Natl Acad Sci. 106, 15549-15554 (2009).</li>
<li>Zeng, Y., Harrison, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-assembled+colloidal+arrays+as+three-dimensional+nanofluidic+sieves+for+separation+of+biomolecules+on+microchips%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Self-assembled colloidal arrays as three-dimensional nanofluidic sieves for separation of biomolecules on microchips.</a> Anal Chem. 79, 2289-2295 (2007).</li>
<li>Malekpourkoupaei, A., Kostiuk, L. W., Harrison, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+Binary+Opal+Lattices+in+Microfluidic+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Mat%22%5BJournal%5D)">Fabrication of Binary Opal Lattices in Microfluidic Devices.</a> Chem Mat. 25, 3808-3815 (2013).</li>
<li>Merlin, A., Salmon, J. -B., Leng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic-assisted+growth+of+colloidal+crystals%5BTitle%5D)+AND+%22Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">Microfluidic-assisted growth of colloidal crystals.</a> Soft Matter. 8, 3526-3537 (2012).</li>
<li>Schepelina, O., Zharov, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PNIPAAM-modified+nanoporous+colloidal+films+with+positive+and+negative+temperature+gating%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">PNIPAAM-modified nanoporous colloidal films with positive and negative temperature gating.</a> Langmuir. 23, 12704-12709 (2007).</li>
<li>Schepelina, O., Zharov, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Poly%282-%28dimethylamino%29ethyl+methacrylate%29-Modified+Nanoporous+Colloidal+Films+with+pH+and+Ion+Response%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Poly(2-(dimethylamino)ethyl methacrylate)-Modified Nanoporous Colloidal Films with pH and Ion Response.</a> Langmuir. 24, 14188-14194 (2008).</li>
<li>Smith, J. J., Zharov, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ion+transport+in+sulfonated+nanoporous+colloidal+films%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Ion transport in sulfonated nanoporous colloidal films.</a> Langmuir. 24, 2650-2654 (2008).</li>
<li>Gaspar, A., Hernandez, L., Stevens, S., Gomez, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrochromatography+in+microchips+packed+with+conventional+reversed-phase+silica+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Electrochromatography in microchips packed with conventional reversed-phase silica particles.</a> Electrophoresis. 29, 1638-1642 (2008).</li>
<li>Lee, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-Fidelity+Optofluidic+On-Chip+Sensors+Using+Well-Defined+Gold+Nanowell+Crystals%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">High-Fidelity Optofluidic On-Chip Sensors Using Well-Defined Gold Nanowell Crystals.</a> Anal Chem. 83, 9174-9180 (2011).</li>
<li>Hu, Y. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interconnected+ordered+nanoporous+networks+of+colloidal+crystals+integrated+on+a+microfluidic+chip+for+highly+efficient+protein+concentration%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Interconnected ordered nanoporous networks of colloidal crystals integrated on a microfluidic chip for highly efficient protein concentration.</a> Electrophoresis. 32, 3424-3430 (2011).</li>
<li>Zhang, D. -W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfabrication-free+fused+silica+nanofluidic+interface+for+on+chip+electrokinetic+stacking+of+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Microfluid+Nanofluid%22%5BJournal%5D)">Microfabrication-free fused silica nanofluidic interface for on chip electrokinetic stacking of DNA.</a> Microfluid Nanofluid. 14, 69-76 (2013).</li>
<li>Syed, A., Mangano, L., Mao, P., Han, J., Song, Y. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creating+sub-50+nm+nanofluidic+junctions+in+a+PDMS+microchip+via+self-assembly+process+of+colloidal+silica+beads+for+electrokinetic+concentration+of+biomolecules%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Creating sub-50 nm nanofluidic junctions in a PDMS microchip via self-assembly process of colloidal silica beads for electrokinetic concentration of biomolecules.</a> Lab Chip. 14, 4455-4460 (2014).</li>
<li>Kim, S. J., Song, Y. A., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanofluidic+concentration+devices+for+biomolecules+utilizing+ion+concentration+polarization%3A+theory%2C+fabrication%2C+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Soc+Rev%22%5BJournal%5D)">Nanofluidic concentration devices for biomolecules utilizing ion concentration polarization: theory, fabrication, and applications.</a> Chem Soc Rev. 39, 912-922 (2010).</li>
<li>Fu, J. P., Mao, P., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous-flow+bioseparation+using+microfabricated+anisotropic+nanofluidic+sieving+structures%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Continuous-flow bioseparation using microfabricated anisotropic nanofluidic sieving structures.</a> Nat Protoc. 4, 1681-1698 (2009).</li>
<li>Plecis, A., Nanteuil, C., Haghiri-Gosnet, A. M., Chen, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electropreconcentration+with+Charge-Selective+Nanochannels%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Electropreconcentration with Charge-Selective Nanochannels.</a> Anal Chem. 80, 9542-9550 (2008).</li>
<li>Ko, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanofluidic+preconcentration+device+in+a+straight+microchannel+using+ion+concentration+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Nanofluidic preconcentration device in a straight microchannel using ion concentration polarization.</a> Lab Chip. 12, 4472-4482 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Suivant le schéma de conception de dispositif commun pour étudier nanofluidique, nous avons fabriqué une jonction nanofluidique entre deux canaux microfluidiques en utilisant l&#39;auto-assemblage entraîné par évaporation de nanoparticules colloïdales au lieu de lithographier modeler un tableau de nanocanaux. Lors de l&#39;écoulement des particules colloïdales dans le canal de distribution de talon, une rangée de nanotraps avec une profondeur de 700 nm et une largeur de 2 pm sur les deux côtés du canal de distribution d...

