הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

אקליפסיה (1991) הכנת גנגליה לניתוחים אלקטרופיזיולוגיים ומולקולריים של נוירונים בודדים

8.9K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/51075

⸱

13 בינואר 2014

 ,  , 
1Department of Neuroscience, The Scripps Research Institute, Florida

במאמר זה

סיכום

חילזון ימי Aplysia californica כבר בשימוש נרחב כמודל נוירוביולוגיה למחקרים על בסיס תאי ומולקולרי של התנהגות. כאן מתוארת מתודולוגיה לחקר מערכת העצבים של Aplysia לניתוחים אלקטרופיזיולוגיים ומולקולריים של נוירונים בודדים של מעגלים עצביים מזוהים.

תקציר

אתגר מרכזי בנוירוביולוגיה הוא להבין את היסודות המולקולריים של מעגלים עצביים השולטים בהתנהגות מסוימת. לאחר זיהוי המנגנונים המולקולריים הספציפיים, ניתן לפתח אסטרטגיות טיפוליות חדשות לטיפול במומים בהתנהגויות ספציפיות הנגרמות על ידי מחלות ניווניות או הזדקנות מערכת העצבים. חילזון ימי Aplysia californica מתאים היטב לחקירות של בסיס תאי ומולקולרי של התנהגות כי מעגלים עצביים שבבסיס התנהגות מסוימת ניתן לקבוע בקלות את המרכיבים הבודדים של המעגלים יכולים להיות מניפולציה בקלות. יתרונות אלה של Aplysia הובילו למספר תגליות בסיסיות של נוירוביולוגיה של למידה וזיכרון. כאן אנו מתארים הכנה של מערכת העצבים Aplysia לניתוחים אלקטרופיזיולוגיים ומולקולריים של נוירונים בודדים. בקצרה, גנגליון מנותח ממערכת העצבים נחשף פרוטאז כדי להסיר את נדן גנגליון כך נוירונים נחשפים אבל לשמור על פעילות עצבית כמו החיה שלם. הכנה זו משמשת לביצוע מדידות אלקטרופיזיולוגיות של נוירונים בודדים או מרובים. חשוב לציין, בעקבות ההקלטה באמצעות מתודולוגיה פשוטה, הנוירונים יכולים להיות מבודדים ישירות מן הגרעינים לניתוח ביטוי גנים. פרוטוקולים אלה שימשו לביצוע הקלטות אלקטרופיזיולוגיות בו זמנית של נוירונים L7 ו- R15, ללמוד את תגובתם אצטילכולין וביטוי כמותי של גן CREB1 מבודד יחיד L7, L11, R15, ו R2 נוירונים של Aplysia.

מבוא

המוח האנושי מורכב בצורה יוצאת דופן עם כמעט 100 מיליארד נוירונים וטריליוני קשרים סינפטיים. ישנם מספר כמעט שווה של תאים nonneuronal כי אינטראקציה עם נוירונים לווסת את תפקידם במוח. נוירונים מאורגנים במעגלים המווסתים התנהגויות ספציפיות. למרות ההתקדמות בהבנתנו את תפקודי המוח והמעגלים העצביים, מעט מאוד ידוע על זהותם של מרכיבי מעגלים השולטים בהתנהגות מסוימת. ידע בזהויות של מרכיבים שונים של מעגלים יקל מאוד על הבנתנו הן של הבסיס התאי והן של הבסיס המולקולרי של התנהגות וסיוע בפיתוח אסטרטגיות טיפוליות חדשניות להפרעות נוירופסיכיאטריות.

חילזון ימי Aplysia californica כבר סוס עבודה לקביעת מעגלים עצביים ביסוד התנהגויות ספציפיות1-14. מערכת העצבים Aplysia מכיל כ 20,000 נוירונים המאורגנים לתוך 9 גרעינים שונים. הנוירונים של Aplysia הם גדולים וניתן לזהות בקלות על סמך גודלם, תכונות חשמליות, ואת המיקום הגרעיני. Aplysia יש רפרטואר עשיר של התנהגויות שניתן ללמוד. אחת ההתנהגויות הנחקרות היטב היא רפלקס משיכת הזימים (GWR). המרכיבים העיקריים של רפלקס זה ממוקמים גרעיני בטן. רכיבים של מעגלי GWR מופו ותרומות של רכיבים שונים נקבעו. חשוב לציין, מעגלי GWR עוברים למידה אסוציאטיבית ולא אסוציאטיבית5,6,15-19. עשרות שנים של מחקר על רפלקס זה זיהו גם כמה מסלולי איתות שיש להם תפקיד מפתח בלמידה וזיכרון20-24.

