הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

אבלציה של תא בודד משמונה תאי עוברים של סרטנאים Amphipod

11.8K צפיות

DOI:

10.3791/51073

16 במרץ 2014

במאמר זה

סיכום

Hawaiensis amphipod Parhyale הוא אורגניזם מודל מבטיח ללימודים של אמבריולוגיה הסרטנים ופיתוח arthropod השוואתי ואבולוציה. פרוטוקול זה מתאר שיטה להסרה ידנית של לסטומרים אחד מעוברים בשלב המוקדמים של מחשוף Parhyale.

תקציר

Hawaiensis amphipod Parhyale הוא סרטנים קטנים שנמצאו בבתי הגידול ימיים intertidal ברחבי העולם. במהלך העשור האחרון, Parhyale התפתחה כאורגניזם מודל מבטיח למחקרי מעבדה של פיתוח, מתן השוואת קבוצת חוץ שימושית לאורגניזם מודל arthropod למד היטב תסיסנית. בניגוד לשסעים לי עובריים של תסיסנית, השסעים המוקדמים של Parhyale הם holoblastic. מיפוי גורל באמצעות צבעים נותב מוזרקים לתוך לסטומרים מוקדם הראו כי כל שלוש השכבות הנבט והקו נבט נקבעו בשלב שמונה תאים. בשלב זה, שלושה לסטומרים נגזר על להצמיח האאקטודרם, שלוש נגזרו על להצמיח המזודרם, ושני לסטומרים הנותרים הם המבשרים של הקו האנדודרם ונבט בהתאמה. עם זאת, ניסויי אבלציה blastomere הראו כי עוברי Parhyale גם להחזיק capabiliti רגולציה משמעותיתes, כזה גורלות לסטומרים ablated בשלב שמונה התא ניתן השתלטו צאצאים כמה לסטומרים הנותר. אבלציה Blastomere כבר בעבר שתוארה על ידי אחת משתי שיטות: הזרקה וההפעלה הבאה של צבעי phototoxic או אבלציה הידנית. עם זאת, photoablation הורג לסטומרים אך אינו מסיר את התאים המת מהגוף את העובר. ההסרה פיזית מלאה של לסטומרים ספציפי ולכן עשויה להיות שיטה מועדפת של אבלציה עבור יישומים מסוימים. כאן אנחנו מציגים פרוטוקול להסרה ידנית של לסטומרים אחת מבמת שמונה התאים של עוברי Parhyale, הממחיש את המכשירים ונהלים ידניים הכרחיים להסרת תאי הגוף מלאה, תוך שמירה על לסטומרים שנותר בחיים ושלמים. פרוטוקול זה יכול להיות מיושם על כל תא Parhyale בשלב שמונה תאים, או ללסטומרים שלבי מחשוף המוקדם אחרים. בנוסף, באופן עקרוני בפרוטוקול זה יכול להיות ישים לקליאה המוקדמתעובר שלב vage של חסרי חוליות ימיות holoblastically ביקוע אחרות.

מבוא

Hawaiensis Parhyale סרטני amphipod התפתחה בעשור האחרון כאורגניזם מודל מבטיח עם פוטנציאל גדול לשימוש במחקר בביולוגיה התפתחותית אבולוציונית 1. בין פרוקי הרגליים, רוב מערכות מודל הן חרקים, ולמדו נרחב ביותר של אלה הוא זבוב הפירות melanogaster דרוזופילה. ד melanogaster הוא חבר Diptera כדי חרקים, וכמו תכונות עובריות רבות מציג באופן שנגזרות ביחס לאלו של חרקים basally הסתעפות 2. יתר על כן, חרקים מקוננים בתוך subphylum Pancrustacea 3, כלומר יש לי חרקים קרובי המשפחה הקרובות ביותר שלהם בתוך הקבוצה ארוכת השנים "הטבעית" בשם pancrustaceans, וכי קבוצה זו היא paraphyletic. הדבר מצביע על כך, בנוסף להסתעפות basally דגמי חרקים, מחקרים של סרטנים אחרים נדרשים כדי לקבל תצוגה רחבה יותר של ההיסטוריה האבולוציונית של התכונות התפתחותיותמנגנונים מולקולריים nd שנחקרו כל כך טוב בד melanogaster. עם זאת, מעט מאוד סרטנים כבר מבוססים היטב על ניתוח מעבדה ניסיוני של פיתוח. Amphipod פ hawaiensis היא מערכת מודל מעבדה צייתנית מאוד, נוחה למגוון של טכניקות ניסוי. Amphipods להציג תכונות ייחודיות רבות בתוך superorder ההורה שלהם Peracarida (מינן חוף, סקדים, ושרימפס היטב), ולכן חשב שניתן להפיק יחסית בתוך קבוצה זו של סרטנים. עם זאת, קלות היחסית של מניפולציה גנטית עוברית ופונקציונלית המוצע על ידי Parhyale להפוך amphipod זו תוספת רבת ערך למלאי הנוכחי של אורגניזמים מודל.