Nanofluidique est un nouveau domaine de recherche de u TAS (Micro Systems Analysis total) pour étudier les processus biologiques ou des phénomènes de transport des ions et des molécules à l&#39;échelle de longueur de 10 janvier au 10 février nm. Avec l&#39;avènement des outils nanofluidiques tels que nanocanaux, les processus de transport des molécules et des ions peuvent être contrôlés avec une précision sans précédent et manipulés, si nécessaire, par des caractéristiques qui sont disponibles uniquement à cette échelle de longueur pour la séparation et la détection exploitation. 1,2 L&#39; un des ces caractéristiques nanométriques caractéristiques est un ratio élevé de surface à la charge en vrac (ou numéro Dukhin) dans nanocanaux qui peut causer un déséquilibre de charge et d&#39; initier la concentration d&#39;ions de polarisation (ICP) entre le nanocanal et microcanaux. 3 Une plate - forme de dispositif commun pour l&#39;étude des phénomènes nanofluidiques se compose d&#39;un système à deux microcanal relié par un réseau de nanocanaux comme une jonction. 4-6 </sup&gt; Le matériau de choix pour la construction d&#39; un tel dispositif nanofluidique est le silicium en raison de sa grande rigidité qui empêche le canal effondrement au cours des processus de liaison. 7 Cependant, la fabrication de dispositifs de silicium nécessite des masques coûteux et quantité importante de transformation dans la salle blanche. 8- 10 en raison de la commodité de la fabrication du dispositif par moulage et de collage de plasma, le polydiméthylsiloxane (PDMS) a été largement acceptée en tant que matériau de construction pour la microfluidique et ce serait un matériau idéal pour nanofluidique ainsi. Cependant, le module de sa faible Jeune autour 360-870 KPa, rend le canal PDMS facilement pliable lors du collage de plasma. Le rapport d&#39;aspect minimal de la nanocanal (largeur à la profondeur) doit être inférieur à 10: 1 ce qui signifie que la fabrication de dispositifs PDMS par photolithographie classique devient extrêmement difficile si la profondeur de nanocanal doit être inférieure à 100 nm, ce qui nécessite une largeur de canal inférieure à la limite actuelle du typonOGRAPHIE à environ 1 um. Pour contourner cette limitation, il y a eu des tentatives pour créer nanocanaux dans PDMS en utilisant des méthodes non-lithographiques comme les étirements pour initier des fissures avec la profondeur moyenne de 78 nm 11 ou pour former des rides après le traitement de plasma. 12 Collapsing un canal PDMS avec une pression mécanique a permis une hauteur aussi faible que 60 nm nanocanal. 13 Même si ces méthodes non-lithographiques très inventifs autorisés nanocanaux de construction inférieure à 100 nm en profondeur, la contrôlabilité dimensionnelle de la fabrication de nanocanal pose encore un obstacle à une large acceptation de PDMS comme matériau de construction pour les appareils nanofluidiques. Un autre problème critique des nanocanaux, que ce soit dans le silicium ou PDMS est la fonctionnalisation de surface dans le cas où il est nécessaire de modifier la charge de surface sur la paroi du canal pour la manipulation d&#39;ions ou de molécules. Après le montage de l&#39;appareil par liaison, les nanocanaux sont extrêmement difficiles àatteindre pour la fonctionnalisation de surface due au transport de diffusion limitée. Pour créer un canal à l&#39; échelle nanométrique avec une fidélité dimensionnelle et facile fonctionnalisation de surface, la méthode d&#39; auto-assemblage de particules colloïdales induites par évaporation 14-16 dans les dispositifs microfluidiques peut être l&#39; une des approches prometteuses. En plus de la contrôlabilité de la taille des pores et les propriétés de surface, il est même possible de régler la taille des pores in situ lors de l&#39; utilisation de particules colloïdales revêtues de polyélectrolytes en contrôlant la température, 17 le pH, 18,19 et la force ionique. 18 En raison de ces applications avantages, la méthode d&#39; auto-assemblage de particules colloïdales a déjà trouvé pour étectrochromatographie, 20 biocapteurs, la concentration 21 de protéine 22 et la séparation des protéines et de l&#39; ADN en microfluidique. 14,23 dans cette étude, nous avons déployé cette méthode d&#39; auto-assemblage pour construire un dispositif de préconcentration électrocinétique dansPDMS qui nécessite une jonction entre deux microcanaux nanofluidique. 24 Le mécanisme de base derrière la concentration électrocinétique est basée sur la concentration en ions de polarisation (ICP). 25 Une description détaillée de la fabrication et de montage étapes est inclus dans le protocole suivant.

