פרוטוקול פשוט יעילות גבוהה לבידוד איון הלבלב של עכברים

סיכום

זה פרוטוקול בידוד של איון תיאר תוואי הרומן של הזרקה הקולגן כדי לעכל את רקמת אקסוקרינית הליך מעבר הדרגתי פשוטה כדי לטהר את איונים מעכברים. זה כרוך בעיכול אנזימטי, הפרדת הדרגתי/טיהור, ואיסוף ביד איון. בידוד מוצלח יכול להניב 250 – 350 באיכות גבוהה, באופן מלא של איונים לכל עכבר.

תקציר

איולי הלבלב, הנקרא גם איי לנגרהנס, הם אשכול של תאים אנדוקריניים המייצרת הורמונים עבור רגולציה של גלוקוז ופונקציות ביולוגיות חשובות אחרות. איונים בעיקר מורכב מחמישה סוגים של הורמון הפרשת תאים: α תאים להפריש glucagon, תאים β להפריש אינסולין, δ תאים להפריש סוסטטין, ε תאים להפריש ghrelin, ו PP תאים להפריש polypeptide הלבלב. 60 עד 80% התאים באיים הם β תאים, שהם אוכלוסיית התאים החשובים ביותר ללמוד הפרשת אינסולין. איי הלבלב הם מערכת מודל חיונית כדי ללמוד לשעבר הפרשת אינסולין vivo. הקניית איים באיכות גבוהה היא בעלת חשיבות רבה לחקר הסוכרת. רוב הליכי בידוד של איון דורשים מבחינה טכנית קשה לגשת לאתר של הזרקת קולגן, הליכי עיכול קשים ומורכבים, ושלבי הדרגתי דחיסות מרובים. נייר זה כולל פשוט תשואה גבוהה העכבר איון בידוד שיטה עם תיאורים מפורטים והפגנות מציאותי, מראה את הצעדים הבאים ספציפיים: 1) הזרקה של הקולגן בתוך ampulla של vater, אזור קטן הצטרפות תעלת הלבלב ו צינור המרה המשותף, 2) העיכול אנזימטי והפרדה מכנית של הלבלב אקסוקרינית ו 3) צעד אחד טיהור הדרגתי. היתרונות של שיטה זו הם הזרקה של אנזים העיכול באמצעות ampulla נגיש יותר של Vater, העיכול מלאה יותר באמצעות שילוב של גישות אנזימטיות ומכני, ופשוט צעד טיהור יחיד הדרגתי. פרוטוקול זה מייצר כ-250-350 איים לכל עכבר; ו איונים מתאימים למחקרים שונים vivo ex. האזהרות האפשריות של הליך זה עלולות להינזק איונים בגלל עיכול אנזימטי ו/או דגירה ממושכת של הדרגתי, אשר כולם יכולים להימנע במידה רבה על ידי הצדקת מודעות לזמן הדגירה.

מבוא

ישנן שתי שיטות נפוצות בספרות עבור בידוד איון הלבלב. האדם דורש לנצל את הלבלב ולהכניס אותו לחתיכות קטנות באמצעות מספריים כירורגיים, ולאחר מכן לעכל אותו בתמיסה הקולגן^1,2,3. עוד שיטה מדויקת יותר היא להשתמש ברשת של צינורות הנמצאים בלבלב כדי להחדיר אנזים העיכול. האתרים הבאים שימשו עבור הזרקת אנזים העיכול: הצומת של צינור המרה פיברוזיס, המרה לתוך צינור המרה המשותף, או צינור מרה משותף עצמו^1,4,5. ידוע כי איונים אינם מופצים באופן שווה בלבלב; אזור הטחול מכיל את מרבית האיים⁶. בעוד השיטה השנייה באמצעות נתיבי אנטומי לספק אנזימי העיכול מאפשר להשלים מלאה יותר של הלבלב, כולל האזור הטחול, הליך זה דורש לעתים קרובות לולאה או מעבר ampulla של Vater כי הוא מבחינה טכנית מאתגר. מבחינת הטיהור של איון, מעברי צפיפות מרובים, כמו גם שפכים סלולריים והנסיגה המגנטית שימשו כדי לטהר את איונים^3,7. הניצול של מעברי הצבע האלה יכול לגזול זמן ומעברי הצבע של פיקדול עלולים לגרום לנזק רעיל של איונים⁸.