כחיות מעבדה, פ hawaiensis מציע יתרונות רבים. בעלי חיים הם סובלניים למגוון רחב של טמפרטורות ומליחות, ולשרוד גם בתרבויות גדולות של מי ים מלאכותי 1. זה קל להבחין betwזכרים ונקבות een מבוססים על הבדלים מורפולוגיים ברורים, בעיקר, איברים הגדולים, מכור, תא מטען קדמי כי גברים להשתמש בו כדי לתפוס את הנקבות בעת ההזדווגות. לעבודה עוברית והתפתחותי, פ יש hawaiensis כמה תכונות מושכת מאוד. עובר נמשך כ 10 ימים והזמן לבגרות מינית הוא כשישה שבועות ב28 º C (אבל שים לב שParhyale שורד גם בטמפרטורות הנעות בין כ 20-30 º C, וכי מידע בימוי התפתחותית מפורט נגיש לעוברים הועלו ב18 º C 4 , 25 C º 4, ו26 º C 5,6). מבוגרים הזדווג בכל ימות במעבדה השנה, כך שהעוברים זמינים בכל עת של שנה. נקבות מטיל 2-20 (תלוי בגיל של נקבה) ביצים המופרות לתוך כיס דגירה הגחון ממוקם בין כמה הזוגות הראשונים של רגליים (איורים 1 א ו 1 ב '), ואפשר לאסוף עובר אלהזה מוקדם מאוד בפיתוח בלי להרוג את הנקבה או פגיעה בעוברים (איור 1 ג). העוברים לשרוד במי ים מלאכותיים מסוננים דרך לבקיעה, יכולים להיות קבועים לביטוי גנים שלאחר מכן או ניתוח היסטולוגית 7, ושולחן היערכות מפורט מאפשר זיהוי מדויק של ההתקדמות בפיתוח 5. פרוטוקולים חזקים שימשו כדי לבצע ניתוח ביטוי גנים על ידי הכלאה באתר 8-15 או immunostaining 4,16,17, מציאה פונקציונלית על ידי התערבות RNA 13,15 או 12 morpholinos, וקו נבט יציב Transgenesis 18. שימוש במערכת transgenesis, הביטוי מושרה 14 ומלכודת משפר גם 19 שיטות יכולות לשמש כדי לחקור את תפקוד גן בפ hawaiensis. בעוד רצף הגנום זמין לציבור אינו זמין כרגע, יש transcriptome מכיל תעתיקים נוצרים במהלך oogenesis ועובר דבורהn דה נובו התאסף ומבואר 20, והופקד במסד נתונים לחיפוש 21, הנחיית גילוי גן. לסיכום, פ hawaiensis הוא אורגניזם מודל צייתן מאוד מתאים לגישות ניסיוניות וגנטיות רבות להבנת התפתחות.

בניגוד לשסעים לי עובריים המוקדמים של ד melanogaster, פ עוברי hawaiensis לדבוק holoblastically הבא (איור 2 א) הפריה. ניתוח התחקות שושלת הראה כי על ידי מחשוף שלישי, כל אחד מלסטומרים המחשוף השלישי נגזר במיוחד כדי להצמיח אחד משלוש השכבות נבט או הקו נבט 6 (איור 2). נתונים אלה, יחד עם נתוני microarray 22, שושלת תא מנתח 6,23, וניסויים בידוד blastomere 4 הראו כי פוטנציאל התפתחותי מופרד ללפחות חלק לסטומרים מחשוף שלישי בירושה סימטרית של celגורמי גורל ליטר. בהתאם לכך, בניסויי אבלציה blastomere שבמבשר שורת הנבט (שמכונה "G" במינוח שושלת תא Parhyale 6) הוסר בשלב התא שמונה, עוברים חסרי תאי נבט בשלבי התפתחותיים מאוחרים יותר 4, כפי שצוינו על ידי ההעדר של תאים המבטא את החלבון ושה, אשר מהווה סמן שורה נבט ברוב metazoans 24. לעומת זאת, ניסויי אבלציה blastomere גופניים הראו כי פ עוברי hawaiensis גם בעלי יכולות רגולציה משמעותיות, כך שגורלם של מבשר לסטומרים המזודרם או האאקטודרם מלוטש בשלב שמונה תאים שניתן לנקוט על ידי צאצאיהם של חלק מלסטומרים נותר 25. איך החלפת גורל תא ויסות יכולה להתרחש, ועל ידי לסטומרים סומטיים היקף אימוץ גורל תא אוטונומי, נותר עלום. טכניקות עובריות ניסיוניות כגון אבלציה blastomere יכולות להיות שימושיות במבדינג האוטונומיה היחסית וnonautonomy של החלטות גורל תא 26,27 ולכן עניין במחקר של פ עובר hawaiensis.