<table><tbody><tr><td>Sel de sodium poly(acide styrènesulfonique)</td><td>Polysciences&nbsp ;</td><td>08772</td><td></td></tr><tr><td>Solution de poly(allylamine)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>479144-5G</td><td></td></tr><tr><td>Microsphère de silice - 300 nm</td><td>Polysciences&nbsp ;</td><td>24321</td><td></td></tr><tr><td>Microsphère de silice - 500 nm</td><td>Polysciences&nbsp ;</td><td>24323</td><td></td></tr><tr><td>Microsphère de silice carboxyle fonctionnelle - 500 nm</td><td>Polysciences&nbsp ;</td><td>24753</td><td></td></tr><tr><td>Microsphère de silice amine fonctionnelle - 500 nm</td><td>Polysciences&nbsp ;</td><td>24756</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 Kit d’élastomère de silicone</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trichlorosilane</td><td>Sigma Aldrich</td><td>175552</td><td></td></tr><tr><td>Nettoyeur à ultrasons</td><td>Branson</td><td>3510</td><td></td></tr><tr><td>Tube Rotator&nbsp ;</td><td>VWR</td><td>10136-084</td><td></td></tr><tr><td>Mélangeur vortex</td><td>WiseMix</td><td>VM-10</td><td></td></tr><tr><td>Microcentrifugeuse</td><td>VWR</td><td>Micro 1207</td><td></td></tr><tr><td>Nettoyeur plasma</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-001-HP</td><td></td></tr><tr><td>Mélangeur PDMS</td><td>Thinky</td><td>ARE-250</td><td></td></tr><tr><td>Four</td><td>Thermo Scientific</td><td>PR305220M</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td> <td>d’épifluorescenceAppareil</td> photo CCD Nikon <td>Eclipse Ti</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Andor</td><td>Clara</td><td></td></tr><tr><td>Électrodes en platine</td><td>Alfa Aesar</td><td>43014</td><td></td></tr><tr><td>Source Mètre</td><td>Keithley</td><td>2400</td><td></td></tr><tr><td>Multimètre numérique&nbsp ;</td><td>Extech</td><td>410</td><td></td></tr><tr><td>Microscopie Lames de verre</td><td>Thermo Scientific</td><td>2951-001</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Merck Millipore</td><td>822184</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Fisher Scientific</td><td>7646-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate de sodium monobasique</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71505</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate de sodium dibasique</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S3264</td><td></td></tr><tr><td>DNA</td><td>IDT</td><td></td><td>CAA CCG ATG CCA CAT CAT TAG CTA C</td></tr><tr><td>B-Phycoerythrin</td><td>Life Technologies</td><td>P-800</td><td></td></tr><tr><td>Système de diffusion dynamique de la lumière pour la mesure du potentiel zêta</td><td>Malvern</td><td>Zetasizer Nano S</td><td></td></tr><tr><td>Photoresist&nbsp ;</td><td>Shipley</td><td>SPR700-1.0</td><td></td></tr><tr><td>Lithographie par projection</td><td>Nikon</td><td>NSR2005i9</td><td></td></tr><tr><td>Graveur d’ions réactifs</td><td>Matériaux appliqués</td><td>AME P5000</td><td></td></tr><tr><td>ICP graveur d’ions réactifs</td><td>profonds STS</td><td>STS-6"</td><td></td></tr><tr><td>Lithographie par contact</td><td>Visions électroniques</td><td>EV620</td><td></td></tr><tr><td>Photoresist Coater Developer</td><td>SSI</td><td>SSI 150</td><td></td></tr><tr><td>Profileur de surface sans contact</td><td>Wyko</td><td>NT 9800</td><td></td></tr></tbody></table>

