מאמר שיטה

גירוי עצבי חלול ורישום של תרופתי בלחץ עכברוש

13.1K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/56807

⸱

23 באפריל 2018

 ,  ,  , 
1Biomedical Laboratory and the Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Surgery, University of Vermont, 3Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 4Department of Urology, Odense University Hospital

במאמר זה

סיכום

מחקר זה מתאר הליך כירורגי מפושטת עם טכניקה לביצוע גירוי עצבי חלול עם הבידוד של האלקטרודה העצב מורכבים באמצעות דבק סיליקון או תרופתי לחץ מידה.

תקציר

הגירוי של העצב חלול (CN) ומדידת הלחץ תרופתי (ICP) נעשה שימוש נרחב על בדיקה והערכה של טיפולים לבעיות בזקפה. אולם, האמצעים שננקטו להשתנות בין המעבדות, החסרונות עדיין קיימים. מטרת מחקר זה הייתה לתיאור טכניקה כירורגית שיספק מודל לשחזור ואמין. על ידי חשיפת השריר ischiocavernosus בנקודה של ההכנסה על tuberosity ischial, יכול לצינוריות מנ הפין עם ניתוח מינימלי ופציעה למבנים מעורב בפונקציה זיקפה. גירוי חוזר ונשנה של CN, ללא צורך להרים וייבוש, הושג על-ידי שימוש של 125 µm אלקטרודת כסף דו קוטבית ודבק הסיליקון מסתיימים לבודד את המתחם אלקטרודה-עצב. שיטה זו מונעת neuropraxia על-ידי הפחתת מתיחה וייבוש העצב ומספק בבידוד מוחלט של העצב, שלילת זליגת חשמל ולמניעת גירוי של מסלולים חלופיים.

מבוא

מחקר in vivo של תפקוד זיקפה אצל חיות ניסוי החלה בשנת 1863 עם ניסיוני עבודתה החלוצית של אקהארט1. Electrostimulation של העצבים האגן שימש כדי לעודד את ICP מוגבר בכלבים. לאורך כלהמאה ה-20, פרוטוקולים ניסויים דומים שימשו חיות גדולות כגון כלבים, קופים, חתולים, ארנבים. הערכת תפקוד זיקפה ב עכברוש פותחה לראשונה על ידי קווינלן. et al. 19892. השיטה מאז ששינה, מתעדכנת על-ידי מספר השני קבוצות34. כיום, החולדה היא הנפוצה ביותר במודל חיה לומדים הפתולוגיה של אין-אונות, הערכת אפשרויות הטיפול המתעוררים. השלבים העיקריים של ההליך כוללים, הקלטה לחץ דם סיסטמי באמצעות קו העורק הראשי, תעלות של מנ הפין מודדים ICP, גירוי של CN לזירוז גידול ICP. למרות מספר חוקרים יש מעודן. המודל שלה הפארמצבטית נותרה בעיה, התוצאות משתנה דווחו על ידי מעבדות שונות. מספר מלכודות עדיין נמשכות.

הקודם מאמרים5,6,7,8,9,10 לתאר את השימוש של חשיפה מלאה הפין עם degloving של הפין עבור גוף חלול תעלות. זו לא גישה אופטימלית כמו מניפולציה וגורם לנתיחה משובש לפגיעה מבנים, המהווה מרכיב חיוני לתפקוד זיקפה. ניתוח CN כבר מתואר היטב10,11, אבל גירוי של העצב אינה אופטימלית עקב גורמים רבים יכולים להשפיע על תוצאות הניסוי. הטכניקה של גירוי CN כולל הרמת העצב מן הרקמה שמסביב על ידי משיכת האלקטרודה הוק דו-קוטבי, אשר ממוקם סביב העצב, וייבוש העצב לפני כל גירוי. זה יכול להוביל דרגות שונות של נזק עצבי ודליפה חשמל הנוכחי, והתוצאה תהיה תגובה מופחתת או כוזב עלייה ICP באמצעות גירוי של מסלולים חלופיים למשל, שרירי רצפת האגן, שלפוחית השתן, מערכת העיכול בדרכי12. כל הגורמים הללו מגבילים הפארמצבטית.

במהלך המחקר, הבחנו כי עומק והן בסוג ההרדמה יש השפעה עמוקה ICP. שימשו הן סודיום פנטוברביטל, קטמין/חריגות השירותים הווטרינריים או קטמין/midazolam הזרקה או שאיפת חמצן/איזופלוריין.

כאן אנו מתארים שיטה כירורגית פשוטה ולספק נתונים כדי לתמוך סטנדרטיזציה של פרוטוקול נסיוני.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

בעלי חיים שוכנו במתקן טיפול בבעלי חיים באוניברסיטת דרום דנמרק לפי הנחיות מוסדיים. כל הניסויים בוצעו על פי המדריך מכוני הבריאות הלאומיים עבור טיפול והשתמש של חיות מעבדה. זהו הליך הניתוח חריפה, ההישרדות.

1. הכנת אבובים, אלקטרודה, מכשירי ניתוח

  1. השתמש המיקרוכירורגית הכלים הבאים: מספריים כירורגיים, מספריים מיקרו זוויתי, מלקחיים רקמות, זוג דומונט #7 מלקחיים מיקרו מעוקל #5, בעל מחט מיקרו ואת רטרקטורים.
    הערה: זה הליך חריפה, הכלים לא צריך להיות מעוקר. לאחר השימוש, לנקות ולמחוק את הטיפים עם 70% אתנול.
  2. להשרות את הצנרור 70% אתנול, ואז לשטוף את זה עם סטרילי 0.9% NaCl עם הפרין U/mL 100 לפני השימוש. להשאיר את הצנרור מלא כדי להימנע מהחדרה בועות אוויר לתוך המערכת.
  3. לחתוך חתיכה באורך 20-30 ס מ של פוליאתילן (PE) אבובים-50 כדי להפוך צנתר עבור המידה ICP. ודא לאורך צינור קצר ככל האפשר להפחית את הלחץ לשבור.
  4. בנד סטרילי 24G מחט--לצד עד המחט שובר באמצע. חברו את פיסת עם שפוע לקצה הדיסטלי של לאורך צינור PE להכנסה לתוך מנ הפין. הכנס השני כמעט עד ה-hub להתחברות מתמר לחץ. למלא את המערכת heparinized מלוחים (100 U/mL).
  5. כדי להפוך את האלקטרודה מצופה טפלון דו-קוטבי, חוטים לחתוך מיקרומטר 125 שתי כסף כדי באורך שווה. השתמש חתיכה של נייר דבק כדי לצרף את החוטים על קצה השולחן ושרשר אותן יחד. לאחר מכן, לצרף האלקטרודה צלחת שחורה.
  6. עושים חתך קטן לתוך טפלון ולהשתמש מלקחיים מיקרו #5 להתפשט באורך 4-5 מ מ של ציפוי טפלון את קצות האלקטרודות. חתוך את הטיפים עם איזמל להשיג אורך אפילו וליצור ווים על ידי כיפוף את הקצוות סביב קצה להב סכין קהה.
  7. קלטת האלקטרודה עם תום הארכת במקצת מעל קצה הלוח השחור עם ווים כלפי מעלה. מערבבים את דבק סיליקון על צלחת פלסטיק עבור 10 s וגלישת בועה דבק מסביב האלקטרודה 1-2 מ מ הקרס.
  8. לאפשר לו להתייבש במשך כ- 5 דקות לפני השימוש (איור 1). רצועת טפלון של מקטע ארוך יותר בצד השני, כדי לאפשר חיבור ממריץ.
    הערה: עם מחדש עושה הווים בקצה הדיסטלי, האלקטרודה חוזר פעמים רבות.

2. הכנת החיה

  1. לאחר מאלחש את החיה, לגלח את החצי התחתון של הבטן, צוואר, שריר חיץ הנקבים. לשפשף את החיה עם אלכוהול 70% ואחריו povidone יוד שלוש פעמים. מניחים את החולדה על כרית מחוממת כירורגי במצב פרקדן. החל הוטרינר העין משחה, לעבור את ההרדמה לידי קונוס האף עם 2.5% חמצן איזופלוריין ו- 0.8 L/min כנשא.
    הערה: התאם את רמת איזופלוריין וחמצן כדי להשיג רמה סבירה של הרדמה.

3. הכנה presurgical

  1. בצע את ההליך הכירורגי כולו תחת מיקרוסקופ הפעלה: הגדלה ועד 3.15 X 20 X מספיקה. שימוש בכפפות, לשמור על סביבה נקייה במהלך הניתוח. מניחים את החולדה על תלוי.

4. Ischiocavernosus שרירים לנתיחה למדידה של ICP

  1. עם סכין, מספריים ישר ושימוש דומונט #7 מעוקל מלקחיים מיקרו לגרום של 1 ס מ אנכי העור חתך רוחבי 5 מ מ עד האמצע מתחיל ברמה של הבסיס של הפין והארכת כלפי מטה (איור 2 א). השתמש מקלון, הפרד בזהירות את הכביש הצדדי fascia אל שק האשכים (איור 2B). לאחר לנתח fascia, לצרף רטרקטורים, ימשש עם כותנה-טיפ-החלפה כדי למצוא את tuberosity ischial (איור 2C).
  2. לנתח דרך המדיאלי רקמת שומן בנקודה זו עד לשריר ischiocavernosus הוא מדמיין (איור 3 א). השתמש זוג מלקחיים מיקרו מעוקל דומונט #7, longitudinally נפרדות השריר. Albuginea tunica יופיעו כמבנה לבנים בהירים (איור 3B). באמצעות מלקחיים מיקרו מיקרו מספריים, לחשוף את albuginea tunica במידה מספקת כדי לראות כמובן שלה (איור 3C).
  3. לאחר כיול של ההגדרות מערכות, הכנס אבובים דרך העור על חיץ הנקבים, לוודא שהוא אכן פועל במקביל מנ הפין (איור 4). אשאיר את הקו במקום ולשמור את החתך לח עם תמיסת מלח.

5. CN לנתיחה לגירוי

  1. לעשות 2 ס מ נמוך, קו האמצע החתך בבטן דרך העור, שימוש, ראשית, אזמל, ולאחר מכן עם זוג מספריים ישרים וחדים מיקרו. ליצור חתך התאמת דרך fascia לאורך לינאה אלבה, שרירי הרקמה הבסיסית ולחשוף את שלפוחית השתן, בלוטת הערמונית.
  2. השתמש רטרקטורים לקבל חשיפה טובה. השתמש מטליות צמר גפן-טיפ הערמונית להפריד רקמת שומן כדי לקבל הדמיה ברורה של גנגליון האגן הגדולות (MPG) ו- CN, פועל על ההיבט דורסולטרלי של הערמונית (איור 5).
  3. לאחר ויזואליזציה של MPG ו- CN, בזהירות פצעים וחתכים fascia המכסים העצב דיסטלי ל MPG 2-5 מ"מ עם מספריים בזווית מיקרו (איור 6a). עם השימוש של מלקחיים מיקרו #5, להפיץ את הרקמה בכל צד של העצב ותחתיו לשחרר חלק ארוך 4 מ מ (איור 6b) והחלק 9-0 בתפר תחת העצב (איור 6 c).
  4. להעלות את רמת העצב מעט בעזרת התפר (איור 7 א) כדי להקל על השמה של הווים של האלקטרודה דו-קוטבי סביב העצב (איור 7 ב). תן עוזר תערובת דבק סיליקון שני עם קצה אינסולין מחט יבש ס' 5 העצב ולהחיל הדבק על האזור סביב הווים, העצב (איור 7 c, d). לשמור את העצב מוגברות על ידי משיכת מעט האלקטרודה עבור 1 דקות לאפשר את הדבק להתייבש.
  5. הסר את רטרקטורים, למעט רטרקטורים שבצד ימין כדי להימנע מכל מושך או פיתול של האלקטרודה. הרטב את האיברים החשופים עם גזה מלוחים ושכב טבולים תמיסת מלח מעל החתך.

6. חלול הגוף תעלות למדידה של ICP

  1. לשחזר את החזיית albuginea tunica באמצעות רטרקטורים. הקפד לא לצרף את רטרקטורים לשריר ischiocavernosus כמו זה יעוות את מנ.
  2. לצרף את המחט ותורידי את הצנרור עם מלוחים heparinized לפני החדרת אותו לתוך albuginea tunica. שמור את albuginea tunica מתוח, באמצעות מלקחיים מיקרו מעוקל דומונט #7 ביד אחת (הלא-דומיננטי), מחזיק את albuginea tunica ואת שאר השרירים שמעליה דיסטלי עד לנקודה של ההכנסה. . תחזיקי את המחט עם מלקחיים ישר מיקרו ובשניה דומיננטי וודא להציג את זה במקביל עם הקורס של גוף חלול (איור 8).
  3. לדחוף את המחט 5-8 מ מ לתוך הגוף חלול. לשטוף את הצנרור ולחץ על מנ כדי לבדוק את הקו (איור 9). ודא כי ישנם אין דליפות. הדקו את הצנרור אל השולחן עם קלטת כדי למנוע משיכת בשוגג על הקו. הסר את רטרקטורים.

7. גירוי של CN

  1. עם התוכנית הקלטה (למשל, ספייק 2) פועל, ללא הרף להקליט שני תרופתי ומרושעת עורקי הלחץ.
  2. להגדיר את הפרמטרים הבאים ממריץ (למשל, SD9 דשא מכשירים, ראה טבלה של חומרים) לגירוי CN: הנוכחי-mA, תדירות הרץ 16, מתח 3 V, ואת רוחב על גב 5 50 להחיל s של גירוי עם מינימום של 1 דקה של 1.5 לנוח בין stimulations.
    הערה: Stimulations הראשונה בדרך כלל תוצאה של תגובה מופחתת (איור 10).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

השימוש של הפרוטוקול עם ההגדרות המומלצות גירוי, בהרדמה אינהלציה עם איזופלוריין 2.0% חמצן 0.8 L/דקה, צריך לייצר תוצאות כמוצג באיור 11 ואיור12, בו יש מספר גב אל גב stimulations בין 75-80 מ מ כספית. איור 13 מציגה אותה תגובה יציב לאורך 20-מין גירוי עם תגובת יציב-73-77 mm Hg. מבחן הקו למדידה של ICP באמצעות שטיפה הצינור וטפיחות על מנ (איור 9). התגובה המהירה חזרה לקו הוא סימ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

המטרה העיקרית של מחקר זה היה לתיאור טכניקה כירורגית פשוטה של תעלות הפין מנ להקלטה של ICP ובידוד של CN עבור electrostimulation. הצגנו שינויים הקרע של גוף חלול כדי לפשט את הניתוח לשחזור הקלטות של העלייה של ICP לספק גירוי CN. עם חתך אנכי העור 1 ס מ, לרוחב לבסיס של הפין, באמצעות את tuberosity ischial מוחשי כמו הדרכה, השגנו חשיפה טובה של השריר ואת tunica albuginea ischiocavernosus. ההליך זה מהיר יותר (מתחת לגיל 15 דקות) מאלה המתוארים בספרות וגורם רקמות מינימלי הפרעה2,3

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים אין לחשוף.

תודות

המחברים לא תודות לך

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מלקחיים של Adsonכלי מדע עדין11006-12
Dumont #7 מלקחייםכלי מדע עדין11271-30
Dumont #5 מלקחייםכלי מדע עדין11273-20
ToughCut מספריים מאיוכלי מדע עדין14110-15
מספריים מיניאטוריים של Vannas אביבכלי מדע עדין15006-09
Ultra Fine HemostatFine ScienceTool 13020-12
Crile HemostatFine Science Tool13004-14
Kwik-Sil AdhesiveWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
חוט כסף מצופה טפלון 0.125 מ"מWorld Precision InstrumentsAGT0510
מחזירי חוטים אלסטייםבהתאמה אישית
להב אזמלFine Science Tool10023-00
PE-50 צינורותWarner Instruments64-0753
23 גרם מחטKruuse121272
SD-9 ממריץ דופק מרובעSomatco1077/183
מתמר לחץ דם וכבלWorld Precision InstrumentsBLPR2
Raucotupf אפליקטורים עם קצה כותנהLohmann-Raucher11966
מקלות עיניים Pro-ophtaLohmann-Raucher16515
NaCl 0,9% 100 מ"לבית מרקחת
Heparinבית מרקחת
25 מ"ל מזרקהחולים
משחת עיניים וטרינרית - Viscotearsבית מרקחת מקומי
חוטי כסף Science Products GmbH, היידלברג, גרמניה
דבק סיליקון קוויק-סיל, מכשירי דיוק עולמיים, סרסוטה, פלורידה, ארה"ב
מקומימקומי בית האוניברסיטאי אודנסה

מקורות

  1. Eckhard, C. Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).
  2. Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
  3. Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
  4. Martinez-Pineiro, L., et al. Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters. Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).
  5. Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).
  6. Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).
  7. Yamashita, S., et al. Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model. Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).
  8. Burnett, A. L., et al. GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).
  9. Lin, H., et al. Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury. J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).
  10. Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. Animal models of erectile dysfunction. J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).
  11. Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
  12. Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article. J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).
  13. Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
  14. Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).
  15. Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים