Name: Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-11-11T13:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 51 s
Description: Découvrez le dosage intraveineux par bolus répété et le monitoring hémodynamique invasif chez la souris. Cette méthode permet d'évaluer les traitements contre l'hypertension artérielle pulmonaire induite par l'hypoxie.

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Ces travaux ont été soutenus, en partie, par une microsubvention du Joint Biology Consortium fournie dans le cadre de la subvention P30AR070253 des NIH (PYC), du Fonds d’éducation en recherche médicale cardiovasculaire (PYC), du Fonds VasoRx, Inc. (MS) et des subventions des NIH HL135582 (MS), HL152197 (MS).

<ol><li>McLaughlin, V. V., McGoon, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Pulmonary arterial hypertension.</a> Circulation. 114 (1), 1417-1431 (2006).</li>
<li>Hoeper, M. M., Humbert, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+new+haemodynamic+definition+of+pulmonary+hypertension%3A+evidence+prevails%2C+finally%5BTitle%5D)+AND+%22European+Respiratory+Journal%22%5BJournal%5D)">The new haemodynamic definition of pulmonary hypertension: evidence prevails, finally.</a> European Respiratory Journal. 53 (3), 1900038(2019).</li>
<li>Chen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+rat+model+of+pulmonary+hypertension+induced+by+mono+treatment+with+SU5416%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension+Research%22%5BJournal%5D)">A novel rat model of pulmonary hypertension induced by mono treatment with SU5416.</a> Hypertension Research. 43 (8), 754-764 (2020).</li>
<li>Xiong, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+experimental+pulmonary+hypertension%3A+Lung+angiogram+and+right+heart+catheterization%5BTitle%5D)+AND+%22Pulmonary+Circulation%22%5BJournal%5D)">Mouse model of experimental pulmonary hypertension: Lung angiogram and right heart catheterization.</a> Pulmonary Circulation. 11 (4), 20458940211041512(2021).</li>
<li>Kmiotek, E. K., Baimel, C., Gill, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+intravenous+self+administration+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Methods for intravenous self administration in a mouse model.</a> Journal of Visualized Experiments. (70), e3739(2012).</li>
<li>Potus, F., Martin, A. Y., Snetsinger, B., Archer, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biventricular+assessment+of+cardiac+function+and+pressure-volume+loops+by+closed-chest+catheterization+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Biventricular assessment of cardiac function and pressure-volume loops by closed-chest catheterization in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (160), e61088(2020).</li>
<li>Bueno-Beti, C., Hadri, L., Hajjar, R. J., Sassi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sugen+5416%2Fhypoxia+mouse+model+of+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Models+of+Cardiovascular+Diseases%22%5BJournal%5D)">The Sugen 5416/hypoxia mouse model of pulmonary arterial hypertension.</a> Experimental Models of Cardiovascular Diseases. 1816, 243-252 (2018).</li>
<li>Chen, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FGF+regulates+TGF-beta+signaling+and+endothelial-to-mesenchymal+transition+via+control+of+let-7+miRNA+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">FGF regulates TGF-beta signaling and endothelial-to-mesenchymal transition via control of let-7 miRNA expression.</a> Cell Reports. 2 (6), 1684-1696 (2012).</li>
<li>Chen, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+TGF-beta+signalling+drives+vascular+inflammation+and+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Endothelial TGF-beta signalling drives vascular inflammation and atherosclerosis.</a> Nature Metabolism. 1 (9), 912-926 (2019).</li>
<li>Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+blood+pressure+in+mice+using+volume+pressure+recording%2C+a+tail-cuff+method%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method.</a> Journal of Visualized Experiments. (27), e1291(2009).</li>
<li>Alam, M. A., Parks, C., Mancarella, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+blood+pressure+measurement+in+freely+moving+mice+using+telemetry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry.</a> Journal of Visualized Experiments. (111), e53991(2016).</li>
<li>Luo, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Invasive+hemodynamic+assessment+for+the+right+ventricular+system+and+hypoxia-induced+pulmonary+arterial+hypertension+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Invasive hemodynamic assessment for the right ventricular system and hypoxia-induced pulmonary arterial hypertension in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (152), e60090(2019).</li>
</ol>

K Zsebo, M Simons et P-Y Chen sont les fondateurs scientifiques et les actionnaires de VasoRx, Inc. M Simons est membre du conseil consultatif scientifique de VasoRx, Inc. HJ Duckers est un employé et actionnaire de VasoRx. Les autres auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Plusieurs modèles animaux d’hypertension pulmonaire ont été établis pour imiter les événements de résistance vasculaire pulmonaire élevés chez les sujets humains. Parmi eux, le modèle d’HTAP induite par l’hypoxie chez la souris a été largement utilisé pour évaluer l’efficacité de nouvelles thérapies expérimentales pour l’HTAP. La recherche utilisant ce modèle nécessite souvent l’administration de composés aux souris. En comparaison avec d’autres protocoles d’injection intraveineuse (IV) et d’évaluation hémodynamique inva...

L’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est définie par une pression systolique moyenne de l’artère pulmonaire supérieure à 20 mmHg au repos 1,2. Il s’agit d’une maladie progressive et mortelle caractérisée par une élévation soutenue de la pression artérielle pulmonaire, entraînant une surcharge du ventricule droit et finalement la mort par insuffisance ventriculaire droite1. Actuellement, il n’existe aucun remède contre l’HTAP.
L’utilisation de modèles animaux d’hypertension pulmonaire est importante pour tester l’efficacité des thérapies expérimentales contre l’HTAP. Parmi ces modèles, le modèle d’HTAP induite par l’hypoxie chez la souris a fourni des informations clés surle développement de la maladie humaine HTAP du groupe 3,4. La recherche utilisant ce modèle nécessite souvent l’administration de composés chez la souris pour évaluer l’efficacité et l’innocuité du nouveau composé. Par conséquent, les chercheurs ont besoin d’une procédure expérimentale détaillée pour le dosage des composés et les mesures hémodynamiques afin de garantir la cohérence de l’injection et la reproductibilité de la mesure de la pression artérielle du début à la fin.
Des méthodes d’injection intraveineuse (IV) et de mesure de la pression artérielle ont été rapportées dans la littérature 5,6. Cependant, la méthodologie manque d’illustrations visuelles et de description détaillée. Nous illustrons ici les étapes clés pour une injection réussie d’un bolus IV et une mesure et un enregistrement précis de la pression artérielle systémique et du ventricule droit. Les procédures présentées ici constituent une ressource importante pour les chercheurs intéressés par la voie IV de la plateforme d’administration de composés pour développer un traitement contre l’HTAP.

<table><tbody><tr><td>5-0 pack de suture prolène</td><td>Ethicon</td><td>8698G</td><td>pour la fermeture de l’incision</td></tr><tr><td>8-0 pack de suture en nylon</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>T06A08N14-13</td><td>pour la ligature</td></tr><tr><td>Chambre d’induction d’anesthésie</td><td>VETEQUIP</td><td>#941444</td><td>Maintient l’animal pendant l’exposition à l’anesthésie</td></tr><tr><td>Cathéter Câble d’interface PEC-4D</td><td>Millar</td><td></td><td>pour connecter le cathéter Millar Mikro-Tip à PCU-2000</td></tr><tr><td>Filtres à charbon</td><td>VETEQUIP</td><td>#931401</td><td>&nbsp ; pour aider à supprimer&nbsp ; anesthésique pour déchets&nbsp ; gaz</td></tr><tr><td>Cotons-tiges</td><td>McKesson</td><td>24-106</td><td>pour appliquer une pression sur le site d’injection afin d’éviter les</td></tr><tr><td>saignements Ciseaux fins</td><td>Outils scientifiques</td><td>fins 14059-11</td><td>Outils chirurgicaux</td></tr><tr><td>Seringue à insuline 28 G</td><td>EXEL</td><td>26027</td><td>pour injection IV de veine jugulaire</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>COVETRUS</td><td>#029405</td><td>pour anesthésie chez la souris</td></tr><tr><td>LabChart 8 Logiciel</td><td>ADInstruments</td><td>pour l’analyse</td><td></td> de données</tr><tr><td>Mikro-Tip Cathéter de pression SPR-1000 (1.0 F)</td><td>Millar</td><td></td><td>pour la mesure invasive de la pression artérielle</td></tr><tr><td>Needle-25 G</td><td>BD</td><td>305124</td><td>pour faire un petit trou dans un vaisseau</td></tr><tr><td>Contrôleur d’oxygène ProOx Capteur d’oxygène</td><td>BioSpherix</td><td>E702</td><td>pour la surveillance de la concentration d’oxygène</td></tr><tr><td>PCU-2000 Unité de contrôle de pression</td><td>Millar</td><td></td><td>pour connecter le cathéter Millar Mikro-Tip au PowerLab 4/35</td></tr><tr><td>PowerLab 4/35</td><td>ADInstruments</td><td></td><td>for Data Acquisition. L’investigateur doit connecter le PowerLab 4/35 à un ordinateur portable personnel contenant le logiciel LabChart 8 pour son fonctionnement.</td></tr><tr><td>Prism 8</td><td>GraphPad</td><td></td><td>pour les statistiques et les graphiques scientifiques</td></tr><tr><td>Chambre d’hypoxie semi-étanche</td><td>BioSpherix</td><td></td>, <td>un environnement artificiel qui simule les conditions de haute altitude pour les animaux</td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort</td><td>Outils de science fine</td><td>15021-15</td><td>Outils chirurgicaux</td></tr><tr><td>Pince à épiler Style 4</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>0302-4-PO</td><td>Outils chirurgicaux</td></tr><tr><td>Composé VasoRx 7C1/let-7 miARN</td><td>VasoRx, Inc.</td><td>Lot# B2-L-16Apr</td><td>Composé d’injection IV</td></tr><tr><td>VIP 3000 Vaporisateur vétérinaire</td><td>COLONIAL MEDICAL SUPPLY CO., INC.</td><td></td><td>pour une administration précise de l’anesthésie</td></tr></tbody></table>

dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris

Multiple Intravenous Bolus Dosing and Invasive Hemodynamic Assessment in a Hypoxia-Induced Mouse Pulmonary Artery Hypertension Model

L’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie progressive potentiellement mortelle, affectant principalement les petites artérioles pulmonaires du poumon. Actuellement, il n’existe aucun remède contre l’HTAP. Il est important de découvrir de nouveaux composés qui peuvent être utilisés pour traiter l’HTAP. Le modèle d’HTAP induite par l’hypoxie chez la souris est un modèle largement utilisé pour la recherche sur l’HTAP. Ce modèle récapitule les manifestations cliniques humaines de l’HTAP du groupe 3 et constitue un outil de recherche important pour évaluer l’efficacité de nouvelles thérapies expérimentales contre l’HTAP. La recherche utilisant ce modèle nécessite souvent l’administration de composés chez la souris. Pour un composé qui doit être administré directement dans la circulation sanguine, l’optimisation de l’administration intraveineuse (IV) est un élément clé des procédures expérimentales. Idéalement, le système d’injection IV devrait permettre plusieurs injections sur une période déterminée. Bien que le modèle d’HTAP induite par l’hypoxie chez la souris soit très populaire dans de nombreux laboratoires, il est techniquement difficile d’effectuer plusieurs bolus IV et une évaluation hémodynamique invasive dans ce modèle. Dans ce protocole, nous présentons des instructions étape par étape sur la façon d’effectuer plusieurs bolus IV via la veine jugulaire de souris et d’effectuer un cathétérisme artériel et ventricule droit pour l’évaluation hémodynamique dans un modèle d’HTAP induite par l’hypoxie chez la souris.

L’anesthésie réduit souvent la pression artérielle. Par conséquent, une dose minimale d’anesthésie a été utilisée pour abolir les mouvements en réponse à un stimulus nocif. L’accès réussi à la chambre ventriculaire droite peut être visualisé lorsque la forme d’onde hémodynamique change dans différentes régions du système veineux (Figure 8).
Dans cette étude, les souris ont été assignées au hasard au groupe normoxique (21 %O2) (n = 10), au groupe hypoxie...

Ce protocole fournit une procédure étape par étape pour l’exécution de l’administration de plusieurs doses de bolus intraveineux et la surveillance hémodynamique invasive chez la souris. Les chercheurs peuvent utiliser ce protocole pour le dépistage futur de composés thérapeutiques pour l’hypertension artérielle pulmonaire.

Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, ...

Pour un composé qui doit être administré directement dans la circulation sanguine, l’optimisation de l’administration intraveineuse est l’élément clé de la procédure expérimentale. Notre protocole détaillé fournit des instructions étape par étape pour effectuer plusieurs dosages en bolus intraveineux via la veine jugulaire de souris, et comment effectuer des cathétérismes artériels et ventriculaires droits pour une évaluation hémodynamique précise dans un modèle d’hypoxie hypothroïque pulmonaire d’hypertension artérielle pulmonaire. Les procédures présentées ici sont des résultats importants pour les chercheurs intéressés par la racine IV de la plateforme d’administration de composés pour développer un traitement de l’hypertension artérielle primaire.Les chercheurs peuvent utiliser cette méthode d’injection de bolus de la veine jugulaire pour le criblage de composés de développement de médicaments dans n’importe quel modèle de maladie chez la souris. Une injection de bolus IV réussie et des mesures de la pression artérielle nécessitent beaucoup de pratique. Pour commencer, retirez la souris de la chambre d’anesthésie.Placez la souris anesthésiée en position couchée sur une plate-forme d’injection sous un microscope de dissection. Maintenez l’anesthésie via un cône nasal avec 1,5% d’isoflurane, et retenez doucement les quatre jambes avec du ruban adhésif pour immobiliser le corps. Frottez doucement la zone chirurgicale trois fois avec trois cycles alternés de solution de povidone iodée et d’éthanol à 70 %.Après avoir fait une coupe longitudinale de 0,5 centimètre, utilisez une pince pour séparer le muscle et les tissus adipeux et localiser la veine jugulaire externe droite. Insérez ensuite une aiguille stérile de 28 G dans la veine jugulaire. Avec le biseau de l’aiguille vers le haut.Appuyez lentement sur le piston de la seringue pour injecter le composé dans la veine. Laissez l’aiguille rester dans la veine pendant 10 secondes supplémentaires pour éviter le reflux. Retirez l’aiguille et utilisez un coton-tige pour appliquer une pression sur le site d’injection afin d’éviter les saignements.Suturez la peau avec une suture 5/0 et placez l’animal dans une cage de récupération avec le fond de la cage recouvert d’une serviette en papier sans litière. Tout d’abord, mesurez la distance entre le site d’insertion du cathéter et l’emplacement souhaité de l’extrémité du cathéter. Marquez deux marques de distance de cathéter pour fournir une indication visuelle de la profondeur d’insertion, appliquez la pommade vétérinaire directement sur la surface oculaire des yeux de la souris pour éviter la sécheresse.Placez la souris en position couchée sur une plateforme d’injection sous un microscope de dissection. Après avoir incisé la peau de la mandibule au sternum, séparez les glandes salivaires et exposez la trachée. Mettez 0,5 millilitre de PBS dans la cavité pour ralentir le développement des spasmes vasculaires tout en manipulant l’artère carotide.Isolez soigneusement une section de cinq millimètres de l’artère carotide droite en plaçant un morceau de papier blanc sous le vaisseau comme arrière-plan. L’utilisation d’un 8-0 suturer, faire un nœud permanent pour fermer l’extrémité crânienne du vaisseau. Ensuite, faites le premier nœud lâche pour obstruer temporairement le flux sanguin de l’aorte.Ensuite, faites le deuxième nœud lâche entre les deux premières sutures. À l’aide d’une aiguille de 25 G, faites un petit trou suffisamment grand pour faire passer le cathéter dans l’alignement du vaisseau entre le nœud permanent et le deuxième nœud lâche. Tenez le cathéter à 1,5 pouce de l’extrémité et insérez doucement l’extrémité du cathéter dans le trou de l’artère.Serrez le deuxième nœud lâche autour du cathéter et du vaisseau qui permet encore le passage du cathéter. Relâchez doucement le premier nœud lâche. Continuez à insérer le cathéter vers l’aorte ascendante selon le repère sur le cathéter jusqu’à ce que l’analyse de la pression montre un profil de pression artérielle.Enregistrez les données de pression artérielle systémique à l’aide du système et du logiciel d’acquisition de données. Desserrez le nœud de suture moyen pour permettre au cathéter d’être retiré. Ensuite, fixez le premier nœud lâche pour éviter les saignements et retirez le cathéter de l’artère carotide.Isolez soigneusement la veine jugulaire externe droite du tissu conjonctif environnant. L’utilisation d’un 8-0 suturez, ligaturez toutes les petites branches et faites un nœud permanent pour fermer l’extrémité crânienne du vaisseau. Ensuite, faites un nœud lâche à l’extrémité caudale du récipient.Utilisez une aiguille de 25 G pour faire un petit trou à proximité du nœud permanent. Tenez le cathéter et insérez le cathéter dans la coupe de la veine et serrez le nœud caudal autour du cathéter et du vaisseau. Poussez lentement le cathéter dans le cœur droit.Surveillez la profondeur de l’extrémité du cathéter en fonction de la marque du cathéter. Évaluez la position de l’extrémité du cathéter en fonction du tracé des ondes de pression dans le logiciel. Lorsque l’extrémité du cathéter est dans le ventricule droit, le moniteur affichera un tracé typique de la pression systolique ventriculaire droite.Gardez le cathéter stable et recueillez les données pendant cinq minutes. Une fois l’enregistrement terminé, retirez délicatement le cathéter et observez qu’il n’y a pas d’enregistrement de pression. Faites le nœud caudal autour du récipient.Remettez le cathéter dans la solution PBS. Lors du cathétérisme du ventricule droit chez une souris C57 black six contrôlée par normoxie, un accès réussi à la chambre ventriculaire droite a été obtenu, comme le montre le changement de la forme d’onde hémodynamique dans différentes régions du système veineux. La pression artérielle systémique et la pression systolique ventriculaire droite ont été mesurées chez une souris à poitrine fermée quatre semaines après l’exposition à l’hypoxie ou à la normoxie.Par rapport au groupe normoxie, la pression systolique ventriculaire droite était significativement augmentée dans le groupe hypoxie. Le traitement avec le composé de micro-ARN 7C1/let-7 a entraîné une diminution significative de la pression systolique ventriculaire droite par rapport au groupe hypoxie, tandis que la pression artérielle systémique n’a changé dans aucun groupe. L’évaluation de la pression systolique du ventricule rouge chez les souris à poitrine fermée est un défi en raison de l’anatomie complexe du ventricule rouge.Les investigateurs doivent éviter les tentatives prolongées et répétées de cathétérisme du ventricule rouge. Notre procédure de dosage jugulaire et bolus peut être utilisée pour le criblage de composés de développement de médicaments dans n’importe quel modèle de maladie chez la souris. Nous pouvons utiliser la racine IV de la plateforme d’administration de composés pour développer un traitement de l’hypertension artérielle pulmonaire.

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Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal

Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris

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