création de sous-50 nm nanofluidiques jonctions en pdms microfluidique chip via processus d&#39;auto-assemblage des particules colloïdales

Creating Sub-50 Nm Nanofluidic Junctions in PDMS Microfluidic Chip via Self-Assembly Process of Colloidal Particles

Polydiméthylsiloxane (PDMS) est le matériau de construction en vigueur pour fabriquer des dispositifs microfluidiques en raison de sa facilité de moulage et de collage, ainsi que sa transparence. En raison de la souplesse du matériau PDMS, cependant, il est difficile à utiliser pour la construction de nanocanaux PDMS. Les chaînes ont tendance à s&#39;effondrer facilement lors du collage de plasma. Dans cet article, nous présentons une méthode de nanoparticules colloïdales de silice auto-assemblage entraîné l&#39;évaporation à créer des jonctions nanofluidiques avec des sous-50 nm pores entre deux microcanaux. La taille des pores ainsi que la charge de surface de la jonction nanofluidique est réglable en changeant simplement la perle de silice taille et surface fonctionnalisation colloïdale en dehors du dispositif microfluidique assemblé dans un flacon avant que le processus d&#39;auto-assemblage. En utilisant l&#39;auto-assemblage des nanoparticules avec une taille de goutte de 300 nm, 500 nm et 900 nm, il était possible de fabriquer une membrane poreuse ayant une taille de pores membranaires 45 nm environ 75 nm et ~ 135 nm, respectivement. Sous électriqueal potentiel, cette membrane nanoporeuse initiée concentration en ions polarisation (ICP) agissant comme une membrane sélective de cations pour concentrer l&#39;ADN par ~ 1.700 fois pendant 15 min. Ce processus de nanofabrication non lithographique ouvre une nouvelle possibilité de construire une jonction nanofluidique accordable pour l&#39;étude des processus de transport à l&#39;échelle nanométrique des ions et des molécules à l&#39;intérieur d&#39;une puce microfluidique PDMS.

