הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

מודל פשוט להשתלת מסתם לב הטרוטופי במכרסמים

2.3K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/62948

⸱

21 בספטמבר 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical University of South Carolina

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מתאר שיטה פשוטה ויעילה להשתלת עלוני מסתם אבי העורקים מתחת לכמוסה הכליתית כדי לאפשר מחקר של אלוראקטיביות של מסתמי הלב.

תקציר

יש צורך קליני דחוף בתחליפי מסתמי לב שיכולים לגדול אצל ילדים. השתלת מסתם הלב מוצעת כסוג חדש של השתלה עם פוטנציאל לספק מסתמי לב עמידים המסוגלים לצמיחה סומטית ללא צורך בנוגדי קרישה. עם זאת, האימונוביולוגיה של השתלות מסתמי לב עדיין לא נחקרה, מה שמדגיש את הצורך במודלים של בעלי חיים כדי לחקור סוג חדש זה של השתלה. מודלים קודמים של חולדות להשתלת מסתם אבי העורקים ההטרוטופי באבי העורקים הבטני תוארו, אם כי הם מאתגרים מבחינה טכנית ויקרים. כדי להתמודד עם אתגר זה, פותח מודל השתלה תת-קפסולרית של הכליה במכרסמים כשיטה מעשית ופשוטה יותר לחקר אימונוביולוגיה של השתלת מסתמי לב. במודל זה, עלון שסתום אבי העורקים יחיד נקטף ומוכנס לחלל התת-קפסולרי הכלייתי. הכליה נגישה בקלות, והרקמה המושתלת מוכלת היטב בחלל תת-קפסולרי שהוא כלי דם היטב ויכול להכיל מגוון גדלי רקמות. יתר על כן, מכיוון שחולדה בודדת יכולה לספק שלושה עלוני אבי העורקים של התורם וכליה אחת יכולה לספק מספר אתרים לרקמות מושתלות, פחות חולדות נדרשות למחקר נתון. כאן מתוארת טכניקת ההשתלה, המספקת צעד משמעותי קדימה בחקר אימונולוגיה של השתלת מסתמי לב.

מבוא

מומי לב מולדים הם הנכות המולדת הנפוצה ביותר בבני אדם, המשפיעים על 7 מתוך 1,000 ילדים שנולדו חיים בכל שנה1. בניגוד לחולים מבוגרים בהם מושתלים באופן שגרתי מסתמים מכניים וביו-פרוסטטיים שונים, למטופלים בילדים אין כיום אפשרויות טובות להחלפת מסתם. לשתלים קונבנציונליים אלה אין פוטנציאל לגדול אצל ילדים מושתלים. כתוצאה מכך, ניתוחים חוזרים חולניים נדרשים כדי להחליף את שתלי מסתם הלב בגרסאות גדולות יותר ברצף ככל שהילדים גדלים, כאשר ילדים מושפעים נזקקים לעתים קרובות לעד חמישה ניתוחי לב פתוח או יותר במהלך חייהם 2,3. מחקרים הראו כי החופש מהתערבות או ממוות דל באופן משמעותי בתינוקות מאשר בילדים גדולים יותר, כאשר 60% מהתינוקות עם מסתמי לב תותבים עומדים בפני ניתוח חוזר או מוות תוך 3 שנים מהניתוח הראשוני שלהם4. לכן, יש צורך דחוף לספק מסתם לב שיכול לגדול ולשמור על תפקוד בחולי ילדים.

במשך עשרות שנים, ניסיונות לספק תחליפי מסתמי לב הולכים וגדלים התרכזו בהנדסת רקמות ובתאי גזע. עם זאת, הניסיונות לתרגם מסתמים אלה למרפאה לא צלחו עד כה 5,6,7,7,8. כדי להתמודד עם זה, השתלת מסתם לב מוצעת כפעולה יצירתית יותר למתן תחליפי מסתמי לב הולכים וגדלים בעלי יכולת לתקן את עצמם ולהימנע מתרומבוגנזה. במקום להשתיל את כל הלב, רק מסתם הלב מושתל ואז יגדל עם הילד המושתל, בדומה להשתלת לב קונבנציונלית או לחתימה ריאתית של רוס 9,10,11. לאחר הניתוח, ילדים מושתלים יקבלו דיכוי חיסוני עד שניתן יהיה להחליף את המסתם המושתל בתותבת מכנית בגודל מבוגר כאשר צמיחת המסתם אינה נדרשת עוד. עם זאת, הביולוגיה של ההשתלות של השתלות מסתמי הלב נותרה ללא בדיקה. לכן, יש צורך במודלים של בעלי חיים כדי לחקור סוג חדש זה של השתלה.

מספר מודלים של חולדות תוארו בעבר להשתלה הטרוטופית של המסתם אבי העורקים לתוך אבי העורקים הבטני12,13,14,15,16,17,18. עם זאת, מודלים אלה הם מסובכים מאוד, ולעתים קרובות דורשים מנתחים מיומנים לנתח בהצלחה. בנוסף, הם יקרים וגוזלים זמןרב 19. מודל חדש של חולדות פותח כדי ליצור מודל חייתי פשוט יותר לחקר האימונוביולוגיה של השתלות מסתמי לב. עלוני מסתם אבי העורקים הבודדים נכרתים ומוכנסים לחלל התת-קפסולרי הכלייתי. הכליה מתאימה במיוחד לחקר דחיית ההשתלה מכיוון שהיא מאוד וסקולרית עם גישה לתאי חיסון במחזור20,21. בעוד שכמה אחרים השתמשו במודל תת-קפסולרי כלייתי כדי לחקור את הביולוגיה של ההשתלות של השתלות אלוגרפט אחרות כגון לבלב, כבד, כליה וקרנית 22,23,24,25,26,27, זהו התיאור הראשון של השתלת רקמת לב במצב זה. כאן מתוארת טכניקת ההשתלה, המספקת צעד משמעותי קדימה בחקר אימונולוגיה של השתלת מסתמי לב.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

המחקר אושר על ידי הוועדה לחקר בעלי חיים בעקבות המדריך הלאומי של המכונים הלאומיים לבריאות לטיפול בחיות מעבדה ולשימוש בהן.

1. מידע על מודל החיה (חולדות)

  1. השתמש במיקרוסקופ ניתוח (ראה טבלת חומרים) עם הגדלה של עד פי 20 עבור כל ההליכים הכירורגיים.
  2. השתמש בזנים סינגניים (כגון לואיס-לואיס) או אלוגניים (כגון לואיס-בראון נורבגיה) עבור ההשתלות לפי הצורך לניסוי.
  3. השתמש בחולדות בגיל בין 5-7 שבועות ומשקל גוף של 100-200 גרם המתאימים לשאלת הניסוי.

2. הסרת פרווה, הכנת העור והרדמה

  1. בצע את כל הפעולות בתנאים סטריליים.
    הערה: הצעד מבוצע בחלל כירורגי ייעודי ובתנאים סטריליים.
  2. מכניסים את החולדות לתא אינדוקציה להרדמה וגורמים להרדמה עם 5% איזופלורן בחמצן. יש לשמור על הרדמה עם 3.5% איזופלורן בחמצן לאורך כל ההליך.
  3. לצורך ניתוח התורם, יש להסיר את פרוות החולדה מהטבור אל חריץ החזה באמצעות קוצץ פרווה. עבור הניתוח המקבל, מקצצים את השיער מעל שדה הניתוח בקו בית השחי האחורי מהצלעות לאגן. לאחר מכן, להכין את העור עם חיטוי כירורגי.
  4. קבל מישור כירורגי של הרדמה לפני תחילת ההליך. לאשר עומק נאות של הרדמה על ידי דחיסה חזקה של בהונות החולדה עם מלקחיים. אם החולדה נסוגה מכאבים, תעבירו את חומר ההרדמה לפי הצורך.
  5. לפקח על קצב הנשימה ואת עומק ההרדמה באופן קליני לאורך ההליך; רמת האיזופלורן מותאמת לפי הצורך כדי לשמור על קצב נשימה של 55-65 נשימות לדקה.

3. פעולת התורם

  1. להכין ולהרדים את החולדה כאמור בשלב 2. מכניסים את העור מהחריץ ה-xiphoid לחריץ החזה באמצעות מספריים מנתחים. בצע כריתת עצם על ידי חיתוך הצלעות מכל צד לרוחב עצם החזה עד להשגת גישה אופטימלית ללב.
  2. הפרין את החולדה עם זריקה של 100 U/100 גרם לאטריום השמאלי.
  3. להקריב את התורם באמצעות אקסנגווינציה.
  4. לבלות את התימוס כדי לשפר את ההדמיה של הכלים הגדולים. לאחר מכן, הסר את גוש הלב עם אבי העורקים העולה עד לרמת העורק המועמד.

4. הכנת עלוני מסתם אבי העורקים

  1. מניחים את לב התורם בצלחת פטרי סטרילית מיד לאחר כריתת הלב. נתחו את לב התורם במאגר אחסון קר כקרח (ראו טבלת חומרים).
  2. באמצעות מלקחיים ומספריים קפיציים של Vannas, מנתחים את לב התורם עד שנותר רק שורש אבי העורקים עם שרוול חדרי בקוטר 1 מ"מ פרוקסימלי למסתם אבי העורקים.
  3. פתח את המסתם אבי העורקים על ידי ביצוע חתך אורכי כדי לפתוח את הסינוסים של Valsalva בין הסינוסים השמאליים והלא כליליים כדי לדמיין את כל שלושת העלונים.
    הערה: החתך צריך להיות לכל אורכו של הסינוס של Valsalva. הממדים בפועל תלויים בגודל החולדה.
  4. בלו כל עלון שסתום אבי העורקים בנפרד. באופן ספציפי, השתמש במלקחיים קהים כדי לתפוס את קצה העלון והשתמש במספריים של קפיצי Vannas כדי לכרות את העלון על ידי חיתוך מאחד הקומיסורים עד האנולוס, ולאחר מכן לכיוון הקומיסורה הבאה.
    הערה: הקפידו במיוחד לתפוס רק את קצה העלון כדי למזער את ההפרעה לתאי האנדותל הוולולריים.
  5. אחסנו את הדגימות לאחר כריתת העלון בתמיסת מאגר אחסון קר כקרח עד שיהיו מוכנות להשתלה בחולדה המקבלת. שתלו את כל העלונים תוך 4 שעות מאחסון קר.

5. פעולת הנמען

  1. להכין ולהרדים את החולדה כאמור בשלב 2. השתמש בכרית חימום המתוחזקת בטמפרטורה של 36-38 מעלות צלזיוס כדי לבצע את הניתוח.
  2. יש לתת בופרנורפין (0.03 מ"ג/ק"ג תת עורי) לכל החולדות המושתלות לפני הניתוח וכל 6-12 שעות לאחר הניתוח לפי הצורך כדי להקל על הכאב.
  3. מניחים את החולדה בתנוחת משענת צידית ימנית כדי לגשת לכליה השמאלית.
    הערה: הכליה השמאלית עדיפה בשל מיקומה הקאודאלי יותר ביחס לכליה הימנית.
  4. העבירו את העור מעל האגף לאורך לאורך 1 אינץ' באמצעות מספריים.
    הערה: החתך חייב להישאר קטן מגודל הכליה כדי לספק מספיק מתח כדי למנוע מהכליה לסגת בחזרה לחלל הבטן במהלך ההליך.
  5. באופן דומה, יש לנטות את דופן הבטן הבסיסית.
  6. החצינו את הכליה
    1. באמצעות האגודל והאצבע הקדמית, הפעילו לחץ קל באופן דורסלי וגחוני תוך שימוש במלקחיים מעוקלים כדי להרים את הקוטב הקאודלי של הכליה דרך חתך הבטן והעור. להחצין את קצה הגולגולת של הכליה באופן דומה.
    2. לחלופין, הכליה עשויה להיות מוחצנת על ידי אחיזת השומן הפרירני ומשיכה כלפי מעלה במתח קל.
      הערה: היזהרו שלא לתפוס את הכליה או את כלי הכליה ישירות.
    3. לאחר שהכליה מוחצנת, יש לשמור אותה לחה עם מלח חם המטפטף על הכליה.
  7. צור כיס תת-קפסולרי.
    1. הפעילו לחץ קלות על הקפסולה הכליתית באמצעות קבוצה אחת של מלקחיים קהים, כך שניתן להבחין בבירור בין הקפסולה הכליתית לבין הפרנכימה הבסיסית. בו זמנית באמצעות קבוצה נוספת של מלקחיים קהים, תפסו בזהירות את הקפסולה ומשכו בעדינות כלפי מעלה כדי ליצור חור בקפסולה.
      הערה: בשל האופי העדין של הקפסולה, נדרש כוח מינימלי כדי לבסס חתך זה.
    2. המשך להשתמש במלקחיים קהים כדי להאריך את החתך עד שייווצר רווח של כ-2 מ"מ כדי להכיל את עלון המסתם של אבי העורקים.
    3. לפתח כיס תת-קפסולרי רדוד שהוא מעט גדול יותר מעלון השסתום תוך הרמת קצה החתך עם קבוצה אחת של מלקחיים וקידום גשושית קהה מתחת לקפסולת הכליה.
  8. השתלת המסתם אבי העורקים בכיס התת-קפסולרי.
    1. שלפו את עלון אבי העורקים מאחסון קר והניחו אותו בשדה הניתוח.
    2. תוך כדי הרמת הקפסולה הסיבית בקצה, מקדמים את עלון אבי העורקים לכיס התת-קפסולרי עם מלקחיים קהים.
      הערה: ודא שהרקמה רחוקה מספיק מהחתך, כך שהיא מאובטחת היטב מתחת לקפסולה. יש להקפיד כדי למנוע נזק לפרנכימה הבסיסית או לקריעה נוספת של הקפסולה הסיבית.
    3. את החתך בקפסולת הכליה ניתן להשאיר פתוח.
  9. דוחפים את הכליה בעדינות בחזרה למקומה האנטומי באמצעות מתיחה נגדית המופעלת על קצוות החתך.
  10. סגור את חתך הבטן עם תפר כירורגי סטרילי רץ. סגור את העור עם סיכות.
  11. טיפול לאחר הניתוח
    1. לאחר הניתוח, הניחו את החולדה בכלוב נקי על משטח חימום עם גישה למזון ולמים.
    2. עקוב אחר בעל החיים מדי יום כדי להעריך ריפוי פצעים שגרתי וסימני כאב או