הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

Dissection של

13.2K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/51118

⸱

4 במרץ 2014

 , 
1Institut Curie, Centre Universitaire, 2Université Paris Sud, Centre Universitaire, 3CNRS UMR 3347, Centre Universitaire, 4INSERM U1021, Centre Universitaire

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר כיצד לנתח פסגת premigratory גולגולת עצבית (NC) מneurulas laevis Xenopus. יכול להיות מצופה explants אלה בפיברונקטין ותרבית במבחנה, או מורכב בחזרה לעוברי מארח. טכניקה זו מאפשרת חקר המנגנונים של מעבר NC האפיתל לmesenchyme, הגירה, ובידול.

תקציר

הרכס העצבי (NC) הוא אוכלוסיית תאים בצינור עצבי הגבי חולפת שעוברת מעבר אפיתל לmesenchyme (EMT) בסוף neurulation, נודד בהרחבה לאיברים שונים, ומבדיל בסוגים רבים של מכשירים נגזרים (נוירונים, גליה, סחוס ועצם, תאי פיגמנט ומערכת האנדוקרינית). בפרוטוקול זה, אנו מתארים כיצד לנתח את NC גולגולת premigratory מעוברי Xenopus laevis, במטרה ללמוד פיתוח NC in vivo ו במבחנה. מודל הצפרדע מציע יתרונות רבים ללמוד פיתוח מוקדם; קבוצות בשפע זמינות, עובר לפתח במהירות, in vivo רווח והפסד של אסטרטגיות פונקציה לאפשר מניפולציה של ביטוי גנים לפני לנתיחה NC בתורם ו / או עוברי מארח. יכול להיות מצופה explants NC בפיברונקטין ומשמש למחקרים במבחנה. הם יכולים להיות מתורבת במשך כמה ימים במדיום מוגדר חופשי בסרום. אנו גם מתארים כיצד להרכיב explants NC בחזרהלעוברי מארח לחקר נדידת NC ובידול in vivo.

מבוא

הרכס העצבי (NC) הוא אוכלוסיית תאים עוברית חולפת העולה מהצינור העצבי בסוף neurulation בעוברי החולייתנים. אירועי האיתות וגנטיים המפקחים על מפרט NC להתחיל מוקדם ככל gastrulation. NC זו שצוין בגבול בין עצבי והאאקטודרם אינו עצבי על ידי אותות מרקמות גב שמסביב. בסופו של neurulation, תאי NC לעבור מעבר אפיתל לmesenchyme (EMT) ולהעביר בהרחבה בעובר בעקבות מסלולים סטריאוטיפיים על ידי היענות לרמזים המקיפים מנחים. ברגע שהם הגיעו ליעד הסופי שלהם, הם להתמיין למגוון רחב של מכשירים פיננסיים נגזרים, למשל תאי עצב, גליה, עצם, סחוס, ותאי פיגמנט 1-5. בגלל תרומתם לסוגי תאים רבים וברקמות עובריים, פגמים בכל שלב בהתפתחות תאי NC, מאינדוקציה להתמיינות סופית, יכול לגרום לתסמונות מולדים בשם neurocristopathies 6. Eהמניפולציה xperimental של NC הפיתוח בשלבים שונים - מפרט, EMT, הגירה, ובידול - תשפר את ההבנה של neurocristopathies ולאפשר עיצוב של אסטרטגיות טיפוליות פוטנציאליות.

עובר laevis Xenopus הוא מודל של בחירה ללמוד פיתוח צפון קרוליינה. מספר גדול של עוברים הם קלים להשגה, והפריה חיצונית נותנת גישה לשלבים הראשונים של פיתוח. כלים רבים זמינים כדי לתפעל באופן ניסיוני X. laevis התפתחות עוברית. גן רווח של פונקציה ומציאה קל לביצוע על ידי microinjecting תאים בודדים של blastulas המוקדם. רקמות עוברי ניתן לחתוך לאיחוד מחדש במבחנה 7-11 או מבחני גב השתלת 12,13.