Une puce de concentrateur électrocinétique dans PDMS contenant une jonction nanofluidique auto-assemblée entre deux micro - canaux est représentée sur la figure 1A). Le canal au milieu du dispositif est rempli d&#39;une solution d&#39;échantillon d&#39;ADN et flanquée de deux canaux de solution tampon de chaque côté par l&#39; intermédiaire d&#39; un large canal 50 um de distribution de talon (figure 1B). La suspension colloïdale de silice est transporté...

Nous proposons une technique simple d’auto-assemblage de nanoparticules colloïdales de silice pour créer une jonction nanofluidique entre deux microcanaux en polydiméthylsiloxane (PDMS). À l’aide de cette technique, une membrane de billes nanoporeuses avec une taille de pores allant jusqu’à ~45 nm a été construite à l’intérieur d’un microcanal et appliquée à la préconcentration électrocinétique d’échantillons d’ADN.

Création de sous-50 Nm nanofluidiques Jonctions en PDMS microfluidique Chip via processus d&#39;auto-assemblage des particules colloïdales

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its ...

Ce protocole démontre une technique d’auto-assemblage nouvelle et simple de nanoparticules de silice colloïdale pour créer une jonction nanofluidique entre deux microcanaux dans le polydiméthylsiloxane. La membrane de billes d’une taille de pore d’environ 45 nanomètres, agissant comme une membrane sélective de cations, peut être utilisée pour la concentration électrocinétique d’échantillons d’ADN et de protéines. Vue d’ensemble :Dans un premier temps, le dispositif PDMS avec des nanopièges est coulé par un processus de double moulage.Après avoir collé le dispositif au plasma à un substrat de verre, des billes de silice fonctionnalisées en surface sont injectées dans les microcanaux pour former la membrane colloïdale auto-assemblée. Enfin, une tension est appliquée à travers la membrane à l’aide d’un compteur de source et d’un diviseur de tension. L’appauvrissement des ions et l’augmentation de la concentration sont observés à l’aide d’un microscope à épifluorescence inversée, avec une caméra CCD.Préparation des suspensions de particules colloïdales de silice :À partir des billes de silice de 300 nanomètres ; stock de perles vortex pendant 30 secondes ; retirer une suspension de 600 microlitres dans un tube Eppendorf et centrifuger pendant une minute à 2 600 g. Après la centrifugation, retirez soigneusement le surnageant. Remettre les billes en suspension avec 400 microlitres de tampon de phosphate de sodium d’un millimolaire, pour atteindre une concentration de travail de 15 %.Vortex pour obtenir une suspension homogène. Répétez les mêmes étapes pour préparer des billes de silice de 500 nanomètres. Pour des billes de silice carboxylique de 500 nanomètres, pesez 100 milligrammes dans un tube Falcon de 15 millilitres.Transférez ensuite 9,8 millilitres de chlorure de sodium à une molaire pour remettre les billes en suspension. Agitez vigoureusement le tube. Retournez le tube plusieurs fois pour déplacer les billes impactées en bas.Pour modifier la charge de surface sur les billes, nous préparons deux polyélectrolytes : HAP et PSS. Le PSS à 0,9 % est préparé en dissolvant 180 milligrammes de PSS avec 200 millilitres de chlorure de sodium à une molaire. Les 0,4 % de HAP sont préparés en déviant 300 microlitres de la solution mère en 15 millilitres de chlorure de sodium à une molaire.Vortex les deux solutions pour s’assurer qu’elles sont complètement dissoutes. Pour déposer une couche de HAP chargée positivement, ajoutez 200 microlitres de la solution HAP à la suspension de billes. Agitez pendant une minute et