מספר תכשירים שונים של Aplysia שימשו כדי ללמוד בסיס תאי ומולקולרי של אחסון זיכרון. אלה כוללים את החיה שלם2,3, הכנה שלם למחצה1,7,13,14,16 ו reconstitution של מרכיבים עיקריים של מעגלים עצביים25-29. הכנה מופחתת לחקר הגרעינים Aplysia עבור ניתוחים אלקטרופיזיולוגיים ומולקולריים של מעגלים עצביים מזוהים מתואר כאן. ארבעת הנוירונים הבאים שזוהו נחקרו. R15, נוירון מתפרץ, L7 ו L11, שני נוירונים מוטוריים שונים R2, נוירון שימוש נחקרו. R2 הוא הנוירון הגדול ביותר המתואר במערכת העצבים חסרי החוליות. בקצרה, מתודולוגיה זו כוללת טיפול פרוטאז של גרעינים, מדידות אלקטרופיזיולוגיות לפני ואחרי טיפולים תרופתיים, ובידוד של נוירונים בודדים לניתוח כמותי של ביטוי גנים. מתודולוגיה זו מאפשרת לנו לשלב ניתוחים מולקולריים עם הקלטה בו זמנית של נוירונים מרובים. מתודולוגיה זו שימשה בהצלחה כדי ללמוד את התגובות של נוירונים R15 ו L7 אצטילכולין (Ach) על ידי זיווג הקלטות תאיים. בעקבות מדידות אלקטרופיזיולוגיות R15 ו- L7 ותאי עצב מזוהים אחרים כגון L11 ו- R2 בודדו לניתוח תגובת שרשרת פולימראז כמותית (qPCR) של ביטוי CREB1, גורם שעתוק חשוב לאחסון זיכרון.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

1. הכנת גנגליה בטן, מדידות אלקטרופיזיולוגיות, ובידוד של נוירונים בודדים שזוהו מגנגליון הבטן של Aplysia californica

