מאמר שיטה

צמד תיקון הקלטה של ​​תאי הקרנות amacrine בתוך הכנת שטוח הר Deafferentated רשתית העכבר

DOI:

10.3791/54608

⸱

13 באוקטובר 2016

 ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Baylor College of Medicine, 2Department of Neuroscience, Baylor College of Medicine, 3Department of Biochemistry and Molecular Biology, Baylor College of Medicine

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פרוטוקול זה מדגים כיצד לבצע הקלטת תיקון מהדק כל תא על נוירונים ברשתית מן הכנת שטוח הר.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הרשתית היונקת היא רקמה שכבתית מורכבת סוגי נוירונים מרובים. כדי להבין כיצד חזותי אותות מעובדים בתוך הרשת הסינפטי המורכבת שלה, הקלטות אלקטרו משמשות לעתים קרובות כדי ללמוד קשרים בין נוירונים בודדים. יש לנו אופטימיזציה הכנה שטוח הר עבור צמד תיקון הקלטה של ​​נוירונים מסומנים גנטי בשני GCL (שכבת תא גנגליון) ו INL (שכבת גרעין פנימית) של רשתית עכבר. נוירונים INL הקלטה שטוח mounts הוא מועדף על פרוסות בגלל קשרים אנכיים וצידית נשמרים בתצורה לשעבר, המאפשר מעגלי רשתית עם רכיבים לרוחב גדולים כדי להיחקר. השתמשנו בהליך זה כדי להשוות תשובות של נוירונים-שותפה מראים רשתית כגון תאי amacrine מספרים כולינרגית (צקים).

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כחלק נגיש בקלות של מערכת העצבים המרכזית, הרשתית הייתה במשך עשרות שנים מודל שימושי במחקרים במדעי המוח. סימון גנטי של נוירונים איפשר אפיון מפורט של קשרים סינפטיים ברשתית. עם מתודולוגיות רבות זמינות לבחינת תפקוד ומורפולוגיה של נוירונים ברשתית, טכניקת הקלטת מהדק התיקון הייתה חיונית להבנתנו הנוכחית של אותות המועברים אנכית ברשתית. אותות אלה מקורם בספיגת פוטונים בקולטני אור ונשלחים למרכזי הראייה במוח באמצעות זינוק של תאי גנגליון רשתית (RGCs). למרות גוף ידע גדול שנצבר עד כה, המגוון העצבי ברשתית של יונקים כלי דם נותר בלתי פתור וחוסם את ההערכה המלאה של מעגלי הרשתית המשרתים ראייה תקינה. הסיבה לכך היא שרוב ההקלטות בוצעו על פרוסות רשתית כדי להחליף את שלמות המעגל הרוחבי בגישה לנוירונים פרוקסימליים יותר ברשתית1-3. כדי לקבל תמונה מקיפה על האופן שבו הרשתית מחשבת אותות חזותיים, רצוי אפוא לתעד נוירונים בתושבות שטוחות שבהן קשרים רוחביים, גדולים וקטנים, עשויים להישמר טוב יותר.

כאשר העברה סינפטית מקולטני אור לתאים דו-קוטביים נקטעת עקב מסלול איתות של קולטן גלוטמט מטבוטרופי פגום 6 (mGluR6) בתאים דו-קוטבייםדה-פולריזציה 4-6 או פשוט כתוצאה מאובדן קולטני אור ברשתית מנוונת7-10, RGCs רבים מציגים פעילויות תנודתיות. תנודות אלו מקורן במספר מקורות, אולם זה הכרוך בצימוד צומת פער בין תאי AII amacrine (AII-ACs) ותאים דו-קוטביים של חרוט דה-פולריזציה (DCBCs) קיבל את מירב תשומת הלב ולכן הוא מובן בצורה הטובה ביותר1,7,11. מצאנו מקור נוסף, שנמשך תחת מצור פרמקולוגי של רשת AII-AC/DCBC הנ"ל ומניע תנודות של SACs מסוג OFF בעכברי RhoΔCTA ו-Nob עם רשתית נטולת אפרנטיות7,8,12. כאן אנו מפרטים את הפרוטוקול שלנו להכנת תושבות שטוחות ברשתית להקלטת נוירונים INL. גישה זו משתמשת בקווי עכבר מסחריים (מלאי Jax מס' 006410 ו-007905) כדי לסמן נוירונים ברשתית כולינרגית על ידי ביטוי חלבון פלואורסצנטי (tdTomato) הניתן לזיהוי במיקרוסקופ פלואורסצנטי המצויד באופטיקה משפרת ניגודיות. כמה תוצאות ניסיוניות שהושגו באמצעות גישה זו דווחו בעבר4,5,7,13.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אישור אתי - נהלים הקשורים בנושאי בעלי חיים בוצעו בהתאם לכללים וההתקנות של ה- National Institutes of הנחיות בריאות חיות מחקר, כפי שאושר על ידי הטיפול בבעלי החיים המוסדי ועדת השימוש של ביילור לרפואה.

חיצוני 1. ופתרונות פנימיים

  1. השתמש בתמיסת רינגר היונק במהלך דיסקציה רשתית כפתרון החיצוני הקלטת אלקטרו שלאחר מכן. הכן את הפתרון של יונקי רינגר מ 10x פתרון מניות (ללא סידן) ביום ההקלטה, ולהוסיף CaCl 2 טיפה חכמה לאחר 15 דקות של carbogenation (95% O 2, 5% CO 2). הפתרון 1x הסופי מכיל (מ"מ): 120 NaCl, KCl 5, 25 NaHCO 3, 0.8 Na 2 4 HPO, 0.1 לאא 2 4 PO, 2 CaCl 2, 1 MgSO 4 ו -10 D- גלוקוז.
  2. השתמש בשני פתרונות פנימיים לאפיין תנודות SAC. מִבְחָןהתועלת של פתרונות מוכנים מראש הצמד תיקון הקלטות ממושך כל תא על RGCs עכבר בוגר ולאחסן את אצוות מאומת 500 aliquots μl ב -20 ° C עד השימוש.
    1. להקלטת תנודה פוטנציאל הממברנה, להשתמש בפתרון פנימי מבוסס אשלגן המכיל (מ"מ): 125 K-גלוקונאט, 8 NaCl, 4 ATP-Mg, 0.5 Li-GTP, 5 EGTA, 10 HEPES ו -0.2% biocytin (w / v). התאם ל- pH 7.3 עם KOH.
    2. להקלטת מעוררים וזרמים postsynaptic מעכבות, להשתמש בפתרון פנימי מבוססי צזיום המכיל (מ"מ): 100 Cs-methanesulfonate, 8 NaCl, 4 ATP-Mg, 0.5 Li-GTP, 5 EGTA, 10 HEPES ו -0.2% biocytin ( w / v). התאם ל- pH 7.3 עם CsOH.

2. הכנה לקראת יום הקלטה

  1. כדי להכין קרום nitrocellulose עם חורים פתוחים, באופן ידני אגרוף הממברנה עם אגרופן אישית עשוי מחט מזרק קהה 16 G ולשטח קרום בין שני לוחות זכוכית נקי. במשך מותקן בכלהר הרשתית, לעשות חור מרכזי 0.2 מ"מ קוטר ולהקיף אותו ב -4 חורים גדולים כי הם 1-1.2 מ"מ קוטר.
  2. כדי לבצע נימה מילוי חוזר אישית לטעינת פתרון פנימי לתוך אלקטרודות, להמיס קצה פיפטה 10 μl באמצע בעדינות להאריך את החלק נמס עד שהוא מתקרר ומתקשה. רק לפני השימוש, השתמש סכין גילוח נקי לקצץ הנימה עד שהוא מעט יותר מאשר טפטפות התיקון.
  3. משוך טפטפות תיקון ב חולץ לתכנות מ שפופרת זכוכית בורוסיליקט עם נימה פנימית. לייצר את micropipettes ביום הניסוי ולהשתמש בהם מיד.
    הערה: לקבלת צקי הקלטה, אנו משתמשים בהגדרה החולצת הבאה: חום: 484; למשוך: 0; מהירות: 25; זמן השהיה: 1; לחץ: 400 וערך הרמפה של 462. את OD ומזהה של צינורות בורוסיליקט הם 1.65 מ"מ ו -1.0 מ"מ, בהתאמה. התנגדות של טפטפות היא 10-14 MΩ.
  4. אחת hr לפני קציר רקמות, להפשיר צינור של פתרון פנימי ידי שאקיng זה על מערבולת עבור> 30 דק '.