incubez la suspension dans un rotateur pendant une heure à température ambiante.Pour éliminer les HAP non liés, centrifugez la suspension à 1 801 g pendant une minute, afin de précipiter les billes. Retirez le surnageant. Pipetez un à deux millilitres d’eau dans le tube pour perturber les billes.Ajouter les huit millilitres d’eau restants, puis vortex. Répétez la procédure de lavage quatre fois de plus. Après le cinquième lavage et la centrifugeuse, jetez le surnageant et restaurez les billes avec 9,8 millilitres de chlorure de sodium une molaire.Pour déposer la couche PSS chargée négativement, ajoutez 200 microlitres de la solution PSS à la suspension de billes. Agitez pendant une minute et incubez la suspension dans le rotateur pendant une heure à température ambiante. Lavez les perles cinq fois avec de l’eau DI comme pour le revêtement HAP.Après le dernier lavage, jetez le surnageant et remettez les billes en suspension avec 650 microlitres de tampon de phosphate de sodium d’un millimolaire avec 0,05 % Tween 20. Transférez la suspension des billes dans un tube eppendorf. Pour la préparation des billes de silice amine de 500 nanomètres, répétez la même procédure pour déposer une seule couche de PSS chargée négativement.Fabrication de la puce microfluidique PDMS : Pour fabriquer le maître de silicium, appliquez d’abord une photorésine d’un micromètre d’épaisseur à 4 000 tr/min sur une plaquette de silicium. Ensuite, utilisez la lithographie par projection et la gravure ionique réactive pour créer des nanocanaux planaires de 700 nanomètres de profondeur et de deux micromètres de large comme nanopièges pour les billes. Ensuite, appliquez une couche de photorésine à 2 000 tr/min et effectuez un alignement sur les nanopièges précédemment structurés.Ajoutez les microcanaux par lithographie par contact et par gravure ionique réactive profonde du silicium. Pour créer la couche de démoulage, silanate le maître de silicium dans un bocal sous vide avec 50 microlitres de trichlorosilane, pendant la nuit. Pour couler le moule PDMS, mélangez la base PDMS avec un agent de durcissement dans un rapport de 10:1.Versez le mélange sur le master en silicone. Placez le master avec PDMS dans un bocal sous vide pour éliminer les bulles d’air et faites-le cuire au four à 70 degrés C pour réticuler le PDMS. Après une cuisson de deux heures, retirez délicatement la plaque PDMS du maître en silicone.Traitez la surface avec du plasma pour créer une liaison permanente à une plaquette de silicium vierge. Fixez du ruban adhésif le long du bord pour marquer une ligne de partition pour l’étape de coulée PDMS suivante. Pour créer une couche de démoulage du moule, silanisez le moule PDMS dans un bocal sous vide pendant la nuit.Coulez le PDMS sur le dessus du moule PDMS et transférez-le dans un bocal sous vide pour le dégazage. Ensuite, faites-le cuire au four. Décollez la dalle PDMS durcie du moule PDMS le long de la ligne de séparation marquée avec du ruban adhésif.Coupez soigneusement les appareils et percez des trous avec un poinçon de biopsie de 1,5 millimètre dans les réservoirs. Après le nettoyage de la surface avec du ruban adhésif et de l’IPA, le plasma lie le dispositif PDMS sur une lame de verre de microscope de 25 millimètres sur 75 millimètres. Immédiatement après le collage plasma, injectez 10 microlitres de suspension dans les entrées quatre et six des canaux de distribution des billes.Après avoir rempli les canaux de distribution des billes, couvrez tous les réservoirs, à l’exception des sorties un et neuf, des canaux de distribution des billes. Faites sécher l’appareil à l’air libre pendant