Name: Adaptation de la dispersion de Taylor pour mesurer le coefficient de dispersion des solutions d’électrolytes via une configuration microfluidique accessible (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-10-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 56 s
Description: Apprenez à mesurer les coefficients de diffusion des électrolytes avec une plateforme microfluidique accessible et peu coûteuse. Cette méthode permet de visualiser les interactions ioniques multispecifiques rapidement.

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<ol><li>Deen, W. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDeen%2C+WM+%22Analysis+of+Transport+Phenomena%22">Analysis of Transport Phenomena</a>. , Oxford University Press. New York. (1998).</li>
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</ol>

Dans ce rapport, nous avons présenté un dispositif expérimental et un protocole reproductibles et accessibles pour adapter l’expérience de dispersion de Taylor à l’échelle microfluidique. Nous tirons parti d’une technique de xurographie existante5 pour fabriquer nos microcanaux en interne à faible coût en utilisant l’impression 3D et un découpeur de bureau. La norme industrielle actuelle pour la fabrication de microcanaux implique la création de moules maîtres dans lesquels les canaux peuvent être coulés. Par rapport à la technique décrite dans ce manuscrit, ces méthodes peuvent avoir une résolution de canal et une taille de caractéristique nettement meilleures (certaines aussi petites que 0,1 μm), mais présentent l’inconvénient de frais généraux beaucoup plus élevés, jusqu’à des dizaines de milliers de dollars (14 USD). En plus des frais généraux initiaux, toute modification des caractéristiques de conception des canaux nécessite à la fois la création d’un nouveau moule maître et le durcissement de nouveaux canaux, ce qui augmente les temps d’arrêt. En revanche, le coût de démarrage de l’équipement de fabrication de canaux utilisé dans ce rapport est d’environ 300 USD ; cela est comparable à la méthode la moins coûteuse de production d’un moule maître (comme l’utilisation de techniques à base de polydiméthylsiloxane (PDMS)), mais présente l’avantage que les modifications de la conception des canaux et l’impression de nouveaux canaux prennent beaucoup moins de temps tout en maintenant une rugosité de surface comparable aux principales techniques de fabrication pour les canaux de 200 μm de large5. Nous sommes capables de découper une puce microfluidique en moins de 5 minutes et pour moins de 1 USD.
Dans ce protocole, les données sont enregistrées à un point de capture fixe en aval de l’entrée du traceur par imagerie en fond clair à l’aide d’un appareil photo reflex numérique monté avec un objectif macro. Bien que le protocole ait été développé à l’aide d’une solution de sel de sodium de fluorescéine dans de l’eau déminéralisée (DI), cette méthode d’imagerie est applicable à d’autres types de colorants, tels que les colorants alimentaires, tant qu’il existe une relation linéaire entre l’intensité et la concentration du traceur. La gamme potentielle de produits chimiques à utiliser peut être élargie en tenant compte de leur spectre d’absorption et de leur éclairage de fond. Cependant, nous notons que certains colorants alimentaires sont dérivés de matières végétales et peuvent contenir plus d’une espèce chimique ; Il faut faire preuve de prudence lors de la sélection du colorant alimentaire à utiliser pour éviter les résultats contradictoires.
La validité de cette configuration et de ce protocole a été vérifiée en calculant le facteur de dispersion expérimental, f, pour varier le rapport d’aspect des canaux et le débit expérimental, et en le comparant à ses valeurs théoriques pour les microcanaux de sections transversales rectangulaires, comme le montre la figure 7. Nous avons également calculé le coefficient de diffusion, κ, pour des traceurs passifs monospécifiques dans ces conditions expérimentales variables. Le tableau 1 présente le coefficient de diffusion moléculaire du sel de sodium de fluorescéine obtenu à partir de cette étude expérimentale. Plus précisément, les valeurs κ tabales ont été calculées à partir de l’équation (3) en utilisant des ajustements expérimentaux pour le coefficient de dispersion amélioré, K, et des valeurs théoriques pour le facteur de dispersion, f. Nous rapportons les valeurs moyennes de quatre expériences sur des microcanaux avec des rapports d’aspect (λ = 0,1, 0,25 et 0,5) et des débits (0,05, 0,1 et 0,2 cm/s) variables. Pour chacun, nous incluons également l’erreur relative par rapport à la valeur théorique10,11, κ = 5,70 x 10-6 cm2/s, démontrant ainsi la précision de notre méthode. Enfin, pour chaque ensemble de paramètres expérimentaux, nous rapportons le nombre de Péclet et l’intervalle de temps non dimensionnel défini en divisant le temps dimensionnel t lorsque la courbe d’intensité expérimentale s’écarte de la ligne de base, par le temps de diffusion td = h2/(4κ). Nous incluons la plage de temps expérimentale non dimensionnalisée pour démontrer que notre système est entré dans le régime de dispersion de Taylor et peut donc être bien approximé par un profil gaussien15. En fait, les temps d’observation indiqués dans les deux dernières colonnes du tableau 1 sont d’environ 2 à 5 fois (ou plus) le temps de diffusion tj.
Ensuite, nous avons étendu le protocole pour étudier l’interaction et la séparation des ions multi-espèces. Nous rapportons ci-dessous nos résultats de l’application de l’expérience de dispersion de Taylor à une solution électrolytique multi-espèces obtenue en mélangeant de la fluorescéine, du sel de sodium et du colorant alimentaire bleu dans de l’eau DI. La figure 8 montre l’évolution temporelle des courbes d’intensité du canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour trois solutés : une solution de colorant alimentaire bleu dans de l’eau DI (–), une solution de sel de fluorescéine sodique dans de l’eau de DI (...), et une solution mixte de colorant alimentaire bleu et de sel de sodium de fluorescéine dans de l’eau de DI (----). Chaque courbe est la moyenne de cinq essais expérimentaux avec un écart-type dans chaque direction (ombrage). Les courbes montrent que les expériences avec des colorants alimentaires bleus seuls (–) ont atteint un minimum en premier, par rapport à l’échelle de temps du maximum pour les expériences sur le sel de sodium à la fluorescéine (...). Cela est cohérent avec le fait que le sel de sodium de fluorescéine a un coefficient de diffusion moléculaire d’un ordre de grandeur inférieur à celui du bleu 1, l’ingrédient colorant pour le colorant alimentaire bleu utilisé16. Les expériences en solution mixte (----) mettent en évidence cette différence d’échelle de temps et la séparation ionique qui en résulte visible à travers un changement de concavité dans le profil d’intensité ; La courbe plonge d’abord en dessous de la ligne de base avant de se tourner vers le haut et d’atteindre un pic au-dessus de la ligne de base. Dans la figure 9 , nous traçons la même courbe d’intensité du canal bleu inversé en solution mixte (----) superposée à une courbe obtenue en additionnant les contributions individuelles des expériences de colorant alimentaire bleu et des expériences de sel de sodium à la fluorescéine (+++). La différence entre les deux courbes souligne l’effet de l’interaction ion-ion sur la courbe d’intensité de la solution mixte. Lorsque l’on additionne simplement les deux contributions individuelles du soluté, la courbe (+++) présente un minimum plus profond entraîné par la forte contribution inférieure à la ligne de base de la solution de colorant bleu (représentée par – sur la figure 8), avant que la concavité ne change sur une échelle de temps plus longue par rapport à la courbe de solution mixte (----). Enfin, la courbe de somme montre à nouveau un pic plus élevé au-dessus de la ligne de base par rapport à la courbe mixte, en raison du comportement de la solution de sel de sodium de fluorescéine (représenté par ... dans la figure 8). Le pic plus doux ainsi que le raccourcissement de l’échelle de temps sont une indication de l’interaction entre le colorant alimentaire bleu et les ions sel de sodium de fluorescéine.
Les profils d’intensité des figures 6, 8 et 9 présentent une asymétrie ; cela peut être dû à quelques différences entre la théorie classique de la dispersionde Taylor 2,5,9 et la quantité mesurée dans les expériences. Le profil de concentration prédit par l’équation (2) est symétrique dans l’espace, mais dans notre dispositif expérimental, la mesure est prise à un point de capture fixe en aval du site d’injection du traceur en fonction du temps. Lorsqu’il est considéré en fonction du temps, le profil résultant est intrinsèquement asymétrique. Cette asymétrie temporelle est cohérente avec les observations rapportées dans des études antérieures, notamment Taylor et Harris (2019)5. Une autre cause possible d’asymétrie est l’influence de la zone finie de la fenêtre de capture d’image expérimentale. Une alternative possible à l’ajustement gaussien décrit dans l’équation (1) consiste à ajuster les données expérimentales à l’intégrale de l’expression gaussienne dans l’équation (2) sur la région de capture d’image finie (en x), comme cela a été fait dans Bharadwaj, Santiago et Mohammadi (2002)17. Cette contribution à l’asymétrie devient particulièrement pertinente lorsque la taille de la boîte de capture est comparable à l’écart-type de la courbe gaussienne ; ici, la longueur de notre fenêtre de capture est toujours inférieure d’au moins un ordre de grandeur à l’écart-type de la gaussienne.
Cette méthode expérimentale peu coûteuse offre une approche accessible à l’expérience de dispersion de Taylor à l’échelle microscopique. L’étape la plus délicate du protocole est la fabrication et l’élimination du microcanal négatif. Au cours du processus de fabrication, des précautions supplémentaires doivent être prises pour s’assurer que le canal est sécurisé avant la coupe afin d’éviter les erreurs de coupe. Lors du retrait du négatif, assurez-vous qu’aucun matériau n’est laissé derrière et évitez tout contact avec les parois latérales du canal, qui doivent être lisses, parallèles et droites pour garantir des résultats expérimentaux fiables. Une limitation de cette méthode est la limite de résolution inhérente à la xurography. Dans ce manuscrit, les canaux les plus difficiles à produire sont ceux dont la largeur est de 200 m (et le rapport d’aspect λ = 0,5), qui repoussent les limites dela résolution 5 du coupe-outil. La principale cause d’erreur est le moteur pas à pas utilisé par le coupe-métier, qui déplace les lames par incréments définis en fonction d’engrenages mécaniques. Lorsque les conceptions exigent que les coupes soient comprises entre l’incrément d’étape défini, une erreur plus importante est introduite. Des travaux approfondis identifiant les limites de résolution de cette méthode de xurographie sont disponibles dans la littérature5.
Cette procédure expérimentale fournit un moyen simple de calculer le facteur de dispersion amélioré, K, et le coefficient de diffusion moléculaire, κ, des traceurs passifs monospécifiques. De plus, le protocole offre un moyen simple de visualiser l’interaction et la dynamique de séparation entre les espèces d’ions. Compte tenu de l’accessibilité et de la polyvalence de la plate-forme, cette méthode est adaptée à l’analyse de la dynamique entre les espèces ioniques et à une meilleure compréhension de l’interaction complexe des phénomènes de transport, et elle peut être facilement utilisée dans des applications telles qu’un micromélangeur.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Temps non dimensionnel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rapport d’aspect, λ</td>
			<td>Débit (cm/s)</td>
			<td>Expérimental κ (cm2/s)</td>
			<td>Erreur relative</td>
			<td>Nombre de Péclet (Pe)</td>
			<td>tmin/tj</td>
			<td>tmax/td</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.1</td>
			<td>0.02</td>
			<td>5.813 x 10-6 ± 3.797 x 10-7</td>
			<td>1,982 x 10-2</td>
			<td>~ 18</td>
			<td>~ 30</td>
			<td>~ 52</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.25</td>
			<td>0.05</td>
			<td>5.333 x 10-6 ± 4.179 x 10-7</td>
			<td>6.443 x 10-2</td>
			<td>~ 44</td>
			<td>~ 11</td>
			<td>~ 27</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.25</td>
			<td>0.1</td>
			<td>5.655 x 10-6 ± 2.822 x 10-7</td>
			<td>7,838 x 10-3</td>
			<td>~ 88</td>
			<td>~ 6</td>
			<td>~ 16</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.25</td>
			<td>0.2</td>
			<td>5,978 x 10-6 ± 1,724 x 10-7</td>
			<td>4,884 x 10-2</td>
			<td>~ 175</td>
			<td>~deux</td>
			<td>~ 10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5</td>
			<td>0.1</td>
			<td>5.444 x 10-6 ± 4.790 x 10-7</td>
			<td>4.496 x 10-2</td>
			<td>~ 88</td>
			<td>~ 6</td>
			<td>~ 16</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau 1 : Coefficient de diffusion moléculaire expérimental (κ) pour le sel de fluorescéine sodique. Les résultats sont calculés à partir de l’équation (3) à l’aide d’ajustements expérimentaux pour le coefficient de dispersion amélioré, K, et de valeurs théoriques pour le facteur de dispersion, f. Chaque ligne indique la valeur κ moyenne (et l’écart-type associé) pour quatre expériences sur des microcanaux avec un rapport d’aspect (λ = 0,1, 0,25 ou 0,5) et un débit (0,05, 0,1 ou 0,2 cm/s) spécifiés. Pour chacun, nous incluons l’erreur relative par rapport à la valeur théorique10,11, κ = 5,70 x 10-6 cm2/s, pour démontrer la précision de notre méthode. De plus, pour chaque ligne, nous listons le nombre de Péclet expérimental et la plage de temps non dimensionnelle définie en divisant le temps dimensionnel t lorsque la courbe d’intensité expérimentale s’écarte de la ligne de base, par le temps de diffusion td = h2/(4κ).
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69040/69040fig8.jpg"> 
Figure 8 : Évolution temporelle de l’intensité moyenne du traceur du canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour trois traceurs. Evolution temporelle de l’intensité moyenne du traceur de canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour trois traceurs : solution de colorant alimentaire bleu dans de l’eau DI (au rapport de concentration colorant alimentaire : DI = 1:20 mL, –), solution de sel de fluorescéine sodique dans de l’eau DI (à une concentration de 0,6 g/L, ...), et une solution mixte contenant à la fois du colorant alimentaire bleu et du sel de sodium de fluorescéine avec les mêmes concentrations que dans leurs expériences de traceur individuelles (----), c’est-à-dire colorant alimentaire bleu : DI = 1:20 mL et 0,6 g/L de fluorescéine. Chaque courbe est la moyenne de cinq essais expérimentaux avec un écart-type dans chaque direction (ombrage). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/69040fig8large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69040/69040fig9.jpg"> 
Figure 9 : Évolution temporelle de l’intensité moyenne du traceur de canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour une solution mixte. Evolution temporelle de l’intensité moyenne du traceur de canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour une solution mixte contenant du colorant alimentaire bleu et du sel de sodium de fluorescéine (----) avec un colorant alimentaire bleu : DI = 1:20 mL et 0,6 g/L de fluorescéine, et une courbe de somme (+++) combinant l’intensité des expériences de solution de colorant alimentaire bleu (courbe solide sur la figure 8, –) et les expériences sur la solution de sel de sodium fluorescéine (courbe pointillée sur la figure 8, ...). La courbe mixte est la moyenne de cinq essais expérimentaux avec un écart-type dans chaque direction (ombrage). L’écart-type de la courbe de somme est calculé en prenant la racine carrée de la somme des écarts-types au carré des expériences avec chaque solution de traceur individuelle. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/69040fig9large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

<table><tbody><tr><td>Pipette à volume réglable, 0,5 ; 10 &mu ; L</td><td>MUHWA&nbsp ;</td><td>B08TBPMKZL</td><td>Transformé en table</td></tr><tr><td>Tapis de découpe camée, 12 x 12 po</td><td>Silhouette Amérique</td><td>8.19177E+11</td><td>Utilisation de la fonction aphabetize dans la table</td></tr><tr><td>Batterie enfichable pour appareil photo</td><td>NEEWER</td><td>B0B5WY8T96</td><td>suppression des ports imprimés en 3D</td></tr><tr><td>Trépied d’appareil photo&nbsp ;</td><td>Avant-garde</td><td>B00CCA1Y3S</td><td>ajout de l’imprimante 3D Form 2 ajout de l’imprimante 3D Form 2</td></tr><tr><td>Résine transparente V5</td><td>Formlabs</td><td><a href="https://formlabs.com/store/materials/clear-resin/">https://formlabs.com/store/materials/clear-resin/</a></td><td>Résine d’impression 3D</td></tr><tr><td>Accélérateur de colle cyanoacrylate (CA)</td><td>Lien stellaire</td><td>B00BUVAZ5S</td><td>ajouté une résine également</td></tr><tr><td>Appareil photo reflex numérique</td><td>Nikon</td><td>D500</td><td>Ajout d’un logiciel d’imprimante</td></tr><tr><td>Logiciel de tableau de bord</td><td>Formlabs</td><td><a href="https://formlabs.com/software/dashboard/">https://formlabs.com/software/dashboard/</a></td><td>Logiciel d’impression 3D ajouté CAD solidworks</td></tr><tr><td>Désionisée</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Ajout de MATLAB</td></tr><tr><td>Panneau d’éclairage LED à intensité variable</td><td>Kaiser Fototechnik</td><td>202455</td><td>Slimlite Plano 5000K 19,6 x 13,8 po a changé le lot FSS en numéro de catalogue</td></tr><tr><td>Ruban adhésif double face en polyimide, rouleau de 1 po x 36 v</td><td>Bertech</td><td>B00HFN6E0K</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescéine colorant au sel de sodium - 100 g</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Référence 5184A17</td><td></td></tr><tr><td>Imprimante 3D Form 2</td><td>Formlabs</td><td><a href="https://formlabs.com/3d-printers/form-2/">https://formlabs.com/3d-printers/form-2/</a></td><td></td></tr><tr><td>Seringue en verre avec embout Luer, 500 & micro ; L</td><td>Compagnie Hamilton</td><td>Réf. : 80801</td><td></td></tr><tr><td>Pince à épiler de haute précision, 0,004 po de large x 0,002 po d’épaisseur</td><td>McMaster Carr</td><td>ECCN : EAR99</td><td>Pointe pointue standard</td></tr><tr><td>Lingettes Kim</td><td>Kimtech</td><td>B0013HT2QW</td><td>4,4 x 8,4 pouces</td></tr><tr><td>Pointes de pipette liquide, 1000 pièces/sac</td><td>MUHWA&nbsp ;</td><td>B07S1WJCHP</td><td>1 nécessaire par essai expérimental</td></tr><tr><td>Objectif macro 20 mm f/2</td><td>Mitakon Zhongyi</td><td>B075JRGWW1</td><td></td></tr><tr><td>Ruban de masquage, 0,70 po x 54,6 vg</td><td>Marque Scotch</td><td>B00347A8E4</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel MATLAB, édition 2023b</td><td>Travaux mathématiques</td><td><a href="https://www.mathworks.com/products/matlab.html">https://www.mathworks.com/products/matlab.html</a></td><td></td></tr><tr><td>Colle CA moyenne, 2 oz.&nbsp ;</td><td>Lien stellaire</td><td>126150047</td><td>Super colle cyanoacrylate de qualité supérieure</td></tr><tr><td>Carte mémoire, 64 Go</td><td>Disque San</td><td>&lrm ; B09X7C7NCZ</td><td></td></tr><tr><td>Néon assortiment de colorants alimentaires & colorant pour œufs, 1,5 fl oz</td><td>McCormick et Société, Inc.</td><td>B09PFV6275</td><td>Rose, vert et bleu. Seulement 1 flacon de colorant alimentaire bleu nécessaire. Ingrédients colorants alimentaires bleus : eau, propylène glycol, FD& C bleu 1, propylparabène (conservateur).</td></tr><tr><td>Balance de précision</td><td>Instruments de laboratoire Sartorius</td><td>BCE224 - 1S</td><td>Entris&reg ; II Ligne Essential. Utilisé pour peser la poudre de sel de fluorescéine et de sodium pour le mélange de traceurs.</td></tr><tr><td>Microtubes en PTFE, 0,012 » ID x 0,030 » OD</td><td>Cole Parer</td><td>MP-00060882</td><td>Tube de transfert de microbore. Minimum nécessaire : 50 cm.</td></tr><tr><td>Déclencheur programmable à distance</td><td>Pixel Pro</td><td>TW-283DC0/DC2</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>Amazone</td><td>B01BRGUAT6</td><td></td></tr><tr><td>Scotch</td><td>Marque Scotch</td><td>B01C5IHGJW</td><td></td></tr><tr><td>Silhouette Cameo 4 Coupe-bordures</td><td>Silhouette Amérique</td><td>8.19177E+11</td><td></td></tr><tr><td>Silhouette Cameo AutoBlade (Type B)</td><td>Silhouette Amérique</td><td>8.19177E+11</td><td>2 nécessaires</td></tr><tr><td>Logiciel Silhouette Studio Basic Edition version 4.5</td><td>Silhouette Amérique</td><td><a href="https://www.silhouetteamerica.com/silhouette-studio">https://www.silhouetteamerica.com/silhouette-studio</a></td><td>Si vous importez le fichier . Fichiers modèles DXF fournis dans le cadre des fichiers supplémentaires dans cette version du logiciel, définissez d’abord les paramètres d’importation du logiciel pour lire la taille du fichier « en l’état » en cliquant sur : Modifier > préférences > Importer > DXF > Ouvrir > tel quel.</td></tr><tr><td>Brayer en caoutchouc souple, 4,75 x 1,75 x 6,62 pouces</td><td>Speedball</td><td>B003IFY622</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel SOLIDWORKS, édition éducation</td><td>SOLIDWORKS</td><td><a href="https://www.solidworks.com/solution/job-functions/educators">https://www.solidworks.com/solution/job-functions/educators</a></td><td></td></tr><tr><td>Pousse-seringue standard de perfusion/retrait 11 elite</td><td>Appareil de Harvard</td><td>70-4504</td><td></td></tr><tr><td>Embout de seringue avec Luer lock, taille de l’embout : 0,5 po, calibre 27, transparent</td><td>Metcal&nbsp ;</td><td>B00F4B9W40</td><td>2 nécessaires</td></tr><tr><td>Feuilles de polyester ultra transparentes, 12 x 12 x 0,007 po</td><td>Grafix</td><td>B001K7Q6Z0</td><td></td></tr></tbody></table>

adaptation de la dispersion de taylor pour mesurer le coefficient de dispersion des solutions d’électrolytes via une configuration microfluidique accessible

Adapting Taylor Dispersion to Measure the Dispersion Coefficient of Electrolyte Solutions via an Accessible Microfluidic Setup

Les étapes de fabrication de la puce microfluidique sont illustrées à la figure 1. Nous incluons dans la figure 2 les étapes suggérées pour connecter le tube en PTFE à l’embout de la seringue utilisé pour injecter le flux de fond d’eau désionisée (DI) dans la puce microfluidique à travers la pompe à seringue programmable. La figure 3 comprend une photo étiquetée de l’ensemble de l’installation expérimentale. La figure 4 comprend des diagrammes de vue de dessus (figure 4A) et de côté (figure 4B) de la configuration expérimentale mettant en évidence le positionnement relatif de la puce microfluidique et de la caméra. La figure 5 présente la séquence des opérations appliquées aux images expérimentales pendant la phase de traitement des données du protocole. Dans la figure 5A , nous montrons comment le code aligne le microcanal horizontalement (si nécessaire), puis la figure 5B montre le recadrage de la région carrée d’intérêt centrée autour du point de capture et avec la longueur latérale définie par la largeur du microcanal, w. La figure 5C isole le canal bleu de l’image RVB complète dans la région d’intérêt recadrée, et enfin la figure 5D montre la valeur d’intensité inversée pour le canal bleu de la région recadrée obtenue en la soustrayant de 255 (l’intensité maximale pour chaque canal de couleur).
La figure 6 superpose les résultats d’une série expérimentale (en pointillés) avec l’ajustement extrapolé correspondant (solide). Ici, chaque point de données expérimentales est la valeur moyenne de l’intensité du canal bleu inversé calculée à l’aide des étapes de traitement des données illustrées à la figure 5. Au point de capture fixe en aval de l’entrée du traceur, la théorie de la dispersionde Taylor 2,5,9 prédit que l’évolution de la concentration du traceur au fil du temps est décrite par :
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/69040/69040eq2v5.jpg">(2)
où C(t) est la concentration moyenne transversale du traceur (g/L), dont il a été vérifié qu’elle est linéairement liée à l’intensité mesurée du traceur ; C0 est la concentration initiale du traceur (g/L), U est le débit (cm/s), t est le temps (s) et x (cm) est la coordonnée axiale dans le canal par rapport au lieu d’injection du traceur. K est le coefficient de dispersion amélioré du traceur (cm2/s) en raison de l’interaction de l’advection et de la diffusion moléculaire. Nous saisissons les paramètres expérimentaux et utilisons l’application d’ajustement de courbe non linéaire du code (curveFitter) pour trouver la meilleure valeur d’ajustement pour K. Trois cadres expérimentaux pour le temps t = 140 s, 150 s et 200 s sont représentés à côté des courbes expérimentales (pointillées) et ajustées (solides) produites pour un essai expérimental à un débit U = 0,1 cm/s dans un microcanal de longueur 18,77 cm et de rapport d’aspect λ = 1/4 ; cela correspond au numéro Péclet Pe <img alt="Equation 10" src="/files/ftp_upload/69040/69040eq10.jpg" style="opacity: 0.9; margin: 0px;"> 88. Ici, le traceur est constitué de 0,6 g/L de sel de sodium de fluorescéine dilué dans de l’eau DI avec un coefficient de diffusion moléculaire rapporté dans la littérature10,11 comme κ = 5,70 x 10-6 cm2/s. Toutes les expériences rapportées dans ce manuscrit ont été menées à une température ambiante de 22 °C.
Le coefficient de dispersion amélioré expérimental, K, peut être utilisé pour évaluer la validité de notre configuration expérimentale et de notre protocole en calculant une quantité connexe – le facteur de dispersion 2,5,9,12, f. Ce paramètre dépend de la géométrie du canal et est calculé comme suit : 5,12,13 :
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/69040/69040eq3v5.jpg">(3)
où κ est le coefficient de diffusion moléculaire du traceur (cm2/s) et h/2 est la longueur caractéristique choisie. Le nombre de Péclet est un paramètre non dimensionnel quantifiant le rapport entre les effets advectifs et les effets diffusifs, Pe = Uh/(2κ). La figure 7 montre une bonne concordance entre les résultats du facteur de dispersion obtenus lors d’essais expérimentaux dans des microcanaux avec des sections transversales rectangulaires de trois rapports d’aspect et débits différents, et le comportement théorique du facteur de dispersion 5,12,13.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69040/69040fig1.jpg"> 
Figure 1 : Fabrication d’une puce microfluidique. (A) Conception de la feuille de polyester supérieure d’une puce de 21 x 5 cm. Trois trous sont découpés par le cutter de bureau, de gauche à droite, pour servir respectivement d’entrée d’écoulement, d’entrée de traceur et de sortie d’écoulement. (B) Conception d’un microcanal en polyimide de 18,77 cm avec un point de capture à 15 cm en aval de l’entrée du traceur. (C) Vue éclatée de l’assemblage de la puce microfluidique, de bas en haut : couche inférieure de polyester, couche de microcanal de polyimide, couche supérieure de polyester avec joint en polyimide et port imprimé en 3D. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/69040fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69040/69040fig2.jpg"> 
Figure 2 : Schéma montrant comment connecter un tube en PTFE à un embout de seringue. Le diamètre intérieur du tube est de 0,3048 mm et le diamètre extérieur de l’embout de seringue 27-G est de 0,4064 mm, de sorte qu’une petite coupe d’environ 1 mm (à gauche) peut être utile pour fournir une zone d’ouverture plus large pour guider l’embout de la seringue (au centre). À l’aide d’une pince à épiler, insérez le tube sur l’embout de la seringue et tirez vers le bas (à droite). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/69040fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69040/69040fig3.jpg"> 
Figure 3 : Photo étiquetée du dispositif expérimental. De gauche à droite : un appareil photo reflex numérique doté d’un objectif macro 20 mm f/2 est monté face vers le bas sur un trépied pour capturer le microcanal collé au panneau lumineux éclairé. Une seringue en verre de 0,5 mL reliée au microcanal par un tube en PTFE est fixée sur la pompe à seringue programmable. Le déclencheur à distance est utilisé pour activer la caméra pendant les essais expérimentaux. La micropipette est utilisée pour générer la condition initiale du traceur, comme décrit à l’étape 3.2 du protocole. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/69040fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69040/69040fig4.jpg"> 
Figure 4 : Diagrammes du dispositif expérimental (non à l’échelle). (A) Vue de dessus, de gauche à droite : pousse-seringue programmable monté avec une seringue en verre de 0,5 mL ; Tube en PTFE reliant la pousse-seringue à la puce microfluidique ; puce microfluidique collée sur un panneau lumineux à 1 cm du bord ; micropipette utilisée pour injecter la solution de traceur à travers le trou d’entrée du traceur ; Appareil photo reflex numérique avec objectif macro monté sur le trépied, face vers le bas pour cadrer le point de capture. (B) Vue latérale, de gauche à droite : tube en PTFE reliant le pousse-seringue à la puce microfluidique ; embout de seringue et port imprimé en 3D sur puce microfluidique ; micropipette utilisée pour injecter la solution de traceur à travers le trou d’entrée du traceur ; Appareil photo reflex numérique avec objectif macro monté face vers le bas à 1 cm au-dessus du point de capture. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/69040fig4large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69040/69040fig5.jpg"> 
Figure 5 : Étapes de traitement d’image dans le code fourni (voir le fichier supplémentaire 5). (A) Image expérimentale tournée de manière à ce que le microcanal soit horizontal. Barre d’échelle : 1000 μm. (B) Sélection carrée pour la région d’intérêt (ROI) à recadrer avec une longueur de côté correspondant à la distance entre les parois des microcanaux ; ici, 400 μm. (C) ROI recadré où le canal bleu est sélectionné dans l’image complète rouge, verte et bleue (RVB). Barre d’échelle : 200 μm. (D) Canal bleu inversé pour le retour sur investissement recadré. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/69040fig5large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69040/69040fig6.jpg"> 
Figure 6 : Moyenne transversale de l’intensité du traceur en fonction du temps passé au point de capture de la caméra pour le traceur de fluorescéine (en pointillés) superposé à l’ajustement de la courbe extrapolée (solide). Cet essai a été réalisé avec 0,6 g/L de sel de fluorescéine sodique dans un traceur d’eau DI, sur un microcanal de 18,77 cm de longueur et d’aspect λ = 1/4, à un débit de 0,1 cm/s et Pe <img alt="Equation 10" src="/files/ftp_upload/69040/69040eq10.jpg" style="opacity: 0.9; margin: 0px;"> 88. L’intensité du canal bleu inversé pour trois images expérimentales à des moments de 140 s (bleu), 150 s (orange) et 200 s (vert) est indiquée au-dessus du graphique avec une luminosité doublée pour plus de clarté. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/69040fig6large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69040/69040fig7.jpg"> 
Figure 7 : Facteur de dispersion par rapport au rapport d’aspect des microcanaux. Comparaison des valeurs théoriques (courbe bleue) et expérimentales (points noirs) pour le facteur de dispersion, f. La courbe théorique est obtenue à l’aide du solveur d’équations aux dérivées partielles intégré à la méthode des éléments finis dans Wolfram Mathematica (NDSolve)12. Nous montrons la moyenne et l’écart-type des données expérimentales pour : quatre essais avec λ = 0,1 et débit 0,02 cm/s ; douze essais avec λ = 0,25 et des débits de 0,05 cm/s (quatre), 0,1 cm/s (quatre) et 0,2 cm/s (quatre) ; Quatre essais avec λ = 0,5 et débit 0,1 cm/s. Toutes les expériences ont été menées sur des microcanaux de longueur 6,07 cm (avec un point de capture à 3 cm en aval de l’entrée du traceur) ; Les résultats ont ensuite été évalués sur des microcanaux de 18,77 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/69040fig7large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Fichier supplémentaire 1 : Fichier .sdlprt pour le port <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/3DPort_revised" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Dossier supplémentaire 2 : . Fichier modèle DXF de la couche supérieure de la puce. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/Chip_top.dxf" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Dossier supplémentaire 3 : . Fichier modèle DXF des joints de puce. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/Chip_gaskets.dxf" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Dossier supplémentaire 4 : . Fichier modèle DXF du microcanal de la puce. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/Chip_microchannel.dxf" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Fichier supplémentaire 5 : fichiers de code MATLAB utilisés pour le traitement des données. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69040/MATLAB%20files%20documentation.pdf" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Adaptation de la dispersion de Taylor pour mesurer le coefficient de dispersion des solutions d’électrolytes via une configuration microfluidique accessible

The field of microfluidics has become increasingly prominent as it allows for rapid and precise control of fluids and particles, making it easier to ...

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