3. רשתית Dissection

  1. להרדים את החיה על ידי isoflurane 4% חמצן עד שבעל החיים מאבדים את היענות קמצוץ בוהן. להקריב את החיה על ידי נקע בצוואר הרחם.
  2. חותכים שתי העיניים את עצבי הראייה ב 1-2 מ"מ הרחק ראשי עצב הראייה עם איריס מספריים ישר הצביע.
  3. מגלגלים את העיניים על מגבת נייר נקייה להסיר דם ואז לטבול אותם הפתרון של carbogenated יונקים רינגר. פאנץ חור על לימבוס עם מחט 23 G ולחצות את העיניים על ידי חיתוך לאורך לימבוס עם מספריים מיקרו. הסר את הקרנית ואת העדשה באמצעות מלקחיים בסדר.
    1. לקבלת ברשתית כל הר, לקלף בעדינות הרשתית כולה את האפיתל פיגמנט עם מלקחיים בסדר ולעשות ארבעה חתכים 1.5-2 מ"מ מאונך מהקצה כלפי ראש עצב הראייה.
  4. לטבול קרום nitrocellulose אגרוף לתוך צלחת ובעדינות לגרור את הרשתית על זה עםפונה כלפי מעלה GCL. מניח את ראש עצב הראייה לתוך החור במרכז בעת הכנת רשתית כל הר. מעבירים את הממברנה עם הרשתית לעוד צלחת נקייה. בעדינות לשטח את הרשתית עם מברשת צבע עדינה להיראות כמו כלאה מלטזית ולהניח את כל ארבעת קצוות על החורים.
    1. אם חלק של הרשתית הוא לבחון בכל פעם, לחתוך כל עיינית מוכן משלב 3.3 לתוך 3-4 חתיכות עם סכין גילוח עם האפיתל פיגמנט נשאר מחובר. הגנו על חתיכות בשימוש מן האור בתמיסה carbogenated חיצוניים ולהשתמש בהם בתוך 12 שעות.
  5. כתם הממברנה nitrocellulose עם פיסת נייר סינון יבש להסיר את קרום הגבלת זגוגי והפנימי עם מלקחי מברשת צבע.
  6. ודא כי כל קצות הרשתית מחוברים באופן מלא על הקרום לפני העברת ההרכבה לתוך תא ההקלטה עם תלוש כיסוי זכוכית אטום בתחתית. אבטח את הממברנה עם ואקום גריז כדי להחליק את המכסה ואת rehydratדואר הרשתית עם הפתרון החיצוני. היזהר שלא מלכודת כל בועות אוויר מתחת ההרכבה.
  7. הגדר את התא לבמה של מיקרוסקופ זקוף. Perfuse את החדר עם חם (34-35 מעלות צלזיוס) פתרון חיצוני carbogenated בשיעור של ~ 3 מ"ל לדקה.
  8. בדוק את הרשתית תחת עדשה אובייקטיבי 10x הראשון, ולאחר מכן להשתמש עדשת מים טבילה 60x לראות נוירונים GCL ו INL תחת התערבות ההפרש לעומת זאת (DIC) ו / או epifluorescence. כדי להמחיש שקי להביע tdTomato, השתמש לבן LED מקור אור בשילוב עם מסנן עירור של 554 ננומטר מסנן פליטה של ​​581 ננומטר.

4. הקלטת Whole-cell צמד תיקון מ רשתית שטוח ההר

  1. סנן את הפתרון הפנימי דרך פילטר מזרק לתוך נימת המילוי החוזרת המותאם אישית.
  2. הכנס את הנימה לתוך micropipette טרי משך לוותר על הפתרון הפנימי סמוכים לקצה עד הפתרון מכסה חוט האלקטרודה הכסף עבור>5 מ"מ. הדקו את micropipette על בעל אלקטרודה עם מוט שאיבה, שדרכו הלחץ בתוך האלקטרודה יכול להיות מותאם על ידי לדחוף או למשוך את הבוכנה של מזרק פלסטיק 10 מ"ל צינור המחובר.
  3. מצא פיפטה תחת המטרה להפיל אותו ~ 100 מיקרומטר מעל הרשתית. על פי מצב-חסיד הנוכחי (אני = 0), השתמש לקזז DC לאפס את האות מתח DC עומד. מדוד את התנגדות פיפטה תחת המהדק הנוכחי (אני קלאמפ) מצב על ידי הזרקת זרמי גל מרובע משרעת קבוע דרך פיפטה בזמן שהוא באמבטיה ולנטרל את ההבדל על ידי סיבוב ידית Raccess. השתמש קריאה על הידית Raccess לחשב התנגדות פיפטה ידי חוק אוהם.
  4. לאט לאט מביאים את האלקטרודה אל ~ 10 מיקרומטר מעל הרשתית. החל לחץ חיובי אל האלקטרודה. צפה שינוי ההשתקפות ליד קץ פיפטה כפי שהוא מתקרב הרשתית. במהירות אבל להכריח פיפטה בעדינות לתוך GCL ולהפחית את pressu החיוביתמחדש מיד.
  5. הזז את פיפטה לעבר נוירון שכותרתו. הימנע פניית נוירונים אחרים, כלי דם endfeet של תאי מולר. החל יותר לחץ חיובי אם הדבר יידרש כדי למנוע סתימת האלקטרודה.
  6. מקם את קצה פיפטה ליד קו האמצע של נוירון שכותרתו עד גומה גלויה. שחרר את הלחץ החיובי ולאפשר קרום הפלזמה להתאושש על קצה פיפטה.
  7. החל 20 עד 120 PA זרמים שליליים אל פיפטה לעזור היווצרות חותם גיגה אוהם. למרוח שאיבה עדינה במידת הצורך למשוך את קרום התא אל פיפטה. מתן 5 דקות לאחר היווצרות חותמת כדי לקרוע את קרום התא. הדבר זה מאפשר הפתרון הפנימי נשפך להיות מסומן על ידי superfusion. לקרוע את הקרום על ידי שאיבה עדינה.
  8. לאחר קרע הקרום ובעוד במצב מהדק הנוכחי, לעבור על איזון גשר לערוך אותו באמצעות ידית Raccess.
    הערה: עבור תאים קטנים כמו SAC, נדרשת התאמה קלה בלבד, אם בכלל. Alternatively, מעורר שיא זרמי postsynaptic מעכבים במצב מהדק מתח (קלאמפ V) על ידי לחיצה על תא פוטנציאלי היפוך של כלוריד (סביב -75 mV) ו גלוטמט (סביב 0 mV), בהתאמה. בדוק ולשנות את מיקום פיפטה במידת הצורך כדי להתאים הרשתית מזדמנים ו / או להיסחף micromanipulator.
  9. כדי להקליט פוטנציאל הממברנה או שינוי הנוכחי לפני, במהלך ואחרי טיפול תרופתי, להכין חוסמי הסינפטי (למשל, CNQX, AP5, picrotoxin, tubocurarine, וכו ') ווסתים ערוץ (למשל, flupirtine, דופמין, חומצה meclofenamic, וכו') טריים על יום הניסוי ממניות קפוא. לדלל את התרופות עם הפתרון של carbogenated רינגר. וליישמם באופן יצווה באמצעות זלוף.
  10. לאחר ההקלטה, להסיר את פיפטה בעדינות סומה. מעבירים את הרכבה מהאולם אל צלחת נקייה. ניתוק מחדש לצרף את הרשתית על עוד קרום nitrocellulose בברוטליות ללא חול אגרוףes כדי להבטיח שטיחות רשתית במהלך קיבעון.
  11. תקן את הרשתית על ידי טבילה אותו paraformaldehyde 4% למשך 30 דקות ב RT. הסר את הרשתית מן הקרום nitrocellulose ולשטוף אותו בהרחבה עם 1x PBS. לחשוף את המורפולוגיה של התאים שרשמה O / מכתים N עם streptavidin צבען מצומדות מדולל 1x PBS עם 0.4% Triton X-100 ב 4 ° C 14. הר הרשתית במדיום antifade ולבחון תאים רשמו באמצעות מיקרוסקופ confocal סריקה.
    הערה: נהלים מעורבים paraformaldehyde, אשר תנודתי רעילה, צריכים להתנהל בתא טיוטת בטיחות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

קלטות נציג וחוץ צקי OFF-סוג של רשתית עכבר deafferentated מוצגות באיור 1. תאים כולינרגית בשני GCL ו INL ניתן לזהות באופן אמין על ידי קרינת tdTomato וממוקדת להקלטת מהדק תיקון כל תא תחת DIC (איור 1 א) לחשוף תנודה של הפוטנציאלים הממברנה שלהם (עקבות למעלה) ואת הזרמים סינפטיים המניעים אותם (עקבות תחתונות, איור 1B). זרמים סינפטיים מעכבים ו מעוררים מתגלים על ידי החזקת התאים ב 0 mV ו -75 mV, בהתאמה, בתנאים ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מעבדות רבות הקליטו מתא עצב GCL בדירת הר הכנה 15-18, אך ההליכים שלנו מאפשרים הקלטה מתא עצב INL. הרינו להדגיש מספר צעדים חיוניים להקלטות שגרה מוצלחות.

רעננויות השטיחות של הרשתית חשובות חודר אותו עם טפטפת הקלטה. בהקשר זה, את הקובץ המצורף האיתן של הרשתית אל קרום nitrocellulose אגרוף הוא מעל לכל מושגת על ידי קליטה חולפת של פתרון ואחריו להחזרת נוזלים בזמן (שלב 3.4-3.6). במהלך תקופה קצרה זו, בדרך כלל פחות מ -...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מודים לג'ונג ג'אנג ושין גואן על הסיוע הטכני. אנו מודים לד"ר רורי מק'קוויסטון מאוניברסיטת וירג'יניה קומונוולת' על הקמת מתקן מהדק התיקון הראשון שלנו ועצות לגבי הליכים ניסיוניים. אנו מודים לד"ר סמואל וו על הצעות להקלטת מהדק מתח. העבודה נתמכת על ידי מענקי NIH EY013811, EY022228 ומענק ליבה של חזון EY002520. C-KC הוא יו"ר קרן מחקר הרשתית ע"ש אליס ר. מקפירסון במכללת ביילור לרפואה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מיקרוסקופ פלואורסצנטי שלב קבוע עם DICOlympusBX51-WI
מיקרומניפולטוריםSutterMP-225
מגבר מהדק תיקוןA-M Systemממיר AM2400
AD מכשירלאומיNI-USB-6221
בקר חימוםWarner InstrumentTC-324B
מוטבע תנור חימוםWarner InstrumentSC-20
משאבה פריסטלטיתRaininDynamax
חולץ פיפטהSutter InstrumentP-1000
צינור זכוכית עם נימהKing Precision Glassממריץ מותאם אישית
A.M.P.I.Master-8
BiocytinSigmaB4261
NaClSigmaS6191
KClSigmaP5405
NaHCO3FisherBP328-1
Na2HPO4SigmaS0876
Na2HPO4SigmaS5011
CaCl2SigmaC5670
MgSO4SigmaM1880
D-גלוקוזSigmaG6152
K-גלוקונאטSigmaG4500
ATP-MgSigmaA9187
Li-GTPSigmaG5884
EGTASigmaE0396
HEPESSigmaH4034
KOHSigmaP5958
Cs-methanesulfonateSigmaC1426
CsOHSigma232041
מסנן מזרקNalgene171
1 מ"ל מזרקRainin
10 μ l קצה פיפטהGenesee Scientific24-130RL
Streptavidin-488ThermoFisherS-11223
10x PBSLonza17-517Q
17013002