בפרוטוקול זה, אנו מתארים כיצד לנתח את NC גולגולת premigratory בX. laevis מאוחר neurulas, לפני ההגירה. יכול להיות מתורבת explants אלה על פיברונקטין-coateצלחות ד ללמוד הגירה והבחנה שבשליטה בתנאי ניסוי מבחנה. יכול גם להיות מורכב explants NC לעוברי מארח נורמלים או מניפולציה כדי ללמוד ההגירה והבידול שלהם in vivo.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

ניסויים לעמוד ברגולציה לאומית ואירופית בהגנה על בעלי חיים המשמשים למטרות מדעיות ועם עקרונות שנקבעו בעולם של החלפה, הפחתה ועידון.

1. הכנת מאכלים מצופים פיברונקטין 14

  1. פיפטה 500 מיליליטר של פיברונקטין 10 תרבות הכיתה מ"ג / מיליליטר מדולל ב1x בופר פוספט (PBS) לתוך צלחת פטרי פלסטיק סטנדרטית (Ø 40 x 11 מ"מ). לדגור על C ° 37 במשך שעה 1. הערה: אם משתמש בכלים מזכוכית או coverslips זכוכית להדמיה הבאה, להשתמש בפתרון פיברונקטין 100 מ"ג / מיליליטר.
  2. לשטוף שלוש פעמים עם 1X PBS.
  3. החלף PBS עם 500 מיליליטר של% PBS/0.1 1x הסרום אלבומין שור (BSA). לדגור על 37 מעלות צלזיוס במשך 30 דקות.
  4. לשטוף שלוש פעמים עם 1X PBS.
  5. מלא עם 1x PBS ולשמור על 4 מעלות צלזיוס עד לשימוש (בדרך כלל ל24-48 hr).

2. Dissection של Explants NC

  1. הכינו את 3/4 רגיל אמפיבי בינוני (NAM) (110 mM NaCl, 2 מ"מ KCl, 1 מ"מ Ca (NO 3) 2, 1 מ"מ MgSO 4, 0.1 mM EDTA, 1 מ"מ NaHCO 3, 0.2X PBS, 50 מ"ג / מיליליטר gentamycin 10,15). אל תשמרו בשבוע יותר מ 1 לנתיחה, לאחסן ב 4 ° C. NAM המבוגר יותר יכול לשמש להכנת מאכלים לנתיחה מצופה agarose (להלן).
  2. הכן 60 מ"מ צלחות פטרי לנתיחה, מצופות ב10 מיליליטר של 2% agarose ב3 / 4 NAM.
  3. לאסוף כלים לנתיחה: טפטפות פסטר מפלסטיק, סיכת חרקים הטובה ביותר רכוב על בעל פינים (ראה טבלת חומרים לעיון), "סכין גבה" (שנעשה עם שיער גבה המוטבע פרפין בקצה של זכוכית פיפטה פסטר 16), שני בסדר מלקחיים לנתיחה, פיפטה P1000 וטיפים, stereoscope משקפת עם הגדלה 8-40X ל50, מקור אור בהיר עם מדריכי סיבים אופטיים. יש לשמור את כל הכלים לנתח נקיים; לאחר כל ניסוי, יש לשטוף אותם פעמיים עם מים מזוקקים, ברגע שwiה 100% אתנול ולתת להתייבש. לאחסן הרחק מאבק.
  4. מלא את הצלחת לנתיחה עם NAM הטרי כמעט עד לפסגה.
  5. השג X. laevis עוברים על פי נהלים קבועים 10 וגילם עד שהם מגיעים neurula שלב 16 (על פי טבלה התפתחותית Nieuwkoop ופייבר 17).
  6. הנח שלב 16 עוברים לתוך הצלחת לנתיחה באמצעות פיפטה פסטר מפלסטיק.
  7. לבצע את כל השלבים הבאים בהיקף המשקפת. להסיר את קרום vitelline עם שני זוגות מלקחיים. היזהר שלא לגרום נזק לחלק הגבי של העוברים.
  8. חכה עד שהעוברים הגיעו שלב 17 להתחיל הנתיחה. שלב 17 מתאים מאז הרכס העצבי באופן ברור מוגדר מלבד הצינור העצבי, בניגוד לשלבים מוקדמים יותר. לאחר שלב 17, צפון קרוליינה מתחילה נודדת ומתערבב עם mesenchyme שמסביב.
  9. לחפור חור קטן בagarose עם מלקחיים כדי להפוך את נישה לעוברים על מנת לשמור עלשלהם במהלך הניתוח. הנח בצד את גב עובר אחד. הערה: הפלסטלינה ניתן להשתמש כדי לשמור את העוברים במקום לחפור בור לagarose.
  10. עושה חתך בחלק הצדדי של הקפל העצבי הקדמי עם סכין הגבה וסיכת החרק. היזהר שלא ללכת יותר מדי עמוק לתוך העובר: מטרה לחתוך 2-3 שכבות תא (לעולם לא יגיע עמוק כמו archenteron!). במהלך תהליך הנתיחה השלם, לא לאפשר רקמות גזורים להיכנס במגע עם ממשק האוויר הנוזלי מאז X. רקמות עוברי laevis הן lysed על ידי מתח פנים.
  11. לעשות חתך במקביל שני בחלק הגבי יותר מעצבי לקפל באמצעות אותם מכשירים.
  12. במידת הצורך, מכוון את צלחת לווין סביב 90 מעלות. לעשות חתך בניצב שלישי עם סכין הגבה וסיכת החרקים, בצד האחורי של שני החתכים הראשונים. צפון קרוליינה היא מסה עבה של תאים מתחת לשכבה החיצונית של פיגמנט האאקטודרם, לרוחבלצינור העצבי.
  13. השתמש בקצה של סכין הגבה לנתק את שכבת האאקטודרם פיגמנט מNC הבסיסי, החל מקצה החתך השלישי.
  14. השתמש בצד השני של סכין הגבה כדי לנתק את רקמות NC החל מהחתך השלישי. רקמת NC היא די אפרפרה, בעוד המזודרם cephalic שבבסיס הוא לבן. להפריד את צפון קרוליינה בזהירות מן המזודרם.
  15. לנתק את רקמת NC anteriorly מהשלפוחית ​​אופטית, ולחתוך ברמה זו כדי לשחרר את explant. כביקורת לניסויים הראשונים, בדיקת ביטוי snail2 (סמן NC הקנונים) בכמה explants ידי הכלאה באתר מומלץ.