  1. שמור על Aplysia באקווריום המעבדה עם מי ים מלאכותיים במחזור (ASW) ב 16 °C (60 °F) תחת 12:12 אור:תנאים כהים.
  2. בידוד של גנגליון בטן.
    1. הרדמה בעלי חיים על ידי הזרקת 380 mM MgCl2 פתרון במשך 5-10 דקות (שווה ערך 30-35% ממשקל הגוף של החיה).
    2. זהה את גנגליון הבטן בהתבסס על מיקומו במערכת העצבים המרכזית24,28.
    3. הסר את הגרעינים על ידי פעולה כירורגית ולאחסן מיד במי ים מלאכותיים המורכבים 450 מ"מ NaCl, 10 mM KCl, 10 mM CaCl2, 55 mM MgCl2, 2.5 מ"מ NaHCO3, ו 10 mM HEPES (pH 7.4).
  3. טיפול פרוטאז.
    1. דגירה גנגליון בטן במשך 30 דקות ב 34 °C±0.5 בצלחת פטרי עם 0.1% פרוטאז (dispase) מדולל ASW המתואר לעיל.
      הערה: כמות הפרוטאז המשמש צריך להיות סטנדרטי עם הגיל והמשקל של בעלי החיים. באופן כללי, בעלי חיים מבוגרים וגדולים יותר ידרשו יותר פרוטאז.
  4. הסרת נדן גרעיני.
    1. לאחר הטיפול באנזים, הצמד את הגרעינים לבסיס סיליקון סילגרד של תא תא (Ø = 1 ס"מ; vol. = 0.3 מיליליטר) ולחלחל עם ASW (קצב זרימה: 150 μl / min) בטמפרטורת החדר (18 °C (18 °F±2).
      הערה: על מנת להגביר את הראות של נוירונים מזוהים, הנח את הגנגליון על החלק העליון של גליל זכוכית פוליקרבונט (איור 1) (קוטר Ø = תא תא שונה 2 מ"מ) שניתן להאיר בקלות מלמטה באמצעות סטריאומיקרוסקופ משקפת עם הגדלה של פי 20 ו- 40.
    2. הסר בזהירות את הנדן מהגנגליון באמצעות מלקחיים ומיקרוסיסורים.
  5. הקלטה אלקטרופיזיולוגית בו זמנית משני נוירונים.
    1. לזהות נוירון של עניין.
    2. לשפד את הנוירון עם מיקרואלקטרודה חדה תאית אחת עם התנגדות 10-15 MΩ מלא פתרון 3 M KCl.
    3. הקלט פעילות עצבית (מעבר רצועה של 10 kHz) באמצעות מערכת הקלטה תאית.
    4. עבד את נתוני ההקלטה באמצעות תוכנת אלקטרופיזיולוגיה כגון אקסוגרף.
      הערה: ניתן לבצע בקלות הקלטה מתאי עצב מרובים. נוירונים L7, L11 או R15 ו R2 מזוהים בקלות על סמך מיקומם. שני מגברים ושני מיקרו-מניפולטורים נדרשים להקלטה בו זמנית משני נוירונים L7 ו-R15(איור 2).
  6. יישום סמים.
    1. החל תרופה של בחירה לתוך תא התא על ידי pipetting עדין או להזריק ישירות לתוך נוירונים.
    2. בצע מדידות אלקטרופיזיולוגיות.
      הערה: בהתאם למטרה הניסיונית, ניתן למדוד פרמטרים אלקטרופיזיולוגיים שונים של נוירונים כגון השינויים בפוטנציאל הממברנה (MP) או פוטנציאל הפעולה (AP) לפני, במהלך ואחרי יישום התרופה.
  7. בידוד של נוירונים בודדים.
    1. בסיום הניסויים האלקטרופיזיולוגיים, לעצור את הזחילה של ASW ולשטוף את הגנגליון עם 100% אתנול.  חשיפה לאתנול תפחיד את הנוירונים, ובאמצעות מלקחיים עדינים, תקל על הסרת נוירונים בודדים מבלי לפגוע בנוירונים אחרים מהגנגליון.
    2. הסר נוירונים בודדים תחת סטריאומיקרוסקופ ולהעביר צינור קטן Eppendorf המכיל קר כקרח 500 μl מיצוי RNA מגיב. נוירונים בודדים מבודדים ניתן לאחסן ריאגנט מיצוי RNA ב -80 מעלות צלזיוס לניתוח עתידי.

2. בידוד RNA מתאי עצב בודדים וניתוח ביטוי גנים על ידי PCR כמותי בזמן אמת (qPCR)

  1. אמצעי זהירות כדי למזער את השפלת RNA:
    ריבונוקלאאזות (RNases) משפילות RNA והן אנזימים יציבים ופעילים מאוד. בצע את השלבים הבאים במהלך הטיפול ב- RNAs.
    1. נקה את אזור העבודה ואת המכשירים עם סוכני השבתת RNase.
    2. ללבוש כפפות בכל עת בעת טיפול RNA ולהחליף כפפות לעתים קרובות.
    3. השתמש רק בפלסטיק ללא RNase לטיפול ב- RNAs.
  2. בידוד סה"כ RNA מתאי עצב בודדים:
    1. פרוטוקול טריזול סטנדרטי לבידוד RNA יכול לשמש לבידוד RNAs מתאי עצב בודדים. בקצרה להוסיף 20% v / v של כלורופורם כדי Trizol, לערבב היטב על ידי מערבולת קצרה.
    2. מניחים את הצינורות על מסובב במשך 10 דקות ב 4 מעלות צלזיוס. סובבו את תערובת טריזול-כלורופורם ב-12,000 x גרם למשך 15 דקות ב-4 מעלות צלזיוס.
    3. לאסוף את השלב מימית ולהעביר צינור טרי.
    4. הוסף פתרון אצטט נתרן (pH 5.5) לריכוז הסופי של 0.3 M, 100 ng/ml של גליקובלו coprecipitant, ו 2.5 כרכים של 100% אתנול כדי לזרז RNA.
    5. מערבבים היטב את הדגימות ומדגירה ב -80 מעלות צלזיוס לילה.
    6. סובב את הדגימות ב 12,000 x g במשך 20 דקות ב 4 מעלות צלזיוס גלולה כחולה קטנה יהיה גלוי בתחתית הצינור.
    7. הסר את supernatant ולשטוף את גלולה עם 850 μl של 75% אתנול קר כקרח ב 12,000 x גרם במשך 10 דקות ב 4 מעלות צלזיוס.
    8. הסר את supernatant בזהירות אוויר לייבש את גלולת RNA במשך 7-10 דקות, מקסימום.
      הערה: ודא כי RNA לא נשאר זמן רב להתייבש כמו מעל-ייבוש גלולה RNA עושה solubilization קשה מאוד.
    9. לאחר התייבשות, resuspend גלולת RNA ב 10 μl של מים RNAse חינם ולקבוע ריכוז RNA.
      הערה: לקבוע ריכוז RNA באמצעות ספקטרופוטומטר. כאשר לא משתמשים מיד, לאחסן RNA ב -80 מעלות צלזיוס.
  3. סינתזת ארנ"א מתאי עצב בודדים:
    1. הגבר את ה-RNA (סיבוב אחד או שניים בהתאם למטרה הניסיונית) באמצעות מערכת הגברה ליניארית RNA זמינה מסחרית.
      הערה: סך ה-RNA של נוירונים בודדים נע בין ~ 10-60 ng. התשואה הצפויה של הסיבוב הראשון של הגברה היא ~ 100-300 ng ואת הסיבוב השני של הגברה הוא ~ 0.8-1.5 מיקרוגרם של RNA.
  4. שעתוק הפוך של RNA:
    1. כדי ליצור cDNA מ- aRNA, השתמש 1.0 מיקרוגרם של aRNA ב 20 μl של תגובת שעתוק הפוכה. מספר ערכות זמינות מסחרית למטרה זו.

      הערה: cDNA סונתז על פי פרוטוקול היצרן באמצעות ההגדרות הבאות על מחזור תרמי.
      5 דקות ב 25 מעלות צלזיוס
      30 דקות ב 42 מעלות צלזיוס
      5 דקות ב 85 מעלות צלזיוס
      להחזיק ב 4 °C (69 °F)
    2. לאחר שלב התמלול ההפוך, אחסן את ה- cDNA ב- -20 °C (70 °F) לאחסון לטווח ארוך.
  5. עיצוב ותקינה של פריימר:
    מספר תוכנות מצוינות זמינות, ללא תשלום, עבור עיצוב פריימרים עבור הגברות בזמן אמת.
    1. בחר 18-24 מר אוליגונוקלאוטידים המייצרים 70-110 bp amplicons ולסנתז את פריימרים באמצעות מקורות מסחריים.
      הערה: שניים עד שלושה זוגות פריימר צריך להיות מתוכנן עבור כל גן של עניין. כל ערכת פריימר צריכה להיות מתוקננת לפי qPCR. זוגות פריימר קדימה והפוך ששימשו עבור הגן CREB1 (איור 4) הם להלן:

      ערכת פריימר 1
      קדימה: 5'-TGATTCTGACGAAGAAAAGA-3'
      הפוך: 5'-ACCGGAGACAGTCAGTTGTAGA-3'
      ערכת פריימר 2
      קדימה: 5'-אגאטגאטגאטגאגאגהאגה-3'

      הפוך: 5'-GACACACAGGAAGTATGCCAAA-3'
    2. כדי לבחור את פריימר הטוב ביותר שישמש לניתוחים במורד הזרם, לפקח על ערך Ct ואת הצורה של עקומת הגברה ב qPCR.
      הערה: פריימרים המעניקים ערכי Ct (סף מחזור) בין 10-35 בהגברה העגולה 40 ועקומות חלקות במהלך השלב המעריכי של PCR ואחריו רמה חלקה הם אופטימליים לניתוח ביטוי גנים.
  6. PCR כמותי בזמן אמת (qPCR):
    הערה: השתמש בצינורות או בלוחות המתאימים התואמים למכונת qPCR.
    1. לדלל cDNA ל 5x עם מים ללא גרעין.
    2. כדי 2 μl של cDNA מדולל, להוסיף 8 μl של תערובת הורים qPCR המכיל 2 μl של H2O, 5 μl של 2x SYBR גרין מאסטר לערבב, ו 1.0 μl של 10 מיקרומטר (כל) פריימר קדימה והפוך.
    3. סגור את הצינורות ולאטום את הצלחת לאחר pipetting cDNA ותערובת הורים. ערבבו את התוכן על ידי הקשה עדינה וסיבוב כלפי מטה במהירות של 1,500 סל"ד למשך 30 שניות.
    4. המשך בהגדרת מחשב ה- qPCR.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

משקלם של בעלי החיים ששימשו במחקר זה נע בין 100-200 גרם. בעקבות הפרוטוקולים המתוארים, ערכנו מדידות אלקטרופיזיולוגיות וניתוח מולקולרי של נוירונים של גרעיני בטן מבודדים מבעלי חיים הנעים בין 2-5 גרם ל -200-300 גרם.

סטנדרטיזציה של טיפול פרוטאז חשוב למדידות אלקטרופיזיולוגיות מוצלחות של נוירונים בגרעינים. בתחילה, ריכוזים מרובים פרוטאז (Dispase) משכי זמן שימשו פוטנציאל פעולה מתפרץ מ R15 נוירון נרשמו26,31. מדידות אלה הושוו להקלטה ישירה (ללא טיפול פרוטאז) מהגרעונים שלמים. ריכוז הפרוטאז (0.1% ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

הנוירון R15 מעורב בוויסות מערכות לב וכלי דם, עיכול, נשימה ורבייה30. פעילות מתפוצצת קצבית באופן קבוע של AP היא תכונה של R15. כפי שמוצג בסעיף התוצאות, הקלטה מזווגת של R15 ו- L7 מראה כי הכנת הגרעינים שמרה על פעילות של נוירונים R15. נוירונים R15 ו- L7 הגיבו כראוי לאח. הכנה גרעינית זו יכולה להישמר עד 8-10 שעות ופעילות אלקטרופיזיולוגית יכולה להיות במעקב רציף. לכן, אפשר לחקור את ההשפעות האלקטרופיזיולוגיות של חשיפה נוירוטרנסמיטר קצר (נחשף באופן מקומי לנוירון מסוים או לאמבטיה) במשך תקופה ארוכה של זמן. יתר על כן, אפשר ל...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

לסופרים אין אינטרסים כלכליים מתחרים.

תודות

אנו מודים מעומק הלב לקרן וייטהול על תמיכתם במימון וקרנות הסטארט-אפ ממכון המחקר סקריפס על ביצוע עבודה זו.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
Aplysiaמתקן המשאבים הלאומי של Aplysia, אוניברסיטת מיאמי
NaClSIGMAS 3014-1KG
KClSIGMAP 9333-500G
CaCl2• 2H2OSIGMAC5080- 500G
MgCl2• 6H2OFisher ScientificBP 214-501
NaHCO4SIGMAS 6297-250G
HEPESSIGMAH 3375-500G
פרוטאזGIBCO17105-042
TrizolAmbion15596-026
ChloroformMP Biomedicals2194002
100% אתנולACROS64-17-5
GlycoBlueAmbionAM9515
3 M NaOAc, pH 5.5אמביוןAM9740
מים ללא נוקלאזאמביוןAM9737
MessageAmp II aRNA Amplification KitאמביוןAM1751
qScript cDNA SuperMixQuanta Biosciences95048-100
כוח SYBR ירוק PCR מאסטר מיקסמערכות ביולוגיות יישומיות4367659
מלקחייםכלים מדעיים עדינים11252-20
מספרייםכלי מדע עדינים15000-08
נירוסטה סיכות מיניוטין Fine Science Tools26002-10 או
26002-20
Veriti ThermalCycler Applied BiosystemsVeriti Thermal Cycler
5430R צנטריפוגהEppendorf5430R צנטריפוגה
7900HT מהיר בזמן אמת PCRיישומי Biosystems7900HT מגבר PCR
BRAMP-01RNPI אלקטרוניקה
Digidata ממירInstrutech ITC-18HEKA ELEKTRONIK
מיקרו מניפולטורתיקון כוכבמדעי
מהיר בזמן אמת

מקורות

  1. Cleary, L. J., Byrne, J. H., Frost, W. N. Role of interneurons in defensive withdrawal reflexes in Aplysia. Learn. Mem. 2, 133-151 (1995).
  2. Elliott, C. J., Susswein, A. J. Comparative neuroethology of feeding control in molluscs. The J. Exp. Biol. 205, 877-896 (2002).
  3. Nargeot, R., Simmers, J. Functional organization and adaptability of a decision-making network in Aplysia. Front. Neurosci. 6, 113 (2012).
  4. Baxter, D. A., Byrne, J. H. Feeding behavior of Aplysia: a model system for comparing cellular mechanisms of classical and operant conditioning. Learn. Mem. 13, 669-680 (2006).
  5. Castellucci, V., Pinsker, H., Kupfermann, I., Kandel, E. R. Neuronal mechanisms of habituation and dishabituation of the gill-withdrawal reflex in Aplysia. Science. 167, 1745-1748 (1970).
  6. Castellucci, V. F., Carew, T. J., Kandel, E. R. Cellular analysis of long-term habituation of the gill-withdrawal reflex of Aplysia californica. Science. 202, 1306-1308 (1978).
  7. Dembrow, N. C., et al. A newly identified buccal interneuron initiates and modulates feeding motor programs in Aplysia. J. Neurophysiol. 90, 2190-2204 (2003).
  8. Fredman, S. M., Jahan-Parwar, B. Command neurons for locomotion in Aplysia. J. Neurophysiol. 49, 1092-1117 (1983).
  9. Jing, J., Vilim, F. S., Cropper, E. C., Weiss, K. R. Neural analog of arousal: persistent conditional activation of a feeding modulator by serotonergic initiators of locomotion. J. Neurosci. 28, 12349-12361 (2008).
  10. McManus, J. M., Lu, H., Chiel, H. J. An in vitro preparation for eliciting and recording feeding motor programs with physiological movements in Aplysia californica. J. Vis. Exp. (4320), (2012).
  11. McPherson, D. R., Blankenship, J. E. Neuronal modulation of foot and body-wall contractions in Aplysia californica. J. Neurophysiol. 67, 23-28 (1992).
  12. Miller, N., Saada, R., Fishman, S., Hurwitz, I., Susswein, A. J. Neurons controlling Aplysia feeding inhibit themselves by continuous NO production. PloS one. 6, (2011).
  13. Perrins, R., Weiss, K. R. A cerebral central pattern generator in Aplysia and its connections with buccal feeding circuitry. J. Neurosci. 16, 7030-7045 (1996).
  14. Xin, Y., Weiss, K. R., Kupfermann, I. An identified interneuron contributes to aspects of six different behaviors in Aplysia. J. Neurosci. 16, 5266-5279 (1996).
  15. Carew, T. J., Castellucci, V. F., Byrne, J. H., Kandel, E. R. Quantitative analysis of relative contribution of central and peripheral neurons to gill-withdrawal reflex in Aplysia californica. J. Neurophysiol. 42, 497-509 (1979).
  16. Cohen, T. E., Kaplan, S. W., Kandel, E. R., Hawkins, R. D. A simplified preparation for relating cellular events to behavior: mechanisms contributing to habituation, dishabituation, and sensitization of the Aplysia gill-withdrawal reflex. J. Neurosci. 17, 2886-2899 (1997).
  17. Frost, L., et al. A simplified preparation for relating cellular events to behavior: contribution of LE and unidentified siphon sensory neurons to mediation and habituation of the Aplysia gill- and siphon-withdrawal reflex. J. Neurosci. 17, 2900-2913 (1997).
  18. Frost, W. N., Castellucci, V. F., Hawkins, R. D., Kandel, E. R. Monosynaptic connections made by the sensory neurons of the gill- and siphon-withdrawal reflex in Aplysia participate in the storage of long-term memory for sensitization. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 82, 8266-8269 (1985).
  19. Hawkins, R. D., Greene, W., Kandel, E. R. Classical conditioning, differential conditioning, and second-order conditioning of the Aplysia gill-withdrawal reflex in a simplified mantle organ preparation. Behav. Neurosci. 112, 636-645 (1998).