trois heures à température ambiante et rangez-le à quatre degrés C avant de l’utiliser. Les micrographies de l’appareil montrent que les particules colloïdales s’assemblent à l’intérieur des canaux de distribution des billes supérieure et inférieure.L’image MEB montre des particules colloïdales de silice de 300 nanomètres auto-assemblées piégées avec les réseaux de nanopièges, entre l’échantillon et le canal tampon. Remplissez les entrées trois et sept des canaux tampons avec 10 microlitres de tampon de phosphate de sodium d’un millimolaire. Remplissez l’entrée du canal d’échantillonnage cinq avec 10 microlitres d’échantillon d’ADN nanomolaire.Appliquez une légère pression négative avec une pointe de pipette inversée sur toutes les sorties pour remplir les canaux avec les solutions sans bulles d’air. Ajoutez 10 microlitres de tampon de phosphate de sodium dans les réservoirs deux et huit, et 10 microlitres d’échantillon d’ADN dans le réservoir 10, pour stabiliser la pression pendant cinq minutes. Expérience de concentration électrocinétique de l’ADN : Connectez la puce microfluidique à un diviseur de tension connecté à un compteur de source.Insérez les fils PT dans les réservoirs trois, sept, cinq et 10. Appliquez une tension aux bornes d’une jonction nanofluidique. Appliquez d’abord 30 volts sur les réservoirs cinq et 10, puis rectifiez sur les réservoirs trois et sept.Diminuez la tension à 25 volts sur le réservoir 10 après environ 30 secondes. Résultats de la préconcentration électrocinétique : Le canal microfluidique est rempli d’ADN, avec une concentration initiale à 10 nanomolaires. Les micrographies time-lapse montrent la formation d’une région d’appauvrissement ionique, soit des jonctions colloïdales nanofluidiques.La région de déplétion ionique a été initiée en 10 secondes. Une prise d’ADN concentrée a été générée lorsque la tension est appliquée au canal de l’échantillon, tandis que les canaux tampons ont été mis à la terre. Les lignes pointillées ont été utilisées pour mettre en valeur les parois du canal.Un facteur de concentration d’environ 1 700 fois est atteint en 15 minutes à l’aide d’une membrane colloïdale de 300 nanomètres. L’intensité moyenne de fluorescence de l’ADN augmente en fonction du temps dans un membrabe nanoporeux. Les lignes pointillées représentent le niveau du signal pour l’ADN de 10 nanomolaires, 17 micromolaires, deux micromolaires et 10 micromolaires.Le bouchon concentré est généré au niveau de la membrane nanoporeuse des billes de silice de 300 nanomètres ; les billes de silice de 500 nanomètres ; les billes d’amine de silice de 500 nanomètres, recouvertes d’une seule couche de PSS ; et les billes de carboxyle de silice de 500 nanomètres, recouvertes de deux couches de HAP et de PSS. En utilisant la membrane de silice colloïdale auto-assemblée avec une taille de pore estimée à 45 nanomètres, nous avons démontré la polarisation de la concentration ionique près de la jonction nanofluidique et concentré un échantillon d’ADN 1700 fois en 15 minutes. Par rapport aux nanocanaux à base de silicium, le principal avantage de la membrane colloïdale auto-assemblée est la possibilité d’effectuer une fonctionnalisation de surface complètement en dehors du dispositif microfluidique scellé, dans un flacon séparé.Nous pensons que cette approche ouvre la possibilité de fabriquer rapidement une plateforme micro nanofluidique avec des tailles de pores facilement réglables, en contrôlant la taille des billes, la force ionique ou la valeur du pH de la solution tampon pour étudier le transport ionique et moléculaire dans la gamme de 10 à 100 nanomètres.