3. Explants ציפוי על פיברונקטין

  1. למלא את הצלחת מצופה פיברונקטין עם Danilchick בינוני שונה (MDM, NaCl 53 מ"מ, Na2CO 3 5 מ"מ, K גלוקונאט 4.5 מ"מ, Na גלוקונאט 32 מ"מ, MgSO 4 1 מ"מ, 2 מ"מ CaCl 1, BSA 0.1%, להתאים את ה-pH .8.3 עם 1 M Bicine 18).
  2. העבר את explants לתוך הצלחת מצופה פיברונקטין באמצעות פיפטה P1000. לעולם אל תאפשר explants לגעת בממשק האוויר הנוזלי. ראשית, פיפטה כמה נוזל לתוך הקצה, אז explants, אז כמה נוזל שוב. אל תאפשר לאף אוויר לקצה בעת העברת explants לתוך הצלחת מצופה פיברונקטין. ברגע שהקצה נמצא בנוזל של המנה מצופה פיברונקטין, בואו explants לרדת באיטיות על ידי כוח הכבידה, או לדחוף בעדינות רבה. הימנעו להוציא explants מהר מדי.
  3. הנח 10-30 explants בצלחת באמצעות סכין הגבה. הימנע מהצדדים של המנה, שהם לא מתאימים להדמיה הבאה.
  4. נסה לא להזיז את הצלחת עד explants צירפו בפיברונקטין (זה לוקח בערך 15-30 דק '). במידת הצורך, להעביר את הצלחת בזהירות רבה.
  5. מניחים את הצלחת בחממה בקירור (בין 15-20 ° C, לתרשים טמפרטורה רואה 17). כאשר הניחו ב15 מעלות צלזיוס, תאי arדואר בדרך כלל נודד ביעילות ובפיזור לאחר 6 שעות של דגירה (תזמון עשוי להשתנות בין ניסויים).