בניסויים שהדגימו החלפה רגולטיביות של שושלות ectodermal וmesodermal, אבלציה blastomere בוצעה על ידי הזרקה 28 והעירור הבא של צובעת phototoxic 25. אמנם שיטה זו היא יעילה להרוג blastomere (ים) המוזרק, זה לא להסיר לחלוטין את גוף תאים המת מן העובר. בנוסף, הבדלים שנצפו בין נתונים שנאספו באמצעות שושלת תא לשלבי gastrulation של עובר על ידי הזרקת לסטומרים עם קליעים נותבים שושלת ניאון 28,29, ונתונים שנאספו על ידי ביצוע לסטומרים מוטרד באמצעות פיתוח של אותו שלבים עובריים 23. ההסרה גופנית מלאה של לסטומרים ספציפי ולכן עשויה להיות שיטה מועדפת של אבלציה עבור יישומים מסוימים.

אנחנו שפורסמו בעבר התוצאות של שושלת תא ניתוחים של עוברים שבו תאים בודדים היו ablated 23 באופן ידני. יחד עם זאת, הפעולות העדינות נדרשו להסיר לסטומרים אחד מעוברים בשלב מחשוף מוקדמים טרם תוארו באופן מלא. כאן אנו מציגים פרוטוקול לאוסף של פ עוברי hawaiensis ואבלציה הידנית של blastomere בודד מעובר בשלב שמונה תאים. מטרתה של שיטה זו היא להשיג הסרה מלאה של גוף התא מהעובר, ומאפשר התבוננות בהתנהגויות הסלולר ויכולות גורל תא של התאים שנותרו בעובר והתפתחות פוסט עוברי. הפרוטוקול שלנו מראה הסרת g שורת נבט המבשר (איור 2 ג), אבל יכול להיות מיושם על כל תא בשלב שמונה תאים, או ללסטומרים שלבי מחשוף קודם לכן. באופן עקרוני, פרוטוקול זה יכול להיות מיושם להסרת תאים בודדים מעוברי שלב מחשוף המוקדמים של other holoblastically ביקוע חסרי חוליות ימיות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

תגובות שעשויות להיות מועילים בביצוע צעדים מסוימים מסומנות בכתב נטוי.

1. יום 1: הכנה של חומרים

  1. הכן את החומרים הבאים (ראה טבלה של חומרים וציוד):
    • 15 סנטימטר ו22 טפטפות פסטר סנטימטר
    • סופר יהלומים
    • מי ים מלאכותי מסונן (מליחות בין 0.0018-.0020) המכילה 1 מ"ג / מיליליטר Amphotericin B (1:100 של פתרון מניות 100 מ"ג / מיליליטר), 100 יחידות / מיליליטר פניצילין ו100 מ"ג / מיליליטר סטרפטומיצין (01:50 של פתרון מניות המכיל 5,000 / מיליליטר יחידות פניצילין ו -5,000 מ"ג / מיליליטר סטרפטומיצין)
    • מים מסוננים מלאכותיים ים (מליחות בין 0.0018-0.0020) ללא תוספים
    • מיכל פלסטיק גדול לזוג לדיור (לפחות 15 סנטימטר x 15 סנטימטר X 5 ס"מ)
    • צלחות פטרי קטנות (3 סנטימטר או 5 ס"מ) מרופדות בSylgard
    • צלחות פטרי (3 סנטימטר או 5 ס"מ) קטנות
    • watchglass או זכוכית רב גם
    • מלקחיים (אנו משתמשים במלקחיים בוטים נגזרים לכאן ולכאןמלקחיים מ 'ישן דומון # 5 שנפגעו בטעות בנהלי מעבדה אחרות, שיש לנו לשנות את ייעודו באמצעות מלקחיים חידוד אבן, כדי להבטיח שקצות המלקחיים חלקים, ששני שיניים הן באותו אורך, ושכבר אין להם נקודות חדות. מלקחיים עדינים ביותר, כגון דומון # 5 מלקחיים חדשים, אינם רצויים כיוון שהם עלולים לפגוע בעוברים ו / או נקבות).
    • פיפטה פסטר עם הסוף התרחבה (ראה שלב 1.2 להלן)
    • כלי אחזור עובר מורכב מחוט דק, מעוקל טונגסטן מוטבע לתוך הסוף הדק של פיפטה פסטר (יכולים להיות מוחלפים על ידי חלופה ליישם; לראות 1.3 להלן)
    • פיפטה בפה עם פתח קטן (ראה שלב 1.4 להלן)
    • מחט זכוכית עשויה מזכוכית משך נימים (ראה שלב 1.5 להלן)
    אין חומרים רעילים לבני אדם נמצאים בשימוש בפרוטוקול זה. עם זאת, חוקרים צריכים להבטיח שהם לובשים כפפות או הלבוש מגן אחר כפי שנדרשו על ידי guidel ניהול הסיכוניםאינס של המוסד שלהם.
  2. כדי להפוך את פיפטה התרחבה פסטר, ציון בסיבוב הראשון פיפטה פסטר 15 סנטימטר בנקודה שבי פיפטה תתחיל לצמצם עם סופר יהלומים, לעטוף את האזור קלע של פיפטה במגבת Kimwipe או נייר כדי להגן על האצבעות, ולאחר מכן בזהירות לשבור את הקצה בקו הציון. החזק את קצו השבור של פיפטה מעל להבת מבער בונזן במשך כמה שניות כדי להחליק את הקצוות. הפתיחה צריכה להיות מעט צרה יותר מהרוחב המרבי של טפטפת.
  3. על מנת להפוך את הכלי לנתח תיל טונגסטן, הכנס תיל טונגסטן לסוף הזכוכית פיפטה פסטר 15 סנטימטר, ומחזיק לזמן קצר על אש מבער בונזן כדי להמס את הזכוכית, תיקון החוט במקום. שימוש במלקחיים בעדינות לעקומת קצה החוט לצורת מכור. ראה איור 3 לדוגמה לצורה מתאימה לכלי הזה.
  4. כדי להפוך את פתח קטן לפיפטה בפה, למשוך את הקצה הדק של פיפטה פסטר 22 סנטימטר לשני החלקים ovאה להבה, ולשבור את הקצה של הקצה הקטן. הכנס לסוף בעל פיפטה בפה.
  5. הפוך את מחט הזכוכית שתשמש לנקב לסטומרים של עניין במהלך הליך אבלציה באמצעות חולץ מחט. מחט בצורה כראוי מוצגת באיור 4. מחט זו משכה על חולץ מחט p97 סאטר באמצעות תכנית עם פרמטרים 2x (חום = 566, למשוך = 100, מהירות = 20, זמן = 250) + 1X (חום = 566, למשוך = 100, מהירות = 100, זמן = 250). התכנית הספציפית והמכשיר משמש לייצור את המחט יכולים להשתנות, אבל המחט חייבת להיות נקודה עדינה, ועם זאת גם להיות יציב מספיק כדי לא לשבור כאשר דחף נגד סיסית של העובר.

