הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

קשירת קבע של העורק השמאלי קדמי יורד כלילית בעכברים: דגם של Remodelling אוטם שריר לב ופוסט-אי ספיקת לב

27.8K צפיות

DOI:

10.3791/52206

2 בדצמבר 2014

במאמר זה

סיכום

אי ספיקת לב היא הגורם המוביל לאשפוז וגורם עיקרי לתמותה. מודל של קשירה קבועה של העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי בעכברים מיושם כדי לחקור עיצוב מחדש של החדרים ותפקוד לקוי של הלב לאחר אוטם שריר הלב. מוצגת הטכניקה של מדידות המודינמיות פולשניות בעכברים.

תקציר

אי ספיקת לב היא תסמונת שבו הלב אינו מצליח לשאוב דם בקצב אחד עם דרישות חמצן סלולריות במנוחה או בלחץ. הוא מאופיין על ידי אגירת נוזלים, קוצר נשימה, ועייפות, בפרט על מאמץ. אי ספיקת לב היא בעיה גוברת בריאות הציבור, הגורם המוביל לאשפוז, ואחד גורמים עיקריים לתמותה. מחלת לב איסכמית היא הגורם העיקרי לאי ספיקת לב.

שיפוץ של חדר מתייחס לשינויים במבנה, גודל, וצורה של החדר השמאלי. שיפוץ אדריכלי זה של החדר השמאלי הוא מושרה על ידי פגיעה (למשל, אוטם שריר לב), על ידי עומס יתר לחץ (למשל, יתר לחץ דם או היצרות של אב העורקים), או על ידי עומס נפח. מאז שיפוץ של החדר משפיע על קיר לחץ, יש לו השפעה עמוקה על תפקוד לב ועל ההתפתחות של אי ספיקת לב. מודל של קשירת קבע של descendin הקדמי השמאליעורקים הכליליים g בעכברים משמש לחקור שיפוץ של חדר ואוטם שריר לב לאחר תפקוד לב. מודל זה שונה במהותו במונחים של יעדים ואת הרלוונטיות של pathophysiological בהשוואה למודל של קשירה החולפת של קדמי עורק הכלל השמאלי יורדת. במודל השני זה של פציעת איסכמיה / reperfusion, המידה הראשונית של האוטם יכולה להיות מווסתת על ידי גורמים המשפיעים על הצלה שריר לב לאחר reperfusion. בניגוד לכך, אזור האוטם ב 24 שעות לאחר קשירת קבע של קדמי עורק הכלל השמאלי היורדת הוא קבוע. תפקוד לב במודל זה יושפע 1) התהליך של התרחבות אוטם, ריפוי אוטם, והיווצרות צלקת; ו 2) הפיתוח הנלווה של התרחבות חדר השמאלית, היפרטרופיה של הלב, ושיפוץ של חדר.

חוץ מזה המודל של קשירת קבע של קדמי עורק הכלל השמאלי היורד, הטכניקה של mea hemodynamic פולשניתsurements בעכברים מוצג בפירוט.

מבוא

אי ספיקת לב היא תסמונת שבה הלב לא מצליח לשאוב דם בקצב התואם את דרישות החמצן התאיות במנוחה או בזמן לחץ. הוא מאופיין באגירת נוזלים, קוצר נשימה ועייפות, במיוחד במאמץ. אי ספיקת לב היא בעיה הולכת וגוברת של בריאות הציבור, הגורם המוביל לאשפוז וגורם עיקרי לתמותה. מחלת לב איסכמית היא הגורם העיקרי לאי ספיקת לב1.

עיצוב מחדש של החדר מתייחס לשינויים במבנה, בגודל ובצורת החדר השמאלי. במילים אחרות, שיפוץ חדרים נוגע לשינוי בארכיטקטורת החדר השמאלי. שיפוץ ארכיטקטוני זה של החדר השמאלי נגרם על ידי פציעה (למשל, אוטם שריר הלב), על ידי עומס יתר בלחץ (למשל, יתר לחץ דם עורקי מערכתי או היצרות אבי העורקים), או על ידי עומס יתר בנפח (למשל, אי ספיקת מיטרלי). מכיוון שעיצוב מחדש של החדרים משפיע על לחץ על הקירות, יש לו השפעה עמוקה על תפקוד הלב ועל התפתחות אי ספיקת לב.

אובדן רקמת שריר הלב בעקבות אוטם שריר הלב החריף גורם לירידה בפליטה הסיסטולית ולעלייה בנפח ובלחץ הקצה הדיאסטולי של החדר השמאלי. מנגנון פרנק-סטארלינג, המרמז על כך שנפח סוף דיאסטולי מוגבר מביא ללחץ מוגבר המתפתח במהלך הסיסטולה, עשוי לסייע בשיקום תפוקת הלב. עם זאת, מתח הדופן המוגבר במקביל עלול לגרום להיפרטרופיה אזורית במקטע הלא אוטם, ואילו באזור האוטם עלולה להתרחש התרחבות ודילול. מחקרים בחיות ניסוי מראים כי ההיפרטרופיות של חדר האוטם וכי מידת ההיפרטרופיה תלויה בגודל האוטם2.

אובדן רקמת שריר הלב בעקבות אוטם שריר הלב החריף גורם לעלייה פתאומית בתנאי ההעמסה. עיצוב מחדש לאחר אוטם מתרחש בהגדרה של עומס נפח, שכן הרקמה האוטמת המתוחה והמורחבת מגדילה את נפח החדר השמאלי. נפח חדר מוגבר לא רק מרמז על עומס מוקדם מוגבר (מתח דופן חדר פסיבי בסוף הדיאסטולה) אלא גם עומס מוגבר (לחץ כולל על דופן שריר הלב במהלך פליטה סיסטולית). עומס לאחר מוגבר מכיוון שהרדיוס הסיסטולי גדל. לכן, שיפוץ חדרים לאחר אוטם שריר הלב מאופיין בתכונות מעורבות של עומס נפח ועומס יתר בלחץ.

שריר הלב מורכב משלושה מרכיבים משולבים: קרדיומיוציטים, מטריצה חוץ-תאית ומיקרו-סירקולציה נימית. כל שלושת המרכיבים מעורבים בתהליך השיפוץ. מטריצות מטאלופרוטאינאזות המיוצרים על ידי תאים דלקתיים גורמים לפירוק של תמוכות קולגן אינטרמיוציטים והחלקה של קרדיומיוציטים. זה מוביל להתרחבות אוטם המאופיינת בדילול והרחבה לא פרופורציונליים של קטע האוטם3. בשלבים מאוחרים יותר של שיפוץ נגרמת פיברוזיס אינטרסטיציאלי, מה שמשפיע לרעה על התכונות הדיאסטוליות של הלב.

תא כלי הדם והקרדיומיוציטים בשריר הלב צריכים להישאר מאוזנים בתהליך שיפוץ החדרים כדי למנוע היפוקסיה של רקמות4,5. אם היפרטרופיה מתקדמת לאי ספיקת לב או לא עשויה להיות תלויה באופן קריטי באיזון זה בין תא כלי הדם לקרדיומיוציטים בשריר הלב.

מודל של קשירה קבועה של העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי בעכברים משמש לחקירת עיצוב מחדש של החדרים ותפקוד הלב לאחר אוטם שריר הלב. מודל זה שונה מהותית מבחינת מטרות ורלוונטיות פתופיזיולוגית בהשוואה למודל של קשירה חולפת של העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי. במודל אחרון זה של פגיעה באיסכמיה/רפרפוזיה, ההיקף הראשוני של האוטם עשוי להיות מווסת על ידי גורמים המשפיעים על הצלת שריר הלב לאחר רפרפוזיה6. לעומת זאת, אזור האוטם 24 שעות לאחר קשירה קבועה של העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי קבוע. תפקוד הלב במודל זה יושפע מ-1) תהליך התרחבות האוטם, ריפוי האוטם והיווצרות צלקות; ו-2) התפתחות במקביל של הרחבת החדר השמאלי, היפרטרופיה של הלב ועיצוב מחדש של החדר.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

הערה: כל הליכי הניסוי מתוארים בסעיף זה אושרו על ידי מוסדי טיפול בבעלי חי הוועדה המייעצת מחקר של Katholieke Universiteit לובן (הפרויקט: 154/2013-B De גיסט).

1. קשירת קבע של העורק השמאלי קדמי יורד כלילית

  1. להרדים את העכבר על ידי ממשל intraperitoneal של 40 מ"ג / קילוגרם עד 70 מ"ג / קילוגרם של נתרן pentobarbital. להבטיח את העכבר מגיע מטוסו הראוי לו הרדמה כשזה כבר לא מגיב קמצוץ הבוהן חברה. תמיד לאשר הרדמה נכונה בדרך זו לפני כל הליך או התערבות כירורגית. השתמש בסיכת משחת עיניים כדי למנוע יובש של הקרנית ואילו בהרדמה. לספק שיכוך כאבים לפני ניתוח 2-4 שעות לפני תחילת ההליך (0.05 מ"ג / קילוגרם SQ עצירות).
    1. ליישם טכניקות ספטית עקביות במהלך ניתוח הישרדות. ליישם נהלים המעכבים לcon חיידקים מקסימאלי במידת האפשרtamination כך שזיהום או הִתמַגְלוּת משמעותיים אינו מתרחש. נהלים אלה כוללים שימוש בכלים סטריליים וחומרים סטריליים, חיטוי אזור הניתוח, והסרת פרווה / שיער על האתר והחיטוי כירורגית של אתר זה.
  2. צנרר העכבר עם מחט 20-מד הקהה הכנה עצמית.
    1. שים את העכבר במצב שכיבה עם hyperextension של הראש.
      1. למקד את האור על אזור הצוואר. הרם את הלשון עם pincet קהה. הכניסה לגרון ניתן לראות בבירור.
      2. להעביר את המחט הקהה דרך הגרון לתוך קנה הנשימה תחת ראייה ישירה. להעריך אינטובציה הנכונה על ידי חיבור העכבר להנשמה (נפח פעימה בμl: 3 x משקל גוף (ז) 155 +; תדירות: 120 פעימות לדקה).
    2. לחלופין, לשפר את ההדמיה של אינטובציה endotracheal ידי חשיפת קנה הנשימה הראשונה בזהירות.
      1. לעשות חתך באמצע צוואר-5 מ"מ ולחזור בירקמת שריר שמעל קנה הנשימה.
      2. לבצע אינטובציה באמצעות סטראו כירורגית להדמיה ישירה של קנה הנשימה. הרם את הלשון והזן את מחט 20 מד-הכנה העצמית הקהה לתוך קנה הנשימה. לאשר אינטובציה הנכונה על ידי חיבור העכבר להנשמה (נפח פעימה בμl: 3 x משקל גוף (ז) 155 +; תדירות: 120 פעימות לדקה).
  3. שמור את העכבר במצב שכיבה ולתקן את העכבר עם קלטת. לבצע ניתוח על כרית חימום כדי למנוע היפותרמיה.
    1. לגלח ולחטא את העור עם פולידין. דואג שהאיבר האחורי השמאלי חוצה את הגפיים אחוריות ימין על מנת לקבל מבט טוב יותר על החדר השמאלי במהלך ניתוח.
  4. לעשות חתך רוחבי עורית קטן עד עצם החזה ולהפריד את העור ושרירים שמתחת.
  5. מסיט מ '. קטין pectoralis ומטר. pectoralis גדול עם תפר 5-0 משי.
  6. תן ליncision בחלל הצלע השלישי על ידי החדרת pincet קהה.
  7. הזז את pincet תחת השרירים הבין- מהרוחב המדיאלי עד שיגיע לעצם החזה. לנקב את קיר בית החזה על ידי לחיצה על pincet מבפנים לעור. השלם את פתיחת בית החזה על ידי חיתוך בזהירות את השרירים צלעי בדיוק מעל pincet עם מספריים קטנים. להשתמש בטכניקה זו כדי למנוע ניקוב של הריאות.
  8. שים ספוג טבול בשיעור של 0.9% NaCl לתוך החלל כדי להגן על הריאות. להציג את מפזר פצע (מפשק חזה) אל תוך חלל הצלע להשיג חשיפה של הצד השמאלי של הלב. נכון לעכשיו, הפרוזדור השמאלי, החדר השמאלי, וקדמי עורק הכלל השמאלי יורדות נראה בסטראו.
  9. לבצע קשירה של קדמי עורק הכלל השמאלי יורדת עם מייתר 6-0 prolene אחת על 1 מ"מ מתחת לקצה הפרוזדור השמאלי. זה דיסטלי מהסניף האלכסוני הראשון.
    הערה: לחלופין, 7-0 (0.05 מ"מ קוטר) או 8-0 אשכולות (0.04 מ"מ קוטר) ניתן להשתמש. המחט היא מחט נקודת פיד המעגל C-1 13 מ"מ 3/8. קשירה מוצלחת של קדמי עורק הכלל השמאלי יורדת גורמת שינוי צבע מיידי, וכתוצאה מכך שריר לב מופיע חיוור בשטח המושפע.
  10. הסר את מפזר הפצע (מפשק חזה).
    1. הנח שלושה 6-0 תפרי Ti-Cron סביב חלל הצלע. לפני הידוק התפרים, להסיר את הספוג מחלל החזה ומחדש להרחיב את הריאות על ידי חסימת יצוא של מכונת ההנשמה. בעשותם כך, הריאות להתחבר עם אדר הקודקודית.
    2. בהמשך לכך, למשוך את החוט חזק מדי ולחזור מחדש הרחבה על ידי לחיצה על החזה. לאשר את הסגירה המוצלחת של בית החזה באמצעות כמות קטנה של מלח (אין בועות אוויר יש לראות בעת הפעלה לחץ על החזה).
    3. תראה דרך שריר הצלע כדי לאשר הרחבה נורמלית של הריאות. למקם שני שרירי בית החזה, המשמש כמחסום נוסף למניעת pneumothorax.
  11. סגור את העור עם 5-0 משי-תפרים.
  12. נתק את העכבר ממכונת ההנשמה ולאפשר התאוששות בכרית החימום. אל תשאיר חיה ללא השגחה עד שהוא שב להכרתו מספיק כדי לשמור על כיבה sternal. אל תחזרו לבעלי חיים שעברו ניתוח לחברה של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש לחלוטין.
  13. באופן עקבי לספק שיכוך כאבים לאחר ניתוח (0.05 מ"ג / קילוגרם SQ BID עצירות לפחות 48 שעות לאחר ניתוח).

2. מדידות פולשנית המודינמית בvivo בעכברים

  1. לפני ההליך, להטביע את צנתר הלחץ הצרפתי מילר 1.0 במים סטריליים על 37 מעלות צלזיוס במשך לפחות 30 דקות כדי למזער להיסחף אות. באופן אלקטרוני לכייל את חיישן לחץ ב0 מ"מ כספית ו -100 מ"מ כספית ונתונים שיא ב 2000 הרץ.
  2. לבצע הרדמה על ידי ממשל intraperitoneal של 1.4 גר '/ קילוגרם urethane. בדוק שהעכבר מגיע מטוסו הראוי לו הרדמה כשזה כבר לא מגיב קמצוץ הבוהן חברה.
  3. מניחים את העכבר מורדם במצב שכיבה. Secure הגפיים שלו עם קלטת. לשמור על טמפרטורת גוף עם כרית חימום ולפקח עם בדיקה רקטלית. לגלח את אזור הצוואר ולעשות חתך קו האמצע באזור הצוואר כדי לחשוף את בלוטת התריס.
  4. תקן את הצוואר עם מחטים כפופות.
  5. מסיט הצידה את בלוטת הרוק ולחשוף את עורק התרדמה המשותף תקין. העצב התועה, שדומה חוט לבן, שוכן לאורך העורק. בזהירות להפריד את העורק הראשי מהעצב התועה באמצעות מלקחיים מעוקלים.
  6. לעבור מלקחיים מעוקלים תחת עורק התרדמה משותפת הזכות להפריד אותו מרקמות אחרות. הסרה של רקמת חיבור סביב העורק.
  7. עובר שני חוטי משי 6-0 תחת עורק התרדמה המשותף תקין. הפוך קשר הדוק על החוט העליון, אשר ממוקם לכיוון הראש, הקרוב, ולתקן עם (קשירה אוטמת דיסטלי) Kocher. להעביר את Proxiחוט mal פעמיים משמאל לימין ולתקן עם 2 kochers (חוט שאינו אוטם פרוקסימלי).
  8. שמור את העורק הראשי לח על ידי הטלת 0.9% NaCl סטרילי. לייבש את הנוזל עודף עם ניצני כותנה.
  9. עושה חתך בעורק התרדמה המשותף תקין עם מחט 26-מד בין קשירת דיסטלי והחוט שאינו אוטם הפרוקסימלי.
  10. להציג את חיישן הלחץ לתוך העורק. ודא שאין איבוד דם. דחף בעדינות את הקטטר הלחץ הצרפתי מילר 1.0 קדימה ולהתאים את החוט שאינו אוטם הפרוקסימלי באופן כזה שקטטר יכול לעבור בזהירות דרך החוט מתחת לעצם הבריח.
    1. להקטין את איבוד דם במהלך ההתאמה של החוט שאינו אוטם הפרוקסימלי. לא לדחוס את חיישן לחץ רב מדי תוך קידום מאז שזה מאוד שביר. מאז החוט הפרוקסימלי אסור לחסום את העורק, הכלי צריך להישאר מלא בדם.
  11. להתחיל להקליט את אות הלחץ. Fluctuat אות לחץ דםes בעכבר בריא בין לחץ הדיאסטולי של 60 - 70 מ"מ כספית ולחץ הסיסטולי של 100 - 120 מ"מ כספית.
  12. כוון את הצנתר דרך עורק innominate ודרך אב העורקים לתוך החדר השמאלי. הלחץ של החדר נע בין 0 מ"מ כספית ו100-120 מ"מ כספית. לאפשר לקטטר כדי לייצב בתוך החדר השמאלי. רשום את האות למשך 30 דקות עד 60 דקות בהתאם לדרישות הניסוי.
  13. לאחר השלמת הניסוי, להשרות את הצנתר ב% 1 Alconox למשך 30 דקות. שטוף את הקטטר עם מים מילי- Q. אחסן את הצנתר בתוך גוש קצף.
  14. אחזור נתונים מהתוכנה ההקלטה לניתוח נוסף.
    1. לניתוח נתונים, לשקול מרווח זמן שבו אות הלחץ היא יציבה. בחר לפחות 10 מחזורים רצופים של לב הנתונים שנרשמו בעניין.
    2. השתמש בתוכנת LabChart גרסה 8.0 או דומה כדי לנתח את קצב לב, את הלחץ הסיסטולי עזב המקסימאלי, ventr השמאל הדיאסטולי המינימלילחץ icular, שיעור השיא של התכווצות חדר השמאלי isovolumetric (מקסימום / dt DP), שיעור השיא של רגיעה isovolumetric חדר השמאלי (DP / min DT), הלחץ של החדר השמאלי הסוף-דיאסטולי, ומתמיד של חדר שמאל isovolumetric הזמן לחץ סתיו (טאו) 7.
      הערה: לחץ הסוף-דיאסטולי תואם את הלחץ בנקודת הזמן מייד לפני זינוק הלחץ נגרם על ידי התכווצות isovolumetric. החישוב של טאו מבוסס על התאמת הלחץ בחדר שמאל לעקומת דעיכת monoexponential, הביע כP (t) = + -t / טאו ב 0 e P, בנוסחה זו, P (t) הוא הלחץ של החדר השמאלי בזמן הושג t לאחר הערך השלילי המקסימאלי של DP / dt. ב הפרמטר מתאים לאסימפטוטה התיאורטית, אשר בגישה פשוטה ניתן להניח להיות אפס. ההרפיה isovolumetric משופרת תוצאות בערך קטן יותר של טאו.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