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Choi, H., et al. Intrinsic bursting of AII amacrine cells underlies oscillations in the rd1 mouse retina. J Neurophysiol. 112 (6), 1491-1504 (2014).
  2. Gregg, R. G., et al. Nyctalopin expression in retinal bipolar cells restores visual function in a mouse model of complete X-linked congenital stationary night blindness. J Neurophysiol. 98 (5), 3023-3033 (2007).
  3. Hellmer, C. B., Ichinose, T. Recording light-evoked postsynaptic responses in neurons in dark-adapted, mouse retinal slice preparations using patch clamp techniques. J Vis Exp. (96), (2015).
  4. Tu, H. Y., Bang, A., McQuiston, A. R., Chiao, C. C., Chen, C. K. Increased dendritic branching in direction selective retinal ganglion cells in nob1 mice. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (13), (2014).
  5. Tu, H. Y., Chen, Y. J., Chiao, C. C., McQuiston, A. R., Chen, C. K. J. Rhythmic membrane potential fluctuations of cholinergic amacrine cells in mice lacking ERG b-waves. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (7), (2015).
  6. Demas, J., et al. Failure to maintain eye-specific segregation in nob, a mutant with abnormally patterned retinal activity. Neuron. 50 (2), 247-259 (2006).
  7. Tu, H. Y., Chen, Y. J., McQuiston, A. R., Chiao, C. C., Chen, C. K. A Novel Retinal Oscillation Mechanism in an Autosomal Dominant Photoreceptor Degeneration Mouse Model. Front Cell Neurosci. 9, 513(2015).
  8. Borowska, J., Trenholm, S., Awatramani, G. B. An intrinsic neural oscillator in the degenerating mouse retina. J Neurosci. 31 (13), 5000-5012 (2011).
  9. Margolis, D. J., Detwiler, P. B. Cellular origin of spontaneous ganglion cell spike activity in animal models of retinitis pigmentosa. J Ophthalmol. , (2011).
  10. Stasheff, S. F. Emergence of sustained spontaneous hyperactivity and temporary preservation of OFF responses in ganglion cells of the retinal degeneration (rd1) mouse. J Neurophysiol. 99 (3), 1408-1421 (2008).
  11. Trenholm, S., Awatramani, G. B. Origins of spontaneous activity in the degenerating retina. Front Cell Neurosci. 9, 277(2015).
  12. Trenholm, S., et al. Intrinsic oscillatory activity arising within the electrically coupled AII amacrine-ON cone bipolar cell network is driven by voltage-gated Na+ channels. J Physiol. 590 (Pt 10), 2501-2517 (2012).
  13. Chen, C. K. J., et al. Cell-autonomous changes in displaced cholinergic amacrine cells lacking Gbeta5. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (7), (2015).
  14. O'Brien, B. J., Isayama, T., Richardson, R., Berson, D. M. Intrinsic physiological properties of cat retinal ganglion cells. J Physiol. 538 (Pt 3), 787-802 (2002).
  15. Lee, S., et al. An Unconventional Glutamatergic Circuit in the Retina Formed by vGluT3 Amacrine Cells. Neuron. 84 (4), 708-715 (2014).
  16. Hoggarth, A., et al. Specific wiring of distinct amacrine cells in the directionally selective retinal circuit permits independent coding of direction and size. Neuron. 86 (1), 276-291 (2015).
  17. Margolis, D. J., Gartland, A. J., Singer, J. H., Detwiler, P. B. Network oscillations drive correlated spiking of ON and OFF ganglion cells in the rd1 mouse model of retinal degeneration. PLoS One. 9 (1), e86253(2014).
  18. Schmidt, T. M., Kofuji, P. An isolated retinal preparation to record light response from genetically labeled retinal ganglion cells. J Vis Exp. (47), (2011).
  19. Ivanova, E., Yee, C. W., Sagdullaev, B. T. Increased phosphorylation of Cx36 gap junctions in the AII amacrine cells of RD retina. Front Cell Neurosci. 9, 390(2015).
  20. Enoki, R., Koizumi, A. A method of horizontally sliced preparation of the retina. Methods Mol Biol. 935, 201-205 (2013).
  21. Akrouh, A., Kerschensteiner, D. Morphology and function of three VIP-expressing amacrine cell types in the mouse retina. J Neurophysiol. 114 (4), 2431-2438 (2015).
  22. Wei, W., Elstrott, J., Feller, M. B. Two-photon targeted recording of GFP-expressing neurons for light responses and live-cell imaging in the mouse retina. Nat Protoc. 5 (7), 1347-1352 (2010).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Patch ClamptdTomato

מאמרים קשורים