4. השתלת Explants לעוברי מארח

  1. חותכים coverslip זכוכית עדין לחתיכות קטנות מאוד באמצעות מלקחיים גסים. הגודל של החתיכות צריך להיות כ 1.5 מ"מ 2. לטבול את החתיכות לתוך צלחת פטרי המכילה 3/4 NAM או PBS באמצעות מלקחיים.
  2. הכנת עובר המארח: לנתח את המארח NC ב3 / 4 NAM כמתואר ב3) עם טיפול מיוחד שלא לפגוע בעובר המארח תוך הסרת קרום vitelline ולנתח את צפון קרוליינה. מתח הרקמות נוטה להגדיל את הגודל של אבלציה: בואו עובר המארח לרפא באופן חלקי בזמן לנתח את עובר התורם.
  3. בצלחת מצופה agarose אחר או בחלק אחר של אותה המנה, לנתח את explant NC מעובר התורם כפי שתואר בפרוטוקול 3. העבר את שתל NC לתוך הצלחת המכילה את המארח בזהירות, כפי שתואר בפרוטוקול 3.
  4. מייד למקום explant NC על אזור ablated המארח באמצעות מלקחיים. Explant צריך לצרף באופן חלקי. שים חתיכת הזכוכית coverslip על העובר מורכב כדי לשמור על השתל במקום. בחר חתיכת זכוכית גדולה יותר מהעובר, כדי למנוע פגיעה בו. העובר יהיה קצת שטוח.
  5. לחכות לפחות 15-20 דקות, ולאחר מכן להסיר בעדינות את coverslip. בואו העובר להתאושש עוד 10 דקות ו פיפטה בזהירות אותו לתוך צלחת נקייה מלאה 3/4 NAM, באמצעות פיפטה פסטר מפלסטיק.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

כאשר מצופים על פיברונקטין, explants הרכס העצבי לצרף במהירות (15-30 דק ') וexplant מתפשט שטוח בתוך שעה 2 (איור 1 א). אחרי 3-6 תאי שעות יתחילו להתפזר. ב24 שעות ב15 מעלות צלזיוס, תאים רבים החלו להגר מן explant (איורים 1B ו 1C). חלמון גורם לתאים בהירים מאוד תחת בניגוד שלב (איור 1). בליטות תא (filopodes וlamellipodes) נראות בבירור לאחר phalloidin הכתמה של שלד התא אקטין (תרשים 1C).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

פרוטוקול זה מתאר טכניקה קלה explant NC גולגולת premigratory בעוברי laevis X.. העוברים המשמשים לניסויים כאלה צריכים להיות חזקים ולרפא היטב. לבטל את כל אצווה של עוברים בריאים. בנוסף, לגדול עוברים בטמפרטורות שונות (מ -12 ל 18-20 ° C), על מנת לכרות רכס עצבי בשלב 17 ולא מאוחר יותר. לאחר שלב 17, רכס עצבי עשוי להיות מעורב עם המזודרם cephalic ולא ניתן להסיר לחלוטין. רקמות Xenopus לרפא במהירות ולאחר מכן משוחררת ההידבקות שלהם לרקמות אחרות. חשוב לעבוד במהירות ומקום explants...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

יש המחברים אין לחשוף.

תודות

המחברים מודים אדלין דולי לתמונות של explant על פיברונקטין, אריק Theveneau לדיונים מועילים ומתקן בעלי החיים של מכון קירי. CM הוא בחור דוקטורט של אזור איל דה פראנס (Domaine d'interet Majeur גזע פולני), אוניברסיטת פריז Sud (נספח ד 'הזמנית של Enseignement et de משוכלל ונדיר), וסוכנות ידיעות Nationale de la משוכלל ונדיר. עבודה זו מומנה על ידי האוניברסיטה לפריז Sud (Attractivite 2011), המרכז הלאומי de la משוכלל ונדיר Scientifique (תכנית הפעולה Thematique et sur Incitative), איגוד לשפוך la משוכלל ונדיר contre le הסרטן גרנט SFI20101201882, Ligue contre le הסרטן, וסוכנות הידיעות Nationale de la משוכלל ונדיר (סוכנות הידיעות Nationale de la משוכלל ונדיר התכנית בלאן).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
פיברונקטין מפלזמה בקרסיגמאF4759-1MG
אלבומין סרום בקר, Fraction VEuromedex04-100-811-Cדרגה באיכות נמוכה יותר עשויה להתאים ליישום זה
סיכות חרקים מנירוסטה, גודל 000FST26001
Dumont #5 מלקחיים 0.05 מ"מ x 0.02 מ"מFST11252-20