creating-sub-50-nm-nanofluidic-junctions-pdms-microfluidic-chip-via

Research

Recherche

JoVE Journal

Engineering

Ingénierie

Nous démontrons protocoles pour la fabrication et l'automatisation des élastomères polydiméthylsiloxane (PDMS) des tableaux basés sur microvanne qui n'ont pas besoin d'énergie supplémentaire de fermer et de fonctionnalité de photolithographie définie volumes précis. Un parallèle subnanoliter-volume du mélangeur et d'un système de perfusion intégré microfluidique sont présentés.

Puces microfluidiques contrôlée avec les tableaux microvanne élastomère

Dans cette vidéo, nous montrent comment utiliser le neurone dispositif microfluidique sans collage plasma.

Non du plasma Collage de PDMS pour fabrication bon marché de dispositifs microfluidiques

Dans cet article, nous présentons une méthode basée microfluidique pour le confinement des particules repose sur l'écoulement hydrodynamique. Nous démontrons le piégeage des particules stables à un point de stagnation du liquide en utilisant un mécanisme de contrôle de rétroaction, permettant ainsi à l'isolement et la micromanipulation de particules arbitraires dans un microdispositif intégré.

Un piège hydrodynamique microfluidique à base de particules uniques

Droplet plates-formes basées microfluidiques sont des candidats prometteurs pour l'expérimentation à haut débit car ils sont capables de générer picolitres, auto-compartimentées vaisseaux moindre coût aux cadences kHz. Grâce à l'intégration rapide, sensible et haute résolution de fluorescence des méthodes spectroscopiques, les grandes quantités de données générées au sein de ces systèmes peut être efficacement extraite, exploité et utilisé.

Méthodes de détection par fluorescence pour les plateformes microfluidiques gouttelettes

Dans cet article, nous décrivons différentes techniques pour les plateformes de prototypage rapide microfluidique. Les techniques proposées sont basées sur des époxydes sensibles aux ultraviolets (UV) et durcissant à la température, des tubes à base de polydiméthylsiloxane (PDMS), des fils collés et des films adhésifs anisotropes. Les procédures d’assemblage présentées sont développées à la fois pour les dispositifs à usage unique et les systèmes microfluidiques réutilisables.

Méthodes d’emballage de prototypage microfluidique à haut débit, rapide et à faible coût

Dans la présente, nous décrivons la fabrication et le fonctionnement d’un système microfluidique à double couche composé de polydiméthylsiloxane (PDMS). Nous démontrons le potentiel de ce dispositif pour piéger, diriger la voie de coordination d’un matériau moléculaire cristallin et contrôler les réactions chimiques sur les structures piégées sur puce.

Cages pneumatiques microfluidiques: Une nouvelle approche pour In-chip Cristal Piégeage, Manipulation et traitement chimique contrôlée

Les tests de gouttelettes eau-dans-huile sont utiles pour la chimie analytique, l’évolution enzymatique et l’analyse unicellulaire, mais nécessitent généralement une microfluidique pour former les gouttelettes. Ici, nous décrivons l’émulsification à gabarit de particules, une approche sans microfluidique pour effectuer des tests de gouttelettes.

L’émulsification par gabarit de particules permet des tests de gouttelettes sans microfluidique

Nous présentons une technologie qui utilise l’assemblage assisté par capillarité dans une plate-forme microfluidique pour modeler des objets de taille micro en suspension dans un liquide, tels que des bactéries et des colloïdes, dans des réseaux prescrits sur un substrat de polydiméthylsiloxane.

Modelage de micro-organismes et de microparticules par assemblage séquentiel assisté par capillarité

Le présent protocole décrit une plate-forme microfluidique pneumatique qui peut être utilisée pour une concentration efficace de microparticules.

Plate-forme microfluidique à entraînement pneumatique pour la concentration de microparticules

Ce protocole décrit un ensemble de méthodes de synthèse des blocs de construction de microgel pour les échafaudages de particules microporeuses recuites, qui peuvent être utilisés pour une variété d’applications de médecine régénérative.

Synthèse microfluidique de blocs de construction de microgel pour échafaudage de particules microporeuses recuites

La fabrication d’un dispositif bicouche à base de polydiméthylsiloxane (PDMS) pour la production de banques combinatoires dans des émulsions eau-dans-huile (bouchons) est présentée ici. Le matériel et les logiciels nécessaires à l’automatisation de la production de bougies sont détaillés dans le protocole, et la production d’une bibliothèque quantitative de bougies fluorescentes est également démontrée.

Dispositif microfluidique bicouche pour la production de bouchons combinatoires

Découvrez une technique d'auto-assemblage de nanoparticules de silice colloïdale pour créer des jonctions nanofluidiques dans des puces PDMS. Cette méthode permet la concentration électrocinétique d'ADN et de protéines avec une membrane nanoporeuse de ~45 nm.

Création de sous-50 Nm nanofluidiques Jonctions en PDMS microfluidique Chip via processus dauto-assemblage des particules colloïdales (Vidéo) | JoVE Journal

Création de sous-50 Nm nanofluidiques Jonctions en PDMS microfluidique Chip via processus d'auto-assemblage des particules colloïdales

Explorer plus de vidéos