הפרוטוקול הנוכחי בנוי על השיטה המתוארת על ידי Li et al.⁷, עם שינויים נוספים שנוספו על בסיס החוויה של עצמנו ואחרים^1,4. הצעדים הקריטיים ביותר של הפרוטוקול שלנו הם לסדר את צינור המרה המשותף ליד סוף הכבד, הזרקת הקוליואז P דרך ampulla של Vater לעכל את רקמת אקסוקרינית, ולאחר מכן באמצעות אמבט מים לרעוד כדי לזרז את העיכול מכנית^{1, 4,7}. לאחר מכן, הפתרון ' STOP ' מיושם על מנת לעכב את העיכול של איונים; HBSS משמש כדי לשטוף את שאר הקולגן בתמיסה ו STOP פתרון. כאשר שימש השיטה לטיהור האיים האנושיים, התשואה דווחה כפליים מהאיונים בעלי יכולת תפקודית גדולה יותר (למשל, הפרשת אינסולין) לעומת השימוש במעברי הצבע של חלחול⁹. עם זאת, מחקרים חקרו את השימוש בהדרגה בעקבות ההשפעה הרעילה שלה על איונים^1,10. זה דווח כי הדרגתי Histopaque מספק קינטיקה טיהור אופטימלי עבור בידוד איון העכבר, אשר מייצרת תשואה טובה של איונים באיכות גבוהה עם צעדים פשוטים יותר ועלות נמוכה¹. בפרוטוקול שלנו, Histopaque-1077 משמש לטיהור איונים משאר רקמות שיורית^8,11. איונים שנקטפו יכול להיות תרבותי בRPMI מלאה-1640 מדיה, או מנוצל ישירות ב-RNA/חלבון כימות.

הפרוטוקול שלנו, באמצעות שילוב של העיכול הקולגן P וצעד טיהור יחיד מעבר צבע, הוא פשוט יותר מאשר פרוטוקולים שפורסמו אחרים. השיטה שלנו לא דורשת הליכים כירורגיים תובעניים ויש לו רק כמה צעדים פשוטים. חשוב מכך, פרוטוקול זה מייצר בעקביות תשואה טובה של איונים פונקציונליים באיכות גבוהה (250-350/עכבר) כפי שדווחו¹².

פרוטוקול

כל השיטות המתוארות כאן אושרו על-ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים ולשימוש (ACUC) של אוניברסיטת טקסס A & M. הכלים המנתחים צריכים מוצגים באיור 1 והתרשים הסכמטי של השגרה מוצג באיור 2.

1. פתרונות

1. להכין את הפתרון מאוזנת מלח של האנק (HBSS) על ידי הוספת 100 mL של 10X HBSS (מהמלאי) כדי 900 מ ל של מים מזוקקים לעשות 1 L HBSS (1X).
2. הכנת פתרון STOP (חייב להיות טרי ויש להשתמש בו בתוך 1 h) על ידי הוספת 50 mL של סרום העוברי 100X (FBS) כדי 450 mL של קרח קר 1X HBSS; זה הופך את הפתרון 500 mL להפסיק. שמור על פתרון ה-STOP ב-4 ° c.
3. הכנת קולגן הפתרון P (חייב להיות טרי בתוך 1 h של להיות בשימוש) על ידי הוספת 1 מ"ג/mL של הקולגנראז P כדי קרח קר 1X HBSS; להשתמש 6 מ ל/עכבר.
   1. להוסיף 0.05% (w/v) סרום שור אלבומין (BSA) כדי לפתור את הפתרון הקולגן (זה מספק חומרים מזינים את איונים מבודדים). לדוגמה, השתמש ב-3 מ"ג BSA ב 6 מ ל בתמיסה P. לשמור על קרח
   2. לחשב ולהכין את כמות הקולגנאז P הדרושים עבור כל העכברים בצינור 1 50 mL.
4. להכין להשלים RPMI 1640 בינוני על ידי הוספת 10% fbs, 100 U/mL פניצילין, 100 μg/mL סטרפטומיצין, INS-1 מוסף תא (10 מ"מ hepes, 2 מ"מ L-גלוטמין, 1 mm נתרן פירובט, ו 0.05 mm 2-mercaptoethanol) כדי 500 mL RPMI 1640 מדיה המכילה את הגלוקוז של 5.5 mm ל לתרבות הלילה ולדגירה.

2. הכנה

1. מילוי 3 50 mL של 25 מ"ל RNase פתרון מעכב, 70% אתנול או מזוקק H₂O. פתרונות אלה ישמשו לניקוי כלי ניתוח לפני ובמהלך ההליך.
2. משרים את קצות הכלים בפתרון מעכב RNase למשך 30 דקות לפני התחלת הפרוטוקול; פעולה זו מבטלת את כל RNase פוטנציאלי על הכלים.
3. רפידות ספיגה מראש כדי 6 ב x 6 בגודל לשימוש במהלך הניתוח.
4. הכינו פתרון HBSS של 1X מראש ואחסן ב-4 ° c. הכינו את פתרון העצירה לפני הניתוח. חנות ב -4 ° c.
5. הכינו את התמיסה באופן מיידי לפני הניתוח והחנות על הקרח.
   הערה: יש להשתמש בפעולה זו בתוך 2 שעות של הכנה.
6. לייבל 50 mL לעיכול ולטיהור; להכין 2 צינורות עבור כל עכבר, אחד לעיכול והשני עבור טיהור איון. ודא שמזהה בעל החיים ממוקם על שני הצינורות.
7. הוסף 3 מ ל של התמיסה הקולגן P לתוך הצינור הראשון 50 mL. הנותרים 3 מ ל של הקוליוראז P הוזרק.
8. לצייר את הנותרים 3 mL של הפתרון הקולגן לתוך מזרק ל 3 מ ל רכוב עם 30 G 1/2 במחט. . הנח את המזרק על הקרח

3. נוהל

1. הסר את כל הכלים מ RNase פתרון מעכב, ולאחר מכן לטבול אותם הראשון בצינור עם 70% אתנול, ואז בצינור המכיל H₂O מזוקקים, ואז האוויר יבש על מגבת נייר נקי.
2. מניחים את העכבר בחדר המכיל 0.5 mL של isofרדימים ane עד העכבר הוא עמוק.
3. להסיר את העכבר מתא ולבדוק את מצב ההרדמה על ידי צובט משטח כף רגל עם מלקחיים. ההרדמה עמוקה מבוססת על ההתבוננות כי הנשימה הופכת איטית בהתמדה ועכבר הוא בלתי מגיב לצביטה ברגל. לאחר אישור כי העכבר הוא עמוק רדימים, המתת החסד העכבר עם נקע בצוואר הרחם, ולאחר מכן למקם את העכבר על הלוח סופג.
   1. מניחים את העכבר רדימים על הבטן, הפעלת לחץ על הצוואר לפירוק עמוד השדרה מהמוח על ידי משיכת הזנב.
4. להקליט את הגפיים של העכבר במיקום פרקדן אל הלוח סופג, לרסס את הגוף עם 70% אתנול, ולנגב עודף אתנול עודף.
5. השתמש כיסוי מלקחיים זכוכית מספריים כירורגית מעוקל כדי ליצור חתכים. ראשית לעשות חתך אופקי על העור של אזור הבטן (~ 3 ס מ), למשוך את העור פתוח לרווחה כדי לחשוף את קיר הבטן. ואז לעשות חתך אנכי (~ 3 – 4 ס מ) על צפק הבטן כדי לחשוף במלואו את הלבלב בחלל הבטן (איור 3).
6. לדחוף את האונות של הכבד מראש כדי לחשוף את צינור המרה, זה יופיע כצינור ורוד חיוור (איור 3).
7. הזיזו בזהירות את המעיים מאזור המותניים/אילאק הימני של חלל הבטן ימינה, תוך חשיפת צינור המרה ועורק הכבד (איור 3).
8. בזהירות להדק את צינור המרה המשותף באמצעות שוורץ מיקרו סרזקק (איור 1) קרוב לכבד ככל האפשר.
9. זיהוי ampulla של Vater, אשר ממוקם ב papdenal התריסריון, נוצר על ידי האיחוד של צינור הלבלב ואת צינור המרה המשותף. Ampulla של Vater נראה נפוח כאשר מוצג תחת מיקרוסקופ לנתיחה שהוא נקודת הכניסה לצינור המרה המשותף (איור 4).
   הערה: התאמת העוצמה/זווית האור של מיקרוסקופ החיתוך יכולה להקל על האיתור.
10. הכנס את המזרק עם 3 מ ל של פתרון הקולגן של התמיסה לתוך ampulla של Vater. לדחוף את המחט לתוך תעלת האוורור על 1/4 של אורך צינור המרה המשותף (ampulla מוביל צינור האוורור) כפי שמוצג באיור 5.
11. לאחר המחט היא בתוך ampulla, לוודא כי הכיוון של המחט הוא כזה שהוא מקביל עם צינור.
12. ייצוב המחט על ידי הדפון עם מלקחיים מיקרו Adson כדי למנוע את הצינור (איור 5).
13. לאט ובהתמדה להזריק 3 מ ל של פתרון הקולגן בתמיסה מן המזרק לתוך צינור המרה המשותף (מספיק כדי להרגיש התנגדות) כפי שמוצג באיור 6. המטרה היא ליצור לחץ על הזרימה האחורית כדי לאלץ את הקולגנאז להיכנס תעלת הלבלב. ההזרקה נחשבת מוצלחת אם הראש, הצוואר, הגוף והזנב של הלבלב הם מנופחים לחלוטין.
    הערה: יבול האיון יהיה נמוך אם הלבלב אינו מנופח לגמרי, או האזור הטחול אינו מנופח לגמרי. אזור הטחול מכיל את המספר הגבוה ביותר של איונים⁶. האינפלציה יכולה להיות מאושרת על ידי המראה של חללים פתוחים בין רקמת הלבלב כי הם מלאים פתרון.
14. בזהירות לנתח את הלבלב מנופח ולמקם אותו בצינור העיכול 50 mL המכיל 3 מ ל של הקרח קר הקולגן הפתרון P.
    1. הסר את הלבלב באמצעות 2 מלקחיים (מעוקל ו מיקרו Adson; ראה איור 1): (החל מן הטחול, למשוך את הלבלב הרחק הטחול ולהמשיך להסיר מן הקיבה ולאורך התריסריון.
       הערה: אין צורך בחתכים.
    2. קוצצים הלבלב עבור 3 – 5 s בצינור העיכול עם 3 מ ל של קרח קר הקולגן התמיסה הפתרון באמצעות מספריים כירורגי משובח (איור 7A).
15. אבטחו את הצינורית לארון תקשורת ב37 המים של ° c ונענעי במהירות של 100 – 120 סל ד במשך כ -12 – 13 דקות.
16. לאחר הדגירה, בעדינות לנער את הצינורות ביד כדי לשבש את הרקמה עד הקולגן בתמיסה העיכול P הופך הומוגנית (איור 7B). הומוגניות מאושרת על-ידי המראה הדומה לחול של חלקיקים עדינים של הלבלב. כ -30 ס מ עדין מספיק. החזיקו את השפופרת עד לאור כדי לבדוק אם הרקמה הינה הומוגניים היטב; ללחוץ על עוד ~ 15 s אם יש צורך.
17. לאחר מתעכל, מיד למקם את הצינורות על הקרח ולהוסיף 40 mL של תמיסת קרח קר להפסיק לסיים את העיכול אנזימטי.
    הערה: בשלב זה צינורות העיכול יכול להיות שמאל על הקרח עד 2 h, אם עובד על עכברים מרובים.
18. צנטריפוגה את הצינור בצנטריפוגה מנופף דלי ב 300 x g עבור 30 s (הטמפרטורה של צנטריפוגה היא גמישה).
    הערה: השתמש צנטריפוגה דלי מנופף כך את הגלולה הרקמה נוצרת בתחתית שפופרת 50 mL ולא על הקיר של הצינור; זה קריטי לתשואה טובה יותר של איון.
19. Decant ולחזור על הצנטריפוגה עם פתרון STOP 2 פעמים יותר, בקבוקי את הפתרון לאחר כל ספין. השתמש ב -20 מ ל של פתרון STOP עבור כל שטיפת הבאים.
    1. לפני כל ספין, לשבש את הגלולה על ידי טלטול בעדינות את הגלולה בצינור 50 mL ב 20 mL להפסיק פתרון.
20. מחדש להשעות את הגלולה הרקמה עם 40 mL של HBSS קר קרח ו צנטריפוגה ב 300 x g עבור 30 s.
21. Decant ולחזור על הצנטריפוגה באמצעות צנטריפוגה דלי מנופף עם פתרון HBSS פעמיים יותר, בקבוקי את הפתרון לאחר כל ספין. השתמש ב-20 מ ל של HBSS עבור כל כביסה.
    1. לפני כל ספין, לשבש את הגלולה, כדי לנתק אותו מהחלק התחתון של הצינור על ידי לטלטל בעדינות את הצינור המכיל 20 mL HBSS פתרון.
22. לאחר הצנטריפוגה האחרון להסיר את כל HBSS.
23. ואז להוסיף 5 מ ל של צפיפות טמפרטורת החדר הדרגתי לצינור 50 mL המכיל את הגלולה. מערבולת בקצרה במהירות נמוכה עד הומוגניים.
24. הוסיפו עוד 5 מ ל של צפיפות טמפרטורת החדר מעבר לצינור 50 mL. אל תעשה מערבולת/מיקס.
    הערה: קריטי להישאר יציב ועדיין כדי לאפשר מעבר צבע טוב יותר לטופס ללא הפרעה.
25. פיפטה 10 מ ל של טמפרטורת החדר HBSS מאגר לתוך הצינור (המכיל את הדרגתי צפיפות), ירידה באמצעות ירידה בעדינות ובאיטיות כדי לאפשר הדרגתי לטופס. השתמש באקדח הפיפטה עם הפיפטה 10 מ"ל כדי להוסיף HBSS dropwise.
26. באמצעות צנטריפוגה מנופף בדלי, שפופרות ספין ב 1700 x g עבור 15 דקות. הקפד לשנות את המהירות של הן האצה/האטה להגדרה הנמוכה ביותר כדי לשמור על מעבר הצבע (איור 7c).
27. לאחר הספין, בזהירות להסיר את הצינורות מבלי להפריע את מעבר הצבע. באמצעות אקדח הצינורות מראש עם HBSS קר (הצינור HBSS למעלה ולמטה), פיפטה את השכבה של איונים (5-10 mL) נוצר בין הדרגתי צפיפות HBSS לתוך הצינור החדש 50 mL איון האוסף.
    הערה: מומלץ להרטיב את הפיפטה עם HBSS הקר לפני שהוא מלטף את האיים כדי למנוע מהאיים לדבוק בקירות הפנימיים של הפיפטה.
    1. במקרה ההפרדה אינה מלאה, איונים יהיה גלוי בשכבה מעבר הצפיפות, פיפטה את כל 10 מ ל של הצפיפות הדרגתי (השכבה התחתונה) יחד עם שכבת איון שנוצר בממשק (רק לעזוב על 8-10 מ ל של השכבה העליונה HBSS מאחורי).
       הערה: איסוף הן שכבת איון ואת מעבר הצבע שכבת הצפיפות (השכבה התחתונה) יכול לגרום לאוסף של פסולת אשר עשוי להאריך את זמן הקטיף איון, אך לא לשנות שלבים אחרים. איסוף שתי שכבות אלה אינו הכרחי כאשר שכבת איון היא בנויה היטב.
28. הוסף 20 מ ל של קרח קר HBSS לצינור חדש 50 mL המכיל איונים, אז צנטריפוגה ב 350 x g עבור 3 דקות ב צנטריפוגה מנופף דלי.
29. לאחר הספין, פיפטה בזהירות (לא decant) החוצה supernatant (לעזוב את ~ 3 מ ל בתחתית) מבלי להפריע את הגלולה המכילה את איונים בתחתית. . מחק את הסופרנטאנט
30. חזרו על הכביסה והתפרידו לפחות 3 פעמים. הוסף 20 מ ל של HBSS בכל פעם, ולהיות בטוח להשעות את הגלולה לפני כל ספין.
31. חמם את RPMI-1640 בקבוק מדיה מלא באמבט מים ב 37 ° c לפני השימוש. לאחר הצנטריפוגה האחרון, להסיר את כל HBSS ולהוסיף 4 מ ל של הוכנו בעבר RPMI-1640 מדיה (המכיל FBS, INS-1 מוסף תא פניצילין/סטרפטומיצין) אל הגלולה.
32. להוציא את הגלולה על ידי מתערבל בעדינות את הצינור ומיד לשפוך את RPMI-1640 מדיה לתוך צלחת פטרי 100 מ"מ. הוסף עוד 5 מ ל של RPMI-1640 מדיה לצינור ומערבולת בעדינות כדי לשטוף את כל האיים הנותרים, אז גם לשפוך את המדיה לתוך אותה צלחת פטרי.
    1. תחת מיקרוסקופ לנתיחה, לקטוף איונים בריאים מן צלחת פטרי באמצעות הצינורות 20 μL, ולשים אותם בצלחת פטרי חדשה המכילה 10 מ ל RPMI 1640 מלאה מדיה. כאשר מתבוננים תחת מיקרוסקופ לנתיחה, איונים צריכים להופיע בצבע כדורי/מלבני וחום זהוב עם משטח חלק לעומת הרקמה השקופה באופן יחסי, ווירגל אקסוקרינית.
       הערה: הגדלה של מיקרוסקופ הניתוח מוגדרת בדרך כלל בשעה 12.5 – 16x. תשואה איון ישתנה בהתאם לגורמים שונים כולל זן, גיל ומין של העכבר. פרוטוקול זה בדרך כלל מניב 250 – 350 איונים בריאים מן העכבר C57BL/6J גיל 4 – 10 חודשים.
33. מודחלת האיים בחממה סטרילית ב 37 ° c עם 5% CO₂ אינפוזיה ו 95% מחולל אוויר לילה לניסויים למחרת, או להקפיא את איונים לניתוח הרצוי במועד מאוחר יותר.
    1. ברגע שהאיים קפואים, לא ניתן להשתמש בהם לפרשת הפרשה, רק RNA או קוונפיקציה של חלבון. כדי לאסוף את התאים כדי להקפיא, למקם אותם במאגר HBSS, לאסוף את כל איונים ב 200 – 500 μL של מאגר, העברה לצינור 1.5 mL, צנטריפוגה 350 x g עבור 1 – 2 דקות, להסיר את הסופרנטנט עוזב לא יותר מ 30-40 מענה μl, מקום ב-20 ° c עבור אחסון כמה ימים) או-80 ° c לאחסון ארוך טווח.

תוצאות

השלמת נאותה של הליך זה דורשת הבנה מסוימת של אנטומיה של העכבר בחלל הבטן. זה מאפשר זיהוי הנכון של ampulla של Vater ולסדר את צינור המרה המשותף. ההליך כולו בדרך כלל לוקח 1 – 2 h. זה יעיל יותר לבודד איונים מ 4-6 עכברים באותו זמן, כך כמה דגימות יכול להיות centrifuged יחד. הזמן עבור הקטיף איון משתנה, בהתאם למספר איונים ויעילות העיכול; זה יכול לקחת בערך שעה כדי לאסוף 250 – 350 איונים מ 1 עכבר.

במאמר זה, מספר תמונות מציאותיות מאוד כלולים: איור 3 מראה את חלל הבטן של העכבר, ...

דיון

פרוטוקול זה כולל קולגן הפרזיה ועיכול, ואחריו טיהור של איונים. הצעדים הקריטיים ביותר של פרוטוקול זה הם הזרקה יעילה זלוף השלם של הלבלב^1,4,7. שיטת המסירה של פרוטוקול זה מאפשרת לאנזים לחצות את המסלולים האנטומיים כדי לעכל טוב יותר את רקמת אקסוקרינית המקיפים את איונים¹. בנוסף, טכניקה זו מתאימה היטב לעיכול מוחלט של אזור הטחול, אשר הריכוז הגבוה ביותר של איונים^4,

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה

שם	חברה	מספר קטלוג	הערות
מזרק 3 מ"ל	BD	309657	Hoding קולגנאז P
Coverglass מלקחיים	VWR	82027-396	החזקת עור העכבר כדי לסייע בהליך החתך
מלקחיים מעוקלים	סיגמא-אולדריץ'	Z168696	החזקת רקמות במהלך הסרת הלבלב
איזופלורן	פיראמל	B13B16A	להרדמת עכברים לפני ניתוח
100 מ"מ צלחות פטרי	VWR	30-2041	משמש לתרבית איים
30 G. ½ מחט אינץ'	BD	305106	לחדירת אמפולה של וטר כדי לספק קולגנאז P - מדד זה משמש מכיוון שהוא מתאים היטב לרוב ה- CBDs
צינור 50 מ"ל	VWR	89039-658	מחזיק רקמת לבלב מעוכלת, קולגנאז P ואיים מטוהרים
רפידות סופגות עם מחסום לחות עמיד למים	VWR	82020-845	כדי לספוג דם מתהליכים סיורגיים
צנטריפוגה 5810R עם דלי נדנדה ויכולת האטה	Eppendorf	5811FJ478114	השתמש ברקמות גלולה, גלולה נוצרת בתחתית הצינור החרוטי - יש צורך בצנטריפוגה של דלי נדנדה. כמו כן, תכונת ההאטה חשובה ליצירת שכבות השיפוע.
קולגנאז P- 1g	Roche Diagnostics	11249002001	לעיכול לבלב אקסוקריני
מספריים כירורגיות מעוקלות	Fisher-Scientific	13-804-21	לחיתוך בטן עכבר פתוחה
מיקרוסקופ דיסקציה	אולימפוס	SZX16	משמש לזיהוי מבנים אנטומיים מרכזיים להעברת קולגנאז במדויק ללבלב
תמיסת המלח המאוזנת של האנק 10x	Corning	20-023-CV	תאי כביסה
Histopaque-1077	Sigma	RNBF5100	להיווצרות שיפוע
מקור אור	לידס	LR92240	שיפור הנראות של המיקרוסקופ
RNaseZap	Fisher-Scientific	AM9780	להסרת RNase
RPMI-1640 Media w/o L-Glutamine	Corning	15-040-CV	איי תרבות
שוורץ מיקרו סרפינס (מהדק מיקרו-וסקולרי)	כלים מדעיים עדינים	18052-01	הידוק צינור מרה משותף ועורק
רועד אמבט מים	Boekel/Grant	8R0534008	חשוב לעיכול מכני של רקמה אקסוקרינית
מספריים כירורגיות קטנות	VWR	82027-578	רקמת Cuttitng שהתחברה ללבלב