מקורות

  1. Sauka-Spengler, T., Bronner-Fraser, M. A gene regulatory network orchestrates neural crest formation. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 9 (7), 557-568 (2008).
  2. Theveneau, E., Mayor, R. Neural crest delamination and migration: from epithelium-to-mesenchyme transition to collective cell migration. Dev. Biol. 366 (1), 34-54 (2012).
  3. Stuhlmiller, T. J., García-Castro, M. I. Current perspectives of the signaling pathways directing neural crest induction. Cell. Mol. Life Sci. 69 (22), 3715-3737 (2012).
  4. Milet, C., Monsoro-Burq, A. H. Neural crest induction at the neural plate border in vertebrates. Dev. Biol. 366 (1), 22-33 (2012).
  5. Pegoraro, C., Monsoro-Burq, A. H. Signaling and transcriptional regulation in neural crest specification and migration: lessons from Xenopus embryos. Dev. Biol. 2 (2), 247-259 (2013).
  6. Etchevers, H. C., Amiel, J., Lyonnet, S. Molecular Bases of Human Neurocristopathies. Neural Crest Induct. Different. 589, 213-234 (2005).
  7. Nieuwkoop, P. D., et al. Activation and organization of the central nervous system in amphibians. Part II. Differentiation and organization. J. Exp. Zool. 120 (1), 33-81 (1952).
  8. Nieuwkoop, P. D., et al. Activation and organization of the central nervous system in amphibians Part I. Induction and activation. J. Exp. Zool. 120 (1), 1-31 (1952).
  9. Sharpe, C. R., Fritz, A., De Robertis, E. M., Gurdon, J. B. A homeobox-containing marker of posterior neural differentiation shows the importance of predetermination in neural induction. Cell. 50 (5), 749-758 (1987).
  10. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Early development of Xenopus laevis: a laboratory manual. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, N.Y. (2000).
  11. Monsoro-Burq, A. -H., Fletcher, R. B., Harland, R. M. Neural crest induction by paraxial mesoderm in Xenopus embryos requires FGF signals. Development. 130 (14), 3111-3124 (2003).
  12. Milet, C., Maczkowiak, F., Roche, D. D., Monsoro-Burq, A. H. Pax3 and Zic1 drive induction and differentiation of multipotent, migratory, and functional neural crest in Xenopus embryos. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110 (14), 5528-5533 (2013).
  13. Sadaghiani, B., Thiébaud, C. H. Neural crest development in the Xenopus laevis embryo, studied by interspecific transplantation and scanning electron microscopy. Dev. Biol. 124 (1), 91-110 (1987).
  14. Theveneau, E., et al. Collective chemotaxis requires contact-dependent cell polarity. Dev. Cell. 19 (1), 39-53 (2010).
  15. Slack, J. M., Forman, D. An interaction between dorsal and ventral regions of the marginal zone in early amphibian embryos. J. Embryol. Exp. Morphol. 56, 283-299 (1980).
  16. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Embryo dissection and micromanipulation tools. CSH Protoc. , (2007).
  17. Nieuwkoop, P. D., Faber, J. Normal table of Xenopus laevis (Daudin): a systematical and chronological survey of the development from the fertilized egg till the end of metamorphosis. , Garland Pub. New York. (1994).
  18. Theveneau, E., Mayor, R. Beads on the run: beads as alternative tools for chemotaxis assays. Methods Mol. Biol. 769, 449-460 (2011).
  19. Bronner, M. E., LeDouarin, N. M. Development and evolution of the neural crest: An overview. Dev. Biol. 366 (1), 2-9 (2012).
  20. Alfandari, D., Cousin, H., Gaultier, A., Hoffstrom, B. G., DeSimone, D. W. Integrin α5β1 supports the migration of Xenopus cranial neural crest on fibronectin. Dev. Biol. 260 (2), 449-464 (2003).
  21. Fort, P., et al. Activity of the RhoU/Wrch1 GTPase is critical for cranial neural crest cell migration. Dev. Biol. 350 (2), 451-463 (2011).
  22. Matthews, H. K., et al. Directional migration of neural crest cells in vivo is regulated by Syndecan-4/Rac1 and non-canonical Wnt signaling/RhoA. Development. 135 (10), 1771-1780 (2008).
  23. Kashef, J., Köhler, A., Kuriyama, S., Alfandari, D., Mayor, R., Wedlich, D. Cadherin-11 regulates protrusive activity in Xenopus cranial neural crest cells upstream of Trio and the small GTPases. Genes Dev. 23 (12), 1393-1398 (2009).
  24. Hwang, Y. -S., Luo, T., Xu, Y., Sargent, T. D. Myosin-X is required for cranial neural crest cell migration in Xenopus laevis. Dev. Dyn. 238 (10), 2522-2529 (2009).
  25. Lee, G., et al. Modelling pathogenesis and treatment of familial dysautonomia using patient-specific iPSCs. Nature. 461 (7262), 402-406 (2009).
  26. Mica, Y., Lee, G., Chambers, S. M., Tomishima, M. J., Studer, L. Modeling Neural Crest Induction, Melanocyte Specification, and Disease-Related Pigmentation Defects in hESCs and Patient-Specific iPSCs. Cell Reports. 3 (4), 1140-1152 (2013).
  27. Shnitsar, I., Borchers, A. PTK7 recruits dsh to regulate neural crest migration. Development. 135 (24), 4015-4024 (2008).
  28. Matthews, H. K., et al. Directional migration of neural crest cells in vivo is regulated by Syndecan-4/Rac1 and non-canonical Wnt signaling/RhoA. Development. 135 (10), 1771-1780 (2008).
  29. Matthews, H. K., Broders-Bondon, F., Thiery, J. P., Mayor, R. Wnt11r is required for cranial neural crest migration. Dev. Dyn. 237 (11), 3404-3409 (2008).
  30. Carmona-Fontaine, C., et al. Contact inhibition of locomotion in vivo controls neural crest directional migration. Nature. 456 (7224), 957-961 (2008).
  31. Guiral, E. C., Faas, L., Pownall, M. E. Neural crest migration requires the activity of the extracellular sulphatases XtSulf1 and XtSulf2. Dev. Biol. 341 (2), 375-388 (2010).
  32. Cousin, H., Abbruzzese, G., Kerdavid, E., Gaultier, A., Alfandari, D. Translocation of the Cytoplasmic Domain of ADAM13 to the Nucleus Is Essential for Calpain8-a Expression and Cranial Neural Crest Cell Migration. Dev. Cell. 20 (2), 256-263 (2011).
  33. Borchers, A., David, R., Wedlich, D. Xenopus cadherin-11 restrains cranial neural crest migration and influences neural crest specification. Development. 128 (16), 3049-3060 (2001).
  34. Borchers, A., Epperlein, H. -H., Wedlich, D. An assay system to study migratory behavior of cranial neural crest cells in Xenopus. Dev. Genes Evol. 210 (4), 217-222 (2000).
  35. Kerney, R., Gross, J. B., Hanken, J. Runx2 is essential for larval hyobranchial cartilage formation in Xenopus laevis. Dev. Dyn. 236 (6), 1650-1662 (2007).
  36. Yan, C. Y. I., Skourides, P., Chang, C., Samba Brivanlou, A. a Xenopus hnRNP expressed in neural and neural crest tissues. Dev. Dyn. 238 (1), 204-209 (2009).
  37. Acloque, H., Adams, M. S., Fishwick, K., Bronner-Fraser, M., Nieto, M. A. Epithelial-mesenchymal transitions: the importance of changing cell state in development and disease. J. Clin. Invest. 119 (6), 1438-1449 (2009).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

דיסקציית רכס עצביעוברי Xenopus laevisצלחת מצופה בפיברונקטיןנדידת רכס עצביטכניקת השתלת עובריסממני רכס עצבירכס עצבי קרניאליאנליזה של נדידת תאים
Dissection של
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.