של אוטם שריר לב במידה ניתן להעריך על ידי כלוריד 2,3,5-triphenyltetrazolium אוונס הכחול / צביעה כפולה (TTC). TTC הוא אינדיקטור חיזור, אשר מומר ל1,3,5-triphenylformazan העמוק-האדום בחיים רקמות עקב הפעילות של dehydrogenases השונים בנוכחות NADH 8. איור 1 מראה חתך מייצג של הלב ב 24 שעות לאחר קשירה של קדמי עורק הכלל השמאלי יורדת. אזורים המוכתמים כחולים מצביעים על אזורים נורמלים / לא-איסכמית. אזור שריר הלב בסיכון מוגדר כרקמת שריר הלב בתוך זלוף למיטה distally מ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

שינויים כרוניים במבנה ותפקוד שריר לב, הפיתוח של הפרעה בתפקוד חדר שמאל, והתקדמות לאי ספיקת לב יכולים להיחקר במספר דגמים עכבריים 12. שיפוץ ותפקוד לקוי של לב יכולים להיגרם על ידי פגיעה בשריר הלב או על ידי לחץ לעומס יתר המשני לרוחביים התכווצות אב העורקים, או עשויים להיחקר במודלים גנטיים של קרדיומיופתיה המורחבות 12. כמובן, היתרון הבולט ביותר של מודלים עכבריים היא הזמינות של מספר רב של זנים מהונדסים ונוק-אאוט כוללים מודלים מהונדסים ספציפיים ומושרים תא מהסוג. הערכה ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

אף אחד מהמחברים לא מדווח על אינטרסים פיננסיים מתחרים.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי מענק Onderzoekstoelagen OT/13/090 של KU Leuven ועל ידי מענק G0A3114N של FWO-Vlaanderen.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
בופרנורפין (בופרנקס)מעבדות
נתרן פנטוברביטל (נמבוטל)Ceva
BetadineVWR internationals200065-400
5 - 0 תפר משיEthicon, Johnson & ג'ונסון מדיקלK890H
6 - 0 תפר פרולן אתיקון, ג'ונסון & ג'ונסון מדיקלF1832
6 - 0 Ti- Cron תפראתיקון, ג'ונסון & ג'ונסון מדיקלF1823
אוריתן סיגמא94300
אלקונוקסאלקונוקס בע"מ
מאוורר, MiniVent דגם 845הוגו סאקס73-0043
מפסק חזה או מפסק בית חזהתאגיד קנט סיינטיפיקINS600240ALM שמירה עצמית, משוננת, אורך 7 ס"מ, 4 x 4 שיניים בצורת "L", 3 מ"מ x 3 מ"מ
1.0 קטטר לחץ מילר צרפתי מילר אינסטרומנטס SPR - 1000/NR
PowerlabADInstruments Pty Ltd.
LabChart® תוכנהADInstruments Pty Ltd.
בדיקה רקטליתADInstruments Pty בע"מ
בדפורד

מקורות

  1. He, J., et al. Risk factors for congestive heart failure in US men and women: NHANES I epidemiologic follow-up study. Arch Intern Med. 161, 996-1002 (2001).
  2. Anversa, P., Sonnenblick, E. H. Ischemic cardiomyopathy: pathophysiologic mechanisms. Prog Cardiovasc Dis. 33, 49-70 (1990).
  3. Erlebacher, J. A., Weiss, J. L., Weisfeldt, M. L., Bulkley, B. H. Early dilation of the infarcted segment in acute transmural myocardial infarction: role of infarct expansion in acute left ventricular enlargement. J Am Coll Cardiol. 4, 201-208 (1984).
  4. Shimizu, I., et al. Excessive cardiac insulin signaling exacerbates systolic dysfunction induced by pressure overload in rodents. J Clin Invest. 120, 1506-1514 (2010).
  5. Tirziu, D., et al. Myocardial hypertrophy in the absence of external stimuli is induced by angiogenesis in mice. J Clin Invest. 117, 3188-3197 (2007).
  6. Theilmeier, G., et al. High-density lipoproteins and their constituent, sphingosine-1-phosphate, directly protect the heart against ischemia/reperfusion injury in vivo via the S1P3 lysophospholipid receptor. Circulation. 114, 1403-1409 (2006).
  7. Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. J Clin Invest. 58, 751-760 (1976).
  8. Bohl, S., et al. Refined approach for quantification of in vivo ischemia-reperfusion injury in the mouse heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297, 2054-2058 (2009).
  9. Van Craeyveld, E., Jacobs, F., Gordts, S. C., De Geest, B. Low-density lipoprotein receptor gene transfer in hypercholesterolemic mice improves cardiac function after myocardial infarction. Gene Ther. 19, 860-871 (2012).
  10. Gordts, S. C., et al. Beneficial effects of selective HDL-raising gene transfer on survival, cardiac remodelling and cardiac function after myocardial infarction in mice. Gene Ther. 20, 1053-1061 (2013).
  11. Junqueira, L. C., Bignolas, G., Brentani, R. R. Picrosirius staining plus polarization microscopy, a specific method for collagen detection in tissue sections. Histochem J. 11, 447-455 (1979).
  12. Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present. Circ Heart Fail. 2, 138-144 (2009).
  13. Zolotareva, A. G., Kogan, M. E. Production of experimental occlusive myocardial infarction in mice. Cor Vasa. 20, 308-314 (1978).
  14. Michael, L. H., et al. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, 2147-2154 (1995).
  15. Salto-Tellez, M., et al. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  16. Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. J Anat. 212, 12-18 (2008).
  17. Kumar, D., et al. Distinct mouse coronary anatomy and myocardial infarction consequent to ligation. Coron Artery Dis. 16, 41-44 (2005).
  18. Clauss, S. B., Walker, D. L., Kirby, M. L., Schimel, D., Lo, C. W. Patterning of coronary arteries in wildtype and connexin43 knockout mice. Dev Dyn. 235, 2786-2794 (2006).
  19. Icardo, J. M., Colvee, E. Origin and course of the coronary arteries in normal mice and in iv/iv mice. J Anat. 199, 473-482 (2001).
  20. Yoldas, A., Ozmen, E., Ozdemir, V. Macroscopic description of the coronary arteries in Swiss albino mice (Mus musculus). J S Afr Vet Assoc. 81, 247-252 (2010).
  21. James, T. N., Burch, G. E. Blood supply of the human interventricular septum. Circulation. 17, 391-396 (1958).
  22. Gao, X. M., Xu, Q., Kiriazis, H., Dart, A. M., Du, X. J. Mouse model of post-infarct ventricular rupture: time course, strain- and gender-dependency, tensile strength, and histopathology. Cardiovasc Res. 65, 469-477 (2005).
  23. Muthuramu, I., Jacobs, F., Singh, N., Gordts, S. C., De Geest, B. Selective homocysteine lowering gene transfer improves infarct healing, attenuates remodelling, and enhances diastolic function after myocardial infarction in mice. PLoS One. 8, 63710(2013).
  24. Eaton, L. W., Weiss, J. L., Bulkley, B. H., Garrison, J. B., Weisfeldt, M. L. Regional cardiac dilatation after acute myocardial infarction: recognition by two-dimensional echocardiography. N Engl J Med. 300, 57-62 (1979).
  25. Erlebacher, J. A., et al. Late effects of acute infarct dilation on heart size: a two dimensional echocardiographic study. Am J Cardiol. 49, 1120-1126 (1982).
  26. Schuster, E. H., Bulkley, B. H. Expansion of transmural myocardial infarction: a pathophysiologic factor in cardiac rupture. Circulation. 60, 1532-1538 (1979).
  27. Jugdutt, B. I., Michorowski, B. L. Role of infarct expansion in rupture of the ventricular septum after acute myocardial infarction: a two-dimensional echocardiographic study. Clin Cardiol. 10, 641-652 (1987).
  28. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).
  29. Vanden Bergh, A., Flameng, W., Herijgers, P. Parameters of ventricular contractility in mice: influence of load and sensitivity to changes in inotropic state. Pflugers Arch. 455, 987-994 (2008).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

מודל עכברעיצוב מחדש של החדריםמדידות המודינמיות פולשניותהליך תורקוֹטוֹמיהצנתור לחצים