  20. Hawkins, R. D., Clark, G. A., Kandel, E. R. Operant conditioning of gill withdrawal in Aplysia. J. Neurosci. 26, 2443-2448 (2006).
  21. Cai, D., Chen, S., Glanzman, D. L. Postsynaptic regulation of long-term facilitation in Aplysia. Curr. Biol. 18, 920-925 (2008).
  22. Ho, V. M., Lee, J. A., Martin, K. C. The cell biology of synaptic plasticity. Science. 334, 623-628 (2011).
  23. Kandel, E. R. The molecular biology of memory storage: a dialogue between genes and synapses. Science. 294, 1030-1038 (2001).
  24. Wan, Q., Abrams, T. W. Trans-synaptic plasticity: presynaptic initiation, postsynaptic memory. Curr. Biol. 18, 220-223 (2008).
  25. Bao, J. X., Kandel, E. R., Hawkins, R. D. Involvement of presynaptic and postsynaptic mechanisms in a cellular analog of classical conditioning at Aplysia sensory-motor neuron synapses in isolated cell culture. J. Neurosci. 18, 458-466 (1998).
  26. Lorenzetti, F. D., Baxter, D. A., Byrne, J. H. Classical conditioning analog enhanced acetylcholine responses but reduced excitability of an identified neuron. J. Neurosci. 31, 14789-14793 (2011).
  27. Martin, K. C., et al. Synapse-Specific, Long-Term Facilitation of Aplysia Sensory to Motor Synapses: A Function for Local Protein Synthesis in Memory Storage. Cell. 91, 927-938 (1997).
  28. Montarolo, P. G., et al. A critical period for macromolecular synthesis in long-term heterosynaptic facilitation in Aplysia. Science. 234, 1249-1254 (1986).
  29. Mozzachiodi, R., Lorenzetti, F. D., Baxter, D. A., Byrne, J. H. Changes in neuronal excitability serve as a mechanism of long-term memory for operant conditioning. Nat. Neurosci. 11, 1146-1148 (2008).
  30. Alevizos, A., Weiss, K. R., Koester, J. Synaptic actions of identified peptidergic neuron R15 in Aplysia. I. Activation of respiratory pumping. J. Neurosci. 11, 1263-1274 (1991).
  31. Heid, C. A., Stevens, J., Livak, K. J., Williams, P. M. Real time quantitative PCR. Genome. Res. 6, 986-994 (1996).
  32. Moroz, L. L., et al. Neuronal transcriptome of Aplysia: neuronal compartments and circuitry. Cell. 127, 1453-1467 (2006).
  33. Moroz, L. L., Kohn, A. B. Do different neurons age differently? Direct genome-wide analysis of aging in single identified cholinergic neurons. Front. Aging Neurosci. 2, (2010).
  34. Kadakkuzha, B. M., Puthanveettil, S. V. Genomics and proteomics in solving brain complexity. Mol. BioSyst. , (2013).
  35. Clemens, S., Katz, P. S. Identified serotonergic neurons in the Tritonia swim CPG activate both ionotropic and metabotropic receptors. J. Neurophysiol. 85, 476-479 (2001).
  36. Murray, J. A., Hewes, R. S., Willows, A. O. Water-flow sensitive pedal neurons in Tritonia: role in rheotaxis. J. Comp. Physiol. 171, 373-385 (1992).
  37. Katz, P. S., Frost, W. N. Intrinsic neuromodulation in the Tritonia swim CPG: the serotonergic dorsal swim interneurons act presynaptically to enhance transmitter release from interneuron C2. J. Neurosci. 15, 6035-6045 (1995).
  38. Brown, G. D., Frost, W. N., Getting, P. A. Habituation and iterative enhancement of multiple components of the Tritonia swim response. Behav. Neurosci. 110, 478-485 (1996).
  39. Popescu, I. R., Frost, W. N. Highly dissimilar behaviors mediated by a multifunctional network in the marine mollusk Tritonia diomedea. J. Neurosci. 22, 1985-1993 (2002).
  40. Megalou, E. V., Brandon, C. J., Frost, W. N. Evidence that the swim afferent neurons of tritonia diomedea are glutamatergic. Biol. Bull. 216, 103-112 (2009).
  41. Hill, E. S., Vasireddi, S. K., Bruno, A. M., Wang, J., Frost, W. N. Variable neuronal participation in stereotypic motor programs. PloS one. 7, (2012).
  42. Yeoman, M. S., Patel, B. A., Arundell, M., Parker, K., O'Hare, D. Synapse-specific changes in serotonin signalling contribute to age-related changes in the feeding behaviour of the pond snail. Lymnaea. J. Neurochem. 106, 1699-1709 (2008).
  43. Moroz, L. L., Dahlgren, R. L., Boudko, D., Sweedler, J. V., Lovell, P. Direct single cell determination of nitric oxide synthase related metabolites in identified nitrergic neurons. J. Inorg. Biochem. 99, 929-939 (2005).
  44. Alania, M., Sakharov, D. A., Elliott, C. J. Multilevel inhibition of feeding by a peptidergic pleural interneuron in the mollusc Lymnaea stagnalis. J. Comp. Physiol. 190, 379-390 (2004).
  45. Straub, V. A., Benjamin, P. R. Extrinsic modulation and motor pattern generation in a feeding network: a cellular study. J. Neurosci. 21, 1767-1778 (2001).
  46. Vehovszky, A., Elliott, C. J. The octopamine-containing buccal neurons are a new group of feeding interneurons in the pond snail Lymnaea stagnalis. Acta Biol. Hungarica. 51, 165-176 (2000).
  47. Jansen, R. F., Pieneman, A. W., ter Maat, A. Spontaneous switching between ortho- and antidromic spiking as the normal mode of firing in the cerebral giant neurons of freely behaving Lymnaea stagnalis. J. Neurophysiol. 76, 4206-4209 (1996).
  48. McCrohan, C. R., Benjamin, P. R. Synaptic relationships of the cerebral giant cells with motoneurones in the feeding system of Lymnaea stagnalis. J. Exp. Biol. 85, 169-186 (1980).
  49. Malyshev, A. Y., Balaban, P. M. Buccal neurons activate ciliary beating in the foregut of the pteropod mollusk Clione limacina. J. Exp. Biol. 212, 2969-2976 (2009).
  50. Ierusalimsky, V. N., Balaban, P. M. Primary sensory neurons containing command neuron peptide constitute a morphologically distinct class of sensory neurons in the terrestrial snail. Cell Tissue Res. 330, 169-177 (2007).
  51. Malyshev, A. Y., Balaban, P. M. Identification of mechanoafferent neurons in terrestrial snail: response properties and synaptic connections. J. Neurophysiol. 87, 2364-2371 (2002).
  52. Balaban, P. M., et al. A single serotonergic modulatory cell can mediate reinforcement in the withdrawal network of the terrestrial snail. Neurobiol. Learn. Mem. 75, 30-50 (2001).
  53. Ierusalimsky, V. N., Zakharov, I. S., Palikhova, T. A., Balaban, P. M. Nervous system and neural maps in gastropod Helix lucorum. 24, 13-22 (1994).
  54. Kharchenko, O. A., Grinkevich, V. V., Vorobiova, O. V., Grinkevich, L. N. Learning-induced lateralized activation of the MAPK/ERK cascade in identified neurons of the food-aversion network in the mollusk Helix lucorum. Neurobiol. Learn. Mem. 94, 158-166 (2010).
  55. Ivanova, J. L., et al. Intracellular localization of the HCS2 gene products in identified snail neurons in vivo and in vitro. Cell. Mol. Neurobiol.. 26, 127-144 (2006).
  56. Kiss, T. Evidence for a persistent Na-conductance in identified command neurones of the snail, Helix pomatia. Brain Res. 989, 16-25 (2003).
  57. Balaban, P. M. Cellular mechanisms of behavioral plasticity in terrestrial snail. Neurosci. Biobehav. Rev. 26, 597-630 (2002).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

ניתוח נוירון בודדרישום אלקטרופיזיולוגיניתוח ביטוי גניםטיפול בפרוטאוזהסרת מעטפת הגנגליוןבידוד RNAPCR כמותיאלקטרופיזיולוגיה תוך-תאיתבידוד נוירונים
אקליפסיה (1991) הכנת גנגליה לניתוחים אלקטרופיזיולוגיים ומולקולריים של נוירונים בודדים
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.