2. יום 1: זוגות התכנסות Parhyale מזווגים

  1. השתמש פיפטה פסטר התרחבה (שלב 1.2 לעיל) כדי לאסוף הזדווגות פ זוגות hawaiensis מיכל התרבות הגדול, ולהעביר אותם למכל המכיל ג נפרדלהישען מי ים מלאכותי. אין זה הכרחי כי מי ים זה להיות מסונן. עדיף לאסוף זוגות הזדווגות בשעתי אחר הצהריים המאוחרים ולהשאיר את הזוגות בטמפרטורת חדר (20-23 מעלות צלזיוס) בלילה, כך שלמחרת בבוקר, רוב העוברים יהיו כבר מופרים לאחרונה והופקדו, ולכן במחשוף שלבים המוקדם מתאים אבלציה. לאסוף לפחות 20 זוגות הזדווגות כדי להבטיח שכמה נקבות תהיה נשיאת עוברי שלב מוקדם על ידי מחשוף למחרת בבוקר.

3. יום 2: התכנסות Parhyale עוברים

  • בוקר למחרת, להחדיר מי ים מלאכותי מסונן (FASW) עם CO 2. כמה מהנשים תהיה בשחייה חופשית מהזכרים שלהם במהלך הלילה; לאסוף נשים מופרדות אלה ומרדימים אותם בFASW / CO 2. הזכרים מזווגים הנותרים ניתן להסיר מיכל זוג הזדווגות וחזרו לתרבות הגדולה. זוגות הזדווגות שנותרו ניתן לשמור לאוסף עובר מאוחר יותרביום או ביום שלמחרת.
  • העבר את הנקבה מורדמת אחת נושאת עובר לזכוכית שעון בFASW / CO 2. כל הנקבות מופרדות צפויות הפקידו ביצים, שיהיה גלוי על ידי העין כורודה חיוור או סגולים הספרואידים דרך צלחות coxal השקופה של הנקבות (איור 1 א). כדי לקבוע אם הם עובר בשלבי מחשוף מוקדמים ובכך מתאים לאבלציה blastomere, החוקר צריך להסיר את העוברים מהכיס להרהר ולבחון אותם תחת מיקרוסקופ.
  • צופה בהליך תחת מיקרוסקופ לנתח, לתפוס את צלחות coxal לאורך צד אחד של הגוף עם מלקחיים. עוברים יהיו גלויים בכיס הדגירה הגחון בין צלחות coxal אלה (איור 1).
  • להכניס את הכלי הדק, מעוקל תיל (איור 3; צעד 1.3 לעיל) אל הקצה האחורי של כיס הדגירה, ועדינות להרים את החוט לקראת הסוף הקדמי של הנרתיק להרהר להפריד הגוזליםכיסויי נרתיק (אלה הותאמו נספחים הגחון נקראים oostegites 30), שפתח את הכיס והתרופפות העוברים. עוברים שנמצאים בשעה הראשונה של שהניח כולם סגורים בתוך קרום דק מאוד ושקוף שיהיה בקלות להיות מופר על ידי כלי התיל; קרום זה נעלם על ידי כ 2-3 שעות לאחר הטלת ביצים, ועוברים אינם מאוגדים לזה או לנקבה בכל דרך מנקודה זו ואילך בכל עובר. אם חוקרים מוצאים את זה לא נוח או קשה לתמרן את כלי התיל המעוקל להסיר את העוברים מכיס הדגירה, אלטרנטיבי ליישם עשוי לשמש, כל עוד התנועות עדינות ולא בלחץ קשה מוחל על העוברים או את כיס הדגירה. כלים אחרים מתאימים להסרת עוברים מכיס הדגירה כוללים מלקחיים קהות או נימי זכוכית עם קצה אטום ומוחלק.
  • השתמש פיפטה 15 פסטר סנטימטר ללא שינוי כדי לשטוף מים דרך כיס הדגירה נפתח, דוחף החוצה tהוא עובר, שאמור ליישב לתחתית של זכוכית השעון. העבר את הנקבה כדי לנקות FASW (ללא CO 2), כדי לאפשר התאוששות לפני reintroducing לתרבות המרכזית. ניתן להציב נקבות מרובות לתוך את אותה המנה התאוששות, אלא לאפשר נקבות כדי להחלים לחלוטין לפני שמחזירים אותם לתרבות הראשית, כיוון שהם עלולים להיאכל על ידי בעלי חיים אחרים אם הם עדיין מורדמים באופן חלקי.
  • השתמש פיפטה 15 פסטר סנטימטר ללא שינוי להעביר את העוברים לצלחת פטרי עם FASW הנקי, ולהציג תחת מיקרוסקופ כדי לקבוע בשלב העוברי שלהם. עוברים נפרדים שנמצאים במחשוף השלישי (שלב 4 5), אשר מתאים להליך זה. זה צריך להיות אפשרי גם להחלת פרוטוקול זה לכל שלב מחשוף לפני היווצרות דיסק נבט (שלבי 7-8 מאי).

4. תאים בודדים ablating: יום 2

  1. מלא צלחת פטרי מרופדת Sylgard בשכבה רדודה של FASW. השתמש pi פסטר 15 סנטימטר ללא שינויpette להעביר עובר אחת לצלחת.
  2. בעזרת מלקחיים בוטים, בעדינות מגלגל את העובר כדי לזהות את התא להיות ablated (2A דמויות ו2B). גרם מבשר שורת הנבט יכול להיות מזוהה כmicromere הקטן ביותר, היושב על גבי Mav macromere הקטן ביותר. בנוסף, גרם לא ישירות לפנות לתא צמוד, המהווה את micromere ישירות מולו, כמיליליטר micromeres מבשר המזודרם ונתח mr גבול תא באמצע של העובר. Mr הוא blastomere מימין גרם, ו מיליליטר הוא micromere משמאל גרם. Macromeres אחותו של מר, מיליליטר, וחדר הם מבשרי האאקטודרם אה, אל, ופרקים בהתאמה.
  3. עם מלקחיים בLEFיד לא אם החוקר הוא ימני (או ביד ימין אם החוקר הוא שמאלי), לכוון את העובר עם התא של עניין לימין (או לשמאל אם החוקר הוא שמאלי), ו בעדינות לתפוס את העובר בין המלקחיים כדי לייצב אותו.
  4. באמצעות מחט משכה זכוכית (שלב 1.5 לעיל; איור 4), בעדינות לנקב את התא של עניין. אל תכניס את המחט עמוקה מדי, כדי שלא לדחוף את המחט לתוך תאי שכנים או מתחת לתא של עניין. המחט רק צריכה לנקב את סיסי וקרום תא בסיסי, ואין צורך להאריך עמוק לתוך התא להיות ablated.
  5. להחליף את המחט נהגה לנקב את העובר לסוף כוס פיפטה בפה עם קנס הוציאה קצה פיפטה פסטר (שלב 1.4 לעיל). החזק את קצה פיפטה כדי לסגור את החור נוצר בתא של עניין, ולהחיל שאיבה עדינה מאוד.
  6. מאוד ללחוץ בעדינות את העובר עם המלקחיים. כמו התוכן של blastoסתם נדחף אל מחוץ לסיסי דרך החור שנוצר בשלב 4.4, למצוץ אותו לתוך פיפטה הפה כדי לאפשר מבט פתוח של העובר. אם החור גדול מספיק, גרעין התא ניקב ניתן לראות לצוץ גם כן. זו בדיקה טובה כדי לוודא את תוכן התא כולו הוסר, ולא יכול להיות מחדש.
  7. אנא קראו בעיון את העובר כblastomere של עניין מוסר. הגבול של התא ניקב יהיה לסגת לעבר החור בסיסי, מה שהופך את צמתים של תאי הבסיס נראים לעין. המשך להפעיל לחץ עד שכל blastomere עניין הוסר. שימוש במלקחיים לגלגל את העובר מצד לצד וחזותי לאשר כי כל blastomere של עניין הוא נעלם.
  8. באמצעות פיפטה פסטר 15 סנטימטר ללא שינוי, להעביר את העובר כדי לנקות FASW + (מ"ג FASW + 1 / מיליליטר Amphotericin B, 100 יחידות / מיליליטר פניצילין ו100 מ"ג / מיליליטר סטרפטומיצין).
  9. הרם עוברים-ablated blastomere בבארות בודדותצלחת 48 היטב נקייה בFASW +, שינוי 50% מFASW-בתוספת האנטיביוטיקה + יומית. בידיים שלנו עוברים לשרוד ולהתפתח היטב, אבלציה אף שלאחר מכן, בטווח של טמפרטורות 18-28 º C. חוקרים צריכים להעלות העוברים שלהם בטמפרטורה אשר יש להם משטח נקי (אך לא בהכרח סטרילי) שעליו להעלות את העוברים עם הפרעה מינימאלית. כדי להיות מסוגל להשוות את העיתוי של אירועים התפתחותיים בעוברים-ablated blastomere עם פקדים, אנחנו מפנים את הקורא למידע היערכות התפתחותית מפורט שזמין עבור עוברים הועלו ב18 º 4 C, C º 25 4, ו26 º C 5,6.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

בעקבות אבלציה מוצלחת של מחשוף הסינגל השלישי פ micromeres hawaiensis כפי שתואר בפרוטוקול זה, micromeres שנותר לעבור בהדרגה את עמדותיהם במקצת, כדי לכבוש את השטח הכבוש בעבר על ידי blastomere ablated באופן חלקי. לדוגמא, כאשר גרם מוסר, השכנה mr לסטומרים ומ"ל להסיט מעט ובאו לחלוק גבולות תא לרוחב שהיו בעבר בקשר ישיר עם g (השווה איור 2 א ו 2 ג). בעקבות אבלציה מוצלחת...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

אנו מתארים פרוטוקול לאבלציה ידנית וההסרה פיזית מלאה של לסטומרים אחד מהשלבים המוקדמים של מחשוף פ amphipod hawaiensis. אנו מדגימים שימוש בפרוטוקול זה על ידי הסרת תאים גרם מבשר שורת החיידק הבודד מעובר בשלב שמונה תאים, ומראים כי אבלציה הייתה מוצלחת אם תאשר היעדרות של תאי בת של g בעובר מאוחר יותר. פרוטוקול זה יכול לשמש כדי להסיר כל micromeres מהעובר בשלבים מוקדמים מחשוף. כדי להשתמש בפרוטוקול זה כדי להסיר macromeres בשלב זה, או לסטומרי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

יש המחברים אין לחשוף.

תודות

אנו מודים לריחאן עריף וHassaan Shahawy לעבודת מצלמה, טריפטיכון גופטה ופרדריקה Alwes לסיוע שיפור טכניקת אבלציה התא, וחברי המעבדה Extavour למשוב על נתונים, וידאו וכתב היד. עבודה זו נתמכה בחלקה על ידי תאי גזע מכון הרווארד (מספר גרנט זרע SG-0057-10-00) קרן אליסון הרפואית (ניו Scholar פרס מספר AG-NS-07,010-10) לCGE, והפרסים הרווארד תכנית המחקר במכללה ל ARN.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
15 ס"מ פיפטה פסטרויטון53499-630 VWRלהעברת עוברים שלמים ובלסטומר ממנה לצלחת.
22 ס"מ פסטר פיפטהוויטון53499-632 VWRלהכנת קצות פיפטה לפה.
צלחות פטרי 3 ס"מThermo Scientific25382-334 VWRהשתמשו בחלקם ללא שינוי כדי לאסוף ולאחסן עוברים; צפו חלקם בשכבה של סילגארד (ראו להלן) כדי ליצור משטח עבודה לאבלציה של בלסטומרים.
48 בארותצלחות Greiner Bio-One82051-004 VWRלתרבית עוברים לאחר אבלציה.
מסנני בקבוק 0.2 ומיקרו; mNalge Nunc International28199-296 VWRליצירת FASW (ראה להלן).
מבער בונסןVWR89038-530 VWRליצירת כלי חוט טונגסטן ופיפטה עדינה של הפה.
סופר יהלומיםMusco Sports Lighting52865-005 VWRליצירת פיפטות פסטר בעלות פה רחב לאיסוף זוגות.
מלקחייםכלים מדעיים עדינים11050-10 כלים מדעיים עדיניםלהחזקת נקבות מורדמות במהלך הוצאת עוברים מכיס הגידול. אלה לא חייבים להיות מלקחיים של דומונט עדינים - הקצוות יכולים להיות קהים לפחות כמו אלה של המלקחיים שעבורם מופיע המספר הקטלוגי כאן.
Fungizone-Amphotericin BSigmaA2942 Sigma Aldrichהוסף ל-FASW לריכוז סופי של 1 מ"ג/מ"ל, והשתמש בתמיסה זו לתרבית עוברים שעברו כריתת בלסטומר.
נימי זכוכית באורך 4 אינץ', 1/0.58 OD/ID (מ"מ)מכשירי דיוק עולמיים1B100-4 מכשירי דיוקעולמיים להכנת מחטים לניקוב הבלסטומר שיש להסיר.
שעון זכוכית בקוטר 300 מ"ממדעי מיקרוסקופיה אלקטרונית70543-30 מדעי מיקרוסקופיה אלקטרוניתלשימוש בהוצאת עוברים מכיס הגידול של נקבות מורדמות.
מי ים מלאכותיים מיידיים באוקיינוס (ASW)Instant OceanIS160 Aquatic EcoSystemsמייצרים ASW על ידי המסת מלח במים נטולי יונים למליחות של 1.022-1.024.
מי ים מלאכותיים מסוננים מיידיים (FASW)Instant OceanIS160 Aquatic EcoSystemsשימוש ב-0.2 ומיקרו; מסנני m לעיקור ASW. יש להתאפר בכמויות קטנות (< 250 מ"ל) לפי הצורך.
KimwipesKimberly-Clark21905-026 VWRלשבירת הקצה העדין של פיפטות פסטר שהותאמו לאיסוף זוגות.
מתאם פיפטה לפהDrummond LabwareA5177-5EA Sigma Aldrichהכנס את קצה פיפטת פסטר המשוך דק לקצה זה, שישמש להסרת תוכן תאים מוחצן במהלך הליך האבלציה.
צינורות פיפטה בפהAldrichZ280356 Sigma Aldrichחתכו את זה כדי להיות ארוך מספיק כדי לתלות בנוחות סביב הצוואר במהלך הליך האבלציה.
מושך מחטSutter Instrument CompanyP97 Sutter Instrument Companyלייצור מחטים מנימי זכוכית לניקוב הבלסטומר שיש להסיר.
תמיסת פניצילין-סטרפטומיציןMediatech45000-650 VWRהוסף ל-FASW לריכוז סופי של 100 יחידות/מ"ל פניצילין ו-100 מ"ג/מ"ל סטרפטומיצין, והשתמש בתמיסה זו לתרבית עוברים שעברו הסרת בלסטומר.
נורת גומימדעי מיקרוסקופיה אלקטרונית100488-418 VWRלשימוש בפיפטות פסטר להעברת עוברים ממנה לצלחת.
סילגארד 184ק. ר. אנדרסון, בע"מNC9659604 פישר סיינטיפיקמייקאפ לפי הוראות היצרן. יוצקים שכבה בעובי 2-5 מ"מ לתוך צלחת פטרי בגודל 3 ס"מ ליצירת משטח עבודה לאבלציות בלסטומרים.
חוט טונגסטן בקוטר 0.004 אינץ'מערכות A-M719000 מערכות A-Mהשתמש בזה כדי ליצור כלי להוצאת עוברים מכיס הגידול של נקבות מורדמות.

מקורות

  1. Rehm, E. J., Hannibal, R. L., Chaw, R. C., Vargas-Vila, M. A., Patel, N. H. Chapter 3. Emerging Model Organisms: A Laboratory Manual Volume. , CSHL Press. 373-404 Forthcoming.
  2. Sander, K. Pattern formation in insect embryogenesis: the evolution of concepts and mechanisms. Int. J.Insect Morphol. Embryol. 25, 349-367 (1997).
  3. Regier, J. C., et al. Arthropod relationships revealed by phylogenomic analysis of nuclear protein-coding sequences. Nature. 463, 1079-1083 (2010).
  4. Extavour, C. G. The fate of isolated blastomeres with respect to germ cell formation in the amphipod crustacean Parhyale hawaiensis. Dev. Biol. 277, 387-402 (2005).
  5. Browne, W. E., Price, A. L., Gerberding, M., Patel, N. H. Stages of embryonic development in the amphipod crustacean, Parhyale hawaiensis. Genesis. 42, 124-149 (2005).
  6. Gerberding, M., Browne, W. E., Patel, N. H. Cell lineage analysis of the amphipod crustacean Parhyale hawaiensis reveals an early restriction of cell fates. Development. 129, 5789-5801 (2002).
  7. Rehm, E. J., Hannibal, R. L., Chaw, R. C., Vargas-Vila, M. A., Patel, N. H. Fixation and dissection of Parhyale hawaiensis embryos. Cold Spring Harbor Protoc. 2009, (2009).
  8. Price, A. L., Patel, N. H. Investigating divergent mechanisms of mesoderm development in arthropods: the expression of Ph-twist and Ph-mef2 in Parhyale hawaiensis. J. Exp. B. Dev. Evol. 310, 24-40 (2008).
  9. Rehm, E. J., Hannibal, R. L., Chaw, R. C., Vargas-Vila, M. A., Patel, N. H. In situ hybridization of labeled RNA probes to fixed Parhyale hawaiensis embryos. Cold Spring Harbor Protoc. 2009, (2009).
  10. Browne, W. W., Schmid, B. G. M., Wimmer, E. A., Martindale, M. Q. Expression of otd orthologs in the amphipod crustacean, Parhyale hawaiensis. Dev. Genes Evol. 216, 581-595 (2006).
  11. Prpic, N. M., Telford, M. J. Expression of homothorax and extradenticle mRNA in the legs of the crustacean Parhyale hawaiensis: evidence for a reversal of gene expression regulation in the pancrustacean lineage. Dev. Genes Evol. 218, 333-339 (2008).
  12. Kizil, G., Havemann, J., Gerberding, M. Germ cells in the crustacean Parhyale hawaiensis depend on Vasa protein for their maintenance but not for their formation. Dev. Biol. 327, 320-239 (2009).
  13. Liubicich, D. M., et al. Knockdown of Parhyale Ultrabithorax recapitulates evolutionary changes in crustacean appendage morphology. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 13892-13896 (2009).
  14. Pavlopoulos, A., et al. Probing the evolution of appendage specialization by Hox gene misexpression in an emerging model crustacean. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 13897-13902 (2009).
  15. Vargas-Vila, M. A., Hannibal, R. L., Parchem, R. J., Liu, P. Z., Patel, N. H. A prominent requirement for single-minded and the ventral midline in patterning the dorsoventral axis of the crustacean Parhyale hawaiensis. Development. 137, 3469-3476 (2010).
  16. Simanton, W., et al. Conservation of arthropod midline netrin accumulation revealed with a cross-reactive antibody provides evidence for midline cell homology. Evol. Dev. 11, 260-268 (2009).
  17. Rehm, E. J., Hannibal, R. L., Chaw, R. C., Vargas-Vila, M. A., Patel, N. H. Antibody staining of Parhyale hawaiensis embryos. Cold Spring Harbor Protoc. 2009, (2009).
  18. Pavlopoulos, A., Averof, M. Establishing genetic transformation for comparative developmental studies in the crustacean Parhyale hawaiensis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 7888-7893 (2005).
  19. Kontarakis, Z., et al. A versatile strategy for gene trapping and trap conversion in emerging model organisms. Development. 138, 2625-2630 (2011).
  20. Zeng, V., et al. De novo assembly and characterization of a maternal and developmental transcriptome for the emerging model crustacean Parhyale hawaiensis. BMC Genom. 12, 581 (2011).
  21. Zeng, V., Extavour, C. G. ASGARD: an open-access database of annotated transcriptomes for emerging model arthropod species. Database. , (2012).
  22. Nestorov, P., Battke, F., Levesque, M. P., Gerberding, M. The Maternal Transcriptome of the Crustacean Parhyale hawaiensis Is Inherited Asymmetrically to Invariant Cell Lineages of the Ectoderm and Mesoderm. PLoS ONE. 8, (2013).
  23. Alwes, F., Hinchen, B., Extavour, C. G. Patterns of cell lineage, movement, and migration from germ layer specification to gastrulation in the amphipod crustacean Parhyale hawaiensis. Dev. Biol. 139, 110-123 (2011).
  24. Ewen-Campen, B., Schwager, E. E., Extavour, C. G. The molecular machinery of germ line specification. Mol. Reprod. Dev. 77, 3-18 (2010).
  25. Price, A. L., Modrell, M. S., Hannibal, R. L., Patel, N. H. Mesoderm and ectoderm lineages in the crustacean Parhyale hawaiensis display intra-germ layer compensation. Dev. Biol. 341, 256-266 (2010).
  26. Fraser, S. E., Harland, R. M. The molecular metamorphosis of experimental embryology. Cell. 100, 41-55 (2000).
  27. Olsson, L. A clash of traditions: the history of comparative and experimental embryology in Sweden as exemplified by the research of Gösta Jägersten and Sven Hörstadius. Theory Biosci. 126, 117-129 (2007).
  28. Rehm, E. J., Hannibal, R. L., Chaw, R. C., Vargas-Vila, M. A., Patel, N. H. Injection of Parhyale hawaiensis blastomeres with fluorescently labeled tracers. Cold Spring Harbor Protoc. 2009, (2009).
  29. Chaw, R., Patel, N. H. Independent migration of cell populations in the early gastrulation of the amphipod crustacean Parhyale hawaiensis. Dev. Biol. 371, 94-109 (2012).
  30. Schmitz, E. H. Crustacea Microscopic Anatomy of Invertebrates. Microscopic Anatomy of Invertebrates. Harrison, F. W. 9, Wiley-Liss, Inc.. 443-528 (1992).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות