Name: Infusion IV continue est le traitement de choix pour la route Arginine-vasopressine Receptor Blocker Conivaptan chez des souris pour étudier des maladies évoqués Oedème cérébral (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 44 s
Description: Découvrez l'administration de conivaptan par perfusion IV continue chez des souris pour réduire l'œdème cérébral post-AVC. Cette méthode optimise la récupération neurologique et établit un protocole pour les études futures.

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Nous remercions Swedish Medical Center pour fournir le financement et les installations. Nous remercions également Craig Hospital pour l&#39;utilisation généreuse de l&#39;espace de laboratoire.

Les expériences ont été effectuées en conformité avec les lignes directrices des Instituts nationaux de la santé pour les soins et l&#39;utilisation des animaux dans la recherche et ont été approuvés par le Comité des soins et l&#39;utilisation des animaux suédois Medical Center. Toutes les procédures ont été réalisées avec des techniques aseptiques appropriées. Les animaux expérimentaux utilisés pour l&#39;étude étaient de sexe masculin, âgé de 3 mois, les souris C57 de type sauvage avec le poids corporel 25-27 g. 1. Dans l&#39; induction de l&#39; AVC Vivo <ol><li> Pré-enduire le Filament avec la résine dentaire Avant la chirurgie. <ol><li> Coupez un long morceau de 12 mm de filament à partir d&#39;un fil de suture 7-0 en nylon. Mélanger 2 parties de la résine avec une partie du durcisseur, puis plonger immédiatement l&#39;extrémité du filament dans le mélange pour couvrir environ un tiers de la longueur totale. Retirer rapidement et vérifiez qu&#39;elle est recouverte d&#39;une couche à surface lisse de résine dentaire. </li><li> Air sécher le filament pendant 2 heures avant de l&#39;utiliser. </li></ol></li><li> Placez la souris dans unn chambre d&#39;anesthésie à induction (2 L de volume), et régler le débit de 1,5% d&#39;isoflurane dans 25% air ambiant enrichi en oxygène à 2 L / min d&#39;entrer dans la chambre. </li><li> Laissez la souris pour rester dans la chambre d&#39;induction jusqu&#39;à entièrement anesthésié, 8 tel que déterminé par l&#39; absence de réponse à la queue pincée. </li><li> Placez la souris sur la table d&#39;opération avec un coussin chauffant, et régler la concentration d&#39;isoflurane sur 1% pour l&#39;entretien de l&#39;anesthésie livré spontanément à travers le cône de nez. </li><li> Couper les poils à l&#39;avant et l&#39;arrière du cou, et pulvériser le cou avec de l&#39;alcool à friction. Appliquer une pommade ophtalmique vétérinaire sur les deux yeux. </li><li> Pour surveiller en permanence la température du corps, utiliser une sonde de température rectale reliée à affichage numérique pendant la chirurgie. </li><li> Placez la souris en position couchée, appliquer une solution à 10% gommage povidone-iode pour la désinfection, couvrir d&#39;un drap stérile, et ensuite faire une incision médiane le long du cou avec une lame chirurgicale taille 10 scalpel. </li> &lt;li&gt; ligaturer temporairement l&#39;artère gauche commune carotide (CCA) avec une suture 6.0 de soie. </li><li> Placez un autre lien sur l&#39;artère carotide externe gauche (ECA). </li><li> Placez un clip microvasculaire sur l&#39;artère carotide interne (ICA). </li><li> Coupez un petit trou sur l&#39;artère carotide externe avec des ciseaux microvasculaires. Insérez un filament en 7-0 suture en nylon enduit de résine dentaire dans l&#39;ouverture de la CEA, et avancer cephalically, tout en retirant le clip, jusqu&#39;à sentir une résistance (environ 5-7 mm à partir du point de la CCA de bifurcation). </li><li> Placer une attache temporaire sur l&#39;artère carotide interne pour fixer le filament en position. Reportez - vous à la figure, la figure 1A. Fermer la peau avec une suture de soie, et d&#39;infiltrer la plaie à l&#39;avant du cou avec 0,2 ml de bupivacaïne à 0,5%, comme dans l&#39;étape 2.6. </li><li> Laissez la souris pour réveiller de l&#39;anesthésie et de reprendre conscience dans une chambre de récupération pendant 60 min. Ne pas laisser l&#39;animal sans surveillance jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait retrouvéconscience suffisante pour maintenir décubitus sternale. </li><li> Test de la souris pour le déficit neurologique notation (NDS) comme suit: 0 = fonction normale du moteur, 1 = flexion du torse et des forelimb controlatéral sur hayon élévateur, 2 = encerclant le côté controlatéral, mais la posture normale au repos, 3 = penchant à controlatéral côté au repos, 4 = pas d&#39; activité motrice spontanée. 4,9 <ol><li> Pour les tests NDS, soulevez la souris par la queue et les placer sur une surface plane pour l&#39;observation (2-3 min). Vous pouvez également observer les souris dans la chambre de récupération. Exclure les souris qui présentent NDS inférieur à 2 à partir de l&#39;expérience due à l&#39;occlusion insuffisante de la MCA. Remarque: la technique de Laser Doppler peut être utilisé pour confirmer MCA occlusion 9-11. </li></ol></li><li> Re-anesthésier l&#39;animal après 60 minutes de récupération dans la chambre d&#39;aspiration tel que décrit ci-dessus, restériliser l&#39;incision cutanée précédente avec une solution à 10% de gommage povidone-iode, et de rouvrir la plaie chirurgicale de ladevant le cou en coupant et en enlevant la suture de soie. </li><li> Pour retirer le filament de la CEA effectuer les étapes suivantes: <ol><li> Placez un clip microvasculaire sur la CIA. Détachez la suture sur la CIA et tirer le filament hors tout en maintenant pince ouverte. </li><li> Fermez le clip et placer un lien sur la CEA proximalement à la coupe. </li><li> Retirez le clip et retirer la ligature de la CCA pour rétablir le flux sanguin vers le cerveau. Consultez le diagramme, la figure 1B. </li></ol></li></ol> 2. Installation de la IV Catheter dans la veine jugulaire pour Rafale traitement de 48 heures Remarque: Procéder à l&#39;installation du cathéter immédiatement après l&#39;étape 1.16.3 sans éveil de la souris. <ol><li> Utiliser deux tailles différentes de tubes flexibles insérer le tube interne (0,94 mm de diamètre extérieur, pour contenir le médicament perfusé) dans le tube extérieur (3,18 mm de diamètre extérieur, pour la protection du tube interne). </li><li> Placer la souris en position couchée, appliquer une solution à 10% de gommage povidone-iode pour la désinfection, et de faire une incision de 1 cm à l&#39;arrière du cou avec une lame chirurgicale taille 10 scalpel. Tournez la souris dans la position couchée, restériliser l&#39;avant du cou avec une solution à 10% de gommage povidone-iode, et de rouvrir la plaie chirurgicale sur le devant du cou. Tunnel du tube sous la peau de l&#39;incision faite sur le dos à l&#39;avant du cou, et extérioriser de la plaie ouverte de 1 cm. </li><li> Enlever le tissu adipeux sous-cutané à partir du côté gauche de l&#39;avant du cou d&#39;environ 1 cm latéralement de la ligne médiane. Repérez la veine jugulaire gauche, placez deux attaches le long de la veine 5 mm, et légèrement étirer la veine. Faire un petit trou sur la veine jugulaire entre les deux liens avec des ciseaux microvasculaires; insérez la pointe du tube 5 mm caudale intérieure profonde (vers le cœur). </li><li> Fixer le tube avec les deux attaches dans la veine jugulaire. Fermez la peau sur le devant du cou avecune suture 3-0 en soie. Reportez - vous à la figure, la figure 1C. </li><li> Fixer le tuyau à la peau sur le dos du cou avec un fil de suture, et raccorder le tuyau à une pompe microperfusion IV grâce à un pivot. Le pivot permet la libre circulation des souris à l&#39;intérieur de la cage avec plein accès à la nourriture et de l&#39;eau. </li><li> Infiltrer les incisions de la peau sur l&#39;avant et l&#39;arrière du cou avec 0,2 ml de bupivacaïne à 0,5% pour prévenir la douleur post-opératoire. Remarque: Selon les protocoles d&#39;animaux spécifiques institutionnels, les animaux peuvent être traités avec des opioïdes, les AINS, ou des antibiotiques avant et après l&#39;opération. Cependant, les traitements mentionnés peuvent modifier les résultats de ischémiques résultats de l&#39;AVC (voir la section Discussion). 11-14 </li><li> Laisser l&#39;animal de se réveiller dans la chambre de récupération, puis loger l&#39;animal dans une cage séparée jusqu&#39;à ce que le point de l&#39;expérience de fin. Ne pas laisser l&#39;animal sans surveillance jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris connaissance suffisante pour maintenir sternaldécubitus. </li><li> Régler le débit de perfusion pour en continu 48 h traitement IV de conivaptan (0,14 mg / ml dans 5% de dextrose) ou d&#39;un véhicule à 1,5 ml / kg / h, 4 et commencer la perfusion. Remarque: Le montant total de la IV conivaptan infusé devrait être d&#39;environ 0,2 mg / souris / jour dans un volume total de 1,44 ml. Remarque: Effectuez intrapéritonéale (IP) injection de conivaptan deux fois par jour avec une quantité totale de 0,2 mg dans 1,44 ml de dextrose à 5%. Mettre en œuvre l&#39; injection IP a été décrit comme précédemment. 15 Retiens souris en saisissant la peau de la face postérieure du corps et de la queue. Injecter conivaptan ou d&#39;un véhicule dans le quadrant inférieur gauche de l&#39;abdomen en utilisant un / 02.01 aiguille G 26 pouces. 15 </li><li> Observer les animaux deux fois par jour pendant toute la durée de l&#39;expérience (48 heures). Laisser les animaux ont accès à la nourriture et de l&#39;eau. Si l&#39;animal présente des signes de détresse ou de dyspnée consulter un vétérinaire. Si l&#39;euthanasie est nécessaire pour l&#39;animal dans dist sévèreress reportez-vous à l&#39;étape 3.1 ci-dessous, et exclut l&#39;animal de l&#39;étude. </li></ol> 3. Évaluation de l&#39;AVC évoqués Oedème cérébral au Point final <ol><li> Sacrifiez la souris par-dessus-anesthésier avec 5% d&#39;isoflurane. </li><li> Utilisez un scalpel pour faire une incision de la peau sur l&#39;os du crâne le long de la ligne médiane, et se rétracter la peau pour exposer l&#39;ensemble du crâne sur le cerveau. Partant du foramen magnum, couper l&#39;os du crâne latéralement le long du périmètre du cerveau de chaque côté, et soulevez-le avec précaution sans toucher le cerveau en dessous. Sectionner le cerveau de la colonne vertébrale et les nerfs attachés à la base du crâne. </li><li> Enlever le cerveau, le séparer du bulbe olfactif et le cervelet et le cerveau disséquer le long de la fissure interhémispherique dans les hémisphères cérébraux ischémiques et non ischémiques, comme décrit précédemment. 9 </li><li> Évaluer l&#39; œdème cérébral en comparant humide à sec ratios (WDR) comme décrit précédemment 4,9. Peser les tissusavant et après séchage pendant 3 jours à 100 ° C dans un four. Calculer la teneur en eau du cerveau (BWC) en% H 2 O = (poids de 1 sec. / Poids humide.) X 100%. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

Cette étude a une valeur importante pour la recherche de la course préclinique. Cette étude révèle que continue perfusion IV de conivaptan (0,2 mg / jour) après un AVC expérimental chez la souris réduit efficacement l&#39;œdème cérébral après 48 heures de traitement. L&#39;effet de l&#39;injection IP de la même dose de conivaptan sur l&#39;oedème cérébral a également été étudiée. traitement Conivaptan par les deux voies IV et IP produit aquaresis chez la souris comme indiqué par: 1) augmentation de l&#39;osmolalité plas...

L’AVC continue d’être un énorme fardeau pour les patients et les cliniciens. Les modèles d’AVC chez l’animal sont utilisés en laboratoire depuis près de deux décennies. 1 Néanmoins, les traitements expérimentaux qui fonctionnent chez les animaux échouent souvent chez l’homme. 2 Cet écart dans les résultats du traitement peut être dû à divers facteurs, tels que les voies d’administration des médicaments utilisés dans la recherche animale, le métabolisme et le taux d’élimination des médicaments, et bien d’autres aspects. L’une des principales complications de l’AVC, l’œdème cérébral, est au cœur de la recherche actuelle en neurosciences. Les mécanismes de formation de l’œdème cérébral impliquent des perturbations de l’équilibre hydrique et électrolytique déclenchées par la réponse de l’arginine-vasopressine (AVP) à une lésion cérébrale ischémique. 3 Par conséquent, l’AVP et ses récepteurs (V1a et V2) sont un objectif majeur des études de recherche sur la formation d’un œdème cérébral post-ischémique. 3
Nous avons développé une méthodologie pour étudier les effets du conivaptan, un bloqueur mixte des récepteurs arginine-vasopressine (V1a et V2), sur l’œdème cérébral post-ischémique chez la souris. 4 Les cibles moléculaires du conivaptan5 font du médicament un candidat approprié pour l’exploration de ses propriétés dans le soulagement de l’œdème cérébral. De plus, le conivaptan doit être étudié dans le contexte des événements physiopathologiques de l’AVC. 6 Lors de la conception de cette étude, nous avons envisagé de comparer les résultats du traitement en utilisant deux voies d’administration différentes pour le conivaptan : intraveineuse (IV)4 et intrapéritonéale (IP). 7 Les effets des traitements sur l’œdème cérébral induit par un AVC ont été évalués. Ici, des protocoles détaillés sont décrits pour l’induction chirurgicale de l’AVC expérimental par occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO), et suivie d’un traitement continu par conivaptan utilisant l’installation d’un cathéter IV jugulaire. Après l’induction de l’AVC, les animaux ont été répartis au hasard dans les groupes suivants : véhicule ou conivaptan (0,2 mg/jour) traités IV ou IP.

<table><tbody><tr><td>Coussin chauffant</td><td>K& H Manufacturing Inc</td><td>1060</td><td></td></tr><tr><td>Moniteur de température avec sonde rectale</td><td>Physitemp</td><td>7029</td><td></td></tr><tr><td>Bobine de suture en soie, 6-0</td><td>Surgical Specialties Corporation</td><td>SP114</td><td></td></tr><tr><td>Suture en soie sur une aiguille, 3-0</td><td>Ethicon</td><td>1684G</td><td></td></tr><tr><td>Suture en nylon, 7-0</td><td>Ethicon</td><td>1696G</td><td></td></tr><tr><td>Résine dentaire Polysiloxane avec durcisseur</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>65817930</td><td></td></tr><tr><td>Pompe IV à microperfusion</td><td>Kent Scietific</td><td>GT0897</td><td></td></tr><tr><td>Swivel 22GA</td><td>Instech</td><td>375/22PS</td><td></td></tr><tr><td>Tube de laboratoire, 0,94 mm x 0,51 mm Dow</td><td>Corning</td><td>508-002</td><td></td></tr><tr><td>Tube de laboratoire, 3,18 mm x 1,98 mm</td><td>Dow Corning</td><td>508-009</td><td></td></tr></tbody></table>

infusion iv continue est le traitement de choix pour la route arginine-vasopressine receptor blocker conivaptan chez des souris pour étudier des maladies évoqués oedème cérébral

Continuous IV Infusion is the Choice Treatment Route for Arginine-vasopressin Receptor Blocker Conivaptan in Mice to Study Stroke-evoked Brain Edema

Accident vasculaire cérébral est l&#39;une des principales causes de morbidité et de mortalité dans le monde. Stroke est compliquée par un œdème cérébral et d&#39;autres événements physiopathologiques. Parmi les joueurs les plus importants dans le développement et l&#39;évolution des accidents vasculaires cérébraux évoqués oedème cérébral est l&#39;hormone arginine-vasopressine et ses récepteurs, V1a et V2. Récemment, le bloqueur des récepteurs conivaptan V1a et V2 a été d&#39;attirer l&#39;attention en tant que médicament potentiel pour réduire l&#39;oedème cérébral après un AVC. Cependant, les modèles animaux qui impliquent des applications conivaptan dans la recherche de course doivent être modifiés en fonction des itinéraires possibles de l&#39;administration. Voici les résultats de 48 h intraveineuse continue (IV) sont comparés avec les traitements intrapéritonéale (IP) de conivaptan après un AVC expérimental chez la souris. Nous avons développé un protocole dans lequel l&#39;occlusion de l&#39;artère cérébrale moyenne a été combinée avec l&#39;installation du cathéter dans la veine jugulaire pour le traitement IV de conivaptan (0,2 mg) ou d&#39;un véhicule. Différentes générations d&#39;animaux ont été traités avec 0,2bol mg de conivaptan ou un véhicule IP par jour. Experimental œdème cérébral AVC évoquée a été évaluée chez des souris après IV continue et traitements IP. La comparaison des résultats a révélé que l&#39;administration IV continue de conivaptan pallie post-ischémique œdème cérébral chez les souris, à la différence de l&#39;administration IP de conivaptan. Nous concluons que notre modèle peut être utilisé pour des études futures applications conivaptan dans le contexte de l&#39;AVC et l&#39;oedème cérébral.

La température corporelle des animaux était dans les limites physiologiques et stable tout au long de la procédure chirurgicale d&#39;AVC induction. Deux souris qui présentaient NDS inférieur à 2 immédiatement après MCAO ont été exclus de l&#39;étude. MCAO chez la souris produit un volume de l&#39;infarctus dans l&#39;hémisphère ipsilatéral à 48 h. Évaluation des tranches de TTC teinté montre que 50% environ de l&#39;hémisphèr...

Nos études ont révélé que les effets bénéfiques du conivaptan dépendent de la méthode d’administration après un AVC expérimental chez la souris. Nous avons développé un protocole de recherche pour l’administration du bloqueur de récepteurs via un cathéter IV sur la formation d’un œdème cérébral évoqué par un AVC chez la souris.

Infusion IV continue est le traitement de choix pour la route Arginine-vasopressine Receptor Blocker Conivaptan chez des souris pour étudier des maladies évoqués Oedème cérébral

Stroke is one of the major causes of morbidity and mortality in the world. Stroke is complicated by brain edema and other pathophysiological events. Among ...

L'objectif général de cette étude préclinique est de créer un modèle murin efficace d'administration de la conivaptane après un accident vasculaire cérébral, afin d'améliorer la conception des futures études de recherche dans le domaine de l'AVC. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans la recherche sur l'AVC, telles que l'importance de la voie d'administration sur les effets bénéfiques de la conivaptane dans la récupération post-AVC chez la souris. Le principal avantage de cette technique réside dans son aide aux chercheurs pour la modélisation des études portant sur la conivaptane et ses effets sur l'œdème cérébral induit par l'AVC.Au moins deux heures avant la chirurgie, couper un morceau de filament de 12 millimètres à partir d'un fil de suture en nylon 7-0, puis mélanger deux parties de résine dentaire avec une partie de durcisseur, et tremper rapidement le filament dans le mélange, jusqu'à ce qu'environ quatre millimètres du filament soient recouverts. Vérifier immédiatement que l'extrémité du filament est recouverte d'une couche uniforme de résine dentaire. Ensuite, laisser sécher le filament à l'air pendant deux heures.Lorsque la résine est prête, placer une souris anesthésiée sur un coussin chauffant placé sur la table d'opération, et vérifier l'absence de réponse à une pincée des orteils. Raser les poils du cou sur les parties antérieure et postérieure à l’aide d’un tondeur, vaporiser de l’alcool isopropylique sur le cou, puis appliquer un onguent sur les deux yeux. Pour surveiller en continu la température corporelle pendant l’intervention chirurgicale, utiliser une sonde rectale de température reliée à un affichage numérique.Placer la souris en position dorsale sous un microscope stéréoscopique et, si nécessaire, positionner un morceau de gaze roulée sous le cou pour l'arquer. Ensuite, désinfecter le cou avec une solution de povidone-iodée à 10 %. Puis couvrir l'animal avec un champ stérile et utiliser une lame chirurgicale n°10 pour pratiquer une incision médiane le long du cou.À l’aide d’un fil de soie 6-0, ligaturer temporairement l’artère carotide commune gauche, puis effectuer une ligature sur l’artère carotide externe gauche. Placer une pince microvasculaire sur l’artère carotide interne et utiliser des ciseaux microvasculaires pour pratiquer un petit trou sur l’artère carotide externe. Après avoir inséré le filament enduit de résine dentaire dans l’ouverture, avancer le filament en direction céphalique tout en retirant la pince jusqu’à ce qu’une résistance soit ressentie.Placer un lien temporaire sur l'artère carotide interne pour maintenir le filament en position, puis fermer la peau avec un point de suture en soie. Infiltrer ensuite la plaie au niveau de la face antérieure du cou avec 0,2 millimètre de Bupivacaïne à 0,5 % et transférer la souris dans une chambre de récupération avec surveillance jusqu'à obtention d'une décubitus sternal maintenue. Pour l'évaluation des déficits neurologiques, soulever la souris par la queue et la placer sur une surface plane pendant deux à trois minutes.Évaluer le comportement de l'animal selon le texte, en excluant les souris qui présentent un score de déficit neurologique inférieur à deux, en raison d'une occlusion insuffisante de l'artère cérébrale moyenne. Pour retirer le filament, réstériliser l'incision avec une solution de povidone-iodée à 10 %, puis couper et retirer le point de suture afin de rouvrir la plaie chirurgicale. Ensuite, sous un microscope stéréoscopique, placer une pince microvasculaire sur l'artère carotide interne et dénouer le point de suture de l'artère carotide interne.Maintenez le clip ouvert pour extraire le filament. Refermez ensuite immédiatement le clip et sutures l'artère carotide externe en amont de la coupure. Une fois la ligature de l'artère carotide externe bien en place, retirez le clip et défaites la suture entourant l'artère carotide commune afin de rétablir le flux sanguin vers le cerveau.Immédiatement après avoir retiré le point de suture de l'artère carotide commune, désinfecter l'arrière du cou avec une solution de bain d’iodure de povidone à 10 %, puis utiliser une lame de scalpel chirurgical n°10 pour pratiquer une incision d'un centimètre. Ensuite, re-stériliser l'avant du cou et rouvrir la plaie chirurgicale. Passer alors un morceau de tube de 0,94 millimètre de diamètre extérieur, inséré dans un tube de 3,18 millimètres de diamètre extérieur, sous la peau de l'animal, de l'arrière vers l'avant du cou, et faire sortir le tube au niveau de l'incision antérieure.Retirer le tissu adipeux sous-cutané du côté gauche de l'avant du cou, à environ un centimètre latéralement par rapport à la ligne médiane. Ensuite, localiser la veine jugulaire gauche sous le microscope de dissection et placer deux ligatures le long de la veine, espacées de cinq millimètres, en étirant légèrement le vaisseau. Puis, utiliser des ciseaux microvasculaires pour pratiquer un petit trou dans la veine jugulaire entre les deux ligatures, et insérer la pointe du tube interne profondément de cinq millimètres en direction caudale vers le cœur.Fixez le tube avec les deux ligatures à la veine jugulaire, puis utilisez un point de suture en soie 3-0 pour fermer la peau sur la face antérieure du cou. Ensuite, fixez le tube à la peine sur la face postérieure du cou à l’aide d’un point de suture et reliez le tube à une pompe d’infusion intraveineuse micro-infusion par l’intermédiaire d’un rotule. Infiltez les incisions cutanées sur la face antérieure et postérieure du cou avec 0,2 millimètre de Bupivacaïne à 0,5 % afin de prévenir la douleur postopératoire, puis laissez l’animal se réveiller dans la chambre de récupération sous surveillance.Lorsque l'animal est en décubitus, régler le débit d'infusion pour un traitement intraveineux continu de 48 heures de conivaptan ou de véhicule, à raison de 1,5 millimètre par kilogramme par heure, puis commencer l'infusion. En alternative, administrer 0,2 milligramme de conivaptan et 1,44 millilitre de dextrose à 5 % deux fois par voie intrapéritonéale, quotidiennement pendant deux jours, suivi d'une brève observation des animaux après chaque injection. L'occlusion de l'artère cérébrale moyenne chez la souris provoque un volume d'infarctus dans l'hémisphère controlatéral à 48 heures, environ 50 % de l'hémisphère étant touché, comme visualisé par la coloration au chlorure de tétrazolium.L'évaluation de la teneur en eau du cerveau 48 heures après l'induction d'une occlusion artérielle cérébrale moyenne de 60 minutes révèle qu'une administration intraveineuse de conivaptan réduit de manière significative l'œdème cérébral, tant dans l'hémisphère homolatéral que controlatéral. En revanche, un traitement quotidien par conivaptan par voie intrapéritonéale à l'aide d'un bolus de 0,2 millimètre ne parvient pas à produire des effets positifs similaires sur l'œdème cérébral induit par l'accident vasculaire cérébral. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en deux heures, si elle est effectuée correctement.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de veiller à éviter une perte sanguine excessive chez l'animal expérimental, car cela pourrait affecter les résultats de votre étude et entraîner une mortalité accrue. Après cette procédure, d'autres études, telles que l'évaluation de la rupture de la barrière hémato-encéphalique, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires sur le rôle de l'inflammation dans l'œdème cérébral post-ischémique. Après son développement, cette technique a permis aux chercheurs du domaine des neurosciences d'explorer l'importance de la voie d'administration des médicaments pour les études cliniques.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment créer chirurgicalement des conditions ischémiques chez la souris, poser un cathéter intraveineux dans la veine jugulaire et administrer de la conivaptan par perfusion intraveineuse continue chez la souris. N’oubliez pas que le travail avec des animaux vivants peut présenter des risques extrêmement élevés et que des précautions telles que le port de gants et de masques chirurgicaux doivent toujours être prises lors de la réalisation de cette procédure.

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Cet article illustre deux méthodes très différentes d'injection: 1) dans le cerveau (intracérébroventriculaire) et 2) systémique (intraveineuse) d'introduire des agents thérapeutiques dans le système nerveux central de souris néonatales.

Délivrance d&#39;agents thérapeutiques à travers intracérébroventriculaire (ICV) et intraveineuse (IV) par injection chez la souris

Dans cette vidéo, nous montrons l’assemblage d’un système de perfusion cérébrale par pompe micro-osmotique suivi de son implantation chirurgicale dans le crâne de la souris. Ce système permet l’administration continue de médicaments potentiels et facilite l’étude de leurs effets sur le cerveau et les tissus cérébraux.

Système de perfusion continue de médicament dans un modèle murin : procédure chirurgicale visant à implanter un système de perfusion par pompe micro-osmotique dans le cerveau de la souris pour une administration continue de médicament

Source : Zeynalov, E. et. al., La perfusion IV continue est la voie de traitement de choix pour le bloqueur des récepteurs de l’arginine-vasopressine Conivaptan chez la souris pour étudier l’œdème cérébral évoqué par un accident vasculaire cérébral. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo démontre l’administration intraveineuse d’un antagoniste des récepteurs de l’arginine-vasopressine (AVP) dans un modèle murin. L’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne induit un œdème cérébral. Un...

Administration intraveineuse d’inhibiteurs des récepteurs pour réduire l’œdème cérébral dans un modèle murin

Nous décrivons une méthode pour cibler les médicaments pour le système nerveux central soit par l'implantation d'un cathéter ou d'effectuer une injection en bolus dans le ventricule latéral droit chez la souris. Nous nous concentrons particulièrement sur la prestation des oligonucléotides antisens. Cette technique est facilement adaptable à d'autres médicaments et à des rats.

Livraison intraventriculaire directe des médicaments pour le système nerveux central rongeurs

Les accès vasculaires permettant de mesurer l’hémodynamique, de fournir des fluides et d’effectuer des prélèvements sanguins sont importants pour toute étude de petit modèle animal. Nous présentons une technique d’implantation de cathéters dans l’artère carotide et la veine jugulaire commune chez un rat anesthésié pour se connecter à un système de surveillance, de perfusions et d’échantillonnage.

Cathétérisme de l&#39;artère carotide et Veine jugulaire faire pour effectuer des mesures hémodynamiques, Infusions et prélèvement sanguin dans un modèle de rat Conscients

L'accouchement par convection (CED) est une méthode permettant une livraison efficace des produits thérapeutiques dans le cerveau par perfusion directe de grands volumes de tissus. La procédure nécessite l'utilisation de cathéters et une procédure d'injection optimisée. Ce protocole décrit une méthodologie pour LED d'un anticorps dans un cerveau de souris.

Livraison d'anticorps dans le cerveau murine via la livraison convection-améliorée

Une méthode pour fournir des cellules souches neurales, adaptable pour injecter des solutions ou des suspensions, par l’artère carotide commune (souris) ou l’artère carotide externe (rat) après un AVC ischémique est rapporté. Les cellules injectées sont réparties largement dans tout le parenchyme cérébral et peuvent être détectées jusqu’à 30 d après l’accouchement.

Livraison intra-artérielle de cellules souches neuronales au cerveau du rat et de la souris : application à l’ischémie cérébrale

La surveillance de la pression intracrânienne chez les rongeurs dans des modèles d’hémorragie intraventriculaire non traumatique n’est pas courante dans la littérature actuelle. Ici, nous démontrons une technique pour mesurer la pression intracrânienne, la pression artérielle moyenne et la pression de perfusion cérébrale pendant l’hémorragie intraventriculaire dans un modèle animal de rat.

Surveillance de la pression intracrânienne dans un modèle de rongeur hémorragique intraventriculaire non traumatique

Ce protocole fournit une procédure étape par étape pour l’exécution de l’administration de plusieurs doses de bolus intraveineux et la surveillance hémodynamique invasive chez la souris. Les chercheurs peuvent utiliser ce protocole pour le dépistage futur de composés thérapeutiques pour l’hypertension artérielle pulmonaire.

Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris

Ce protocole décrit l’implantation consécutive d’une pompe osmotique pour induire un anévrisme de l’aorte abdominale par libération d’angiotensine II chez des souris déficientes en apolipoprotéine E (ApoE) et d’un orifice d’accès vasculaire avec un cathéter de veine jugulaire pour un traitement médicamenteux répété. Le suivi du développement de l’anévrisme par échographie 3D est efficacement réalisé malgré les implants dorsaux.

Traitement médicamenteux par cathéter veineux central dans un modèle murin d’anévrisme de l’aorte abdominale induit par l’angiotensine II et surveillance par échographie 3D

Découvrez l'administration de conivaptan par perfusion IV continue chez des souris pour réduire l'œdème cérébral post-AVC. Cette méthode optimise la récupération neurologique et établit un protocole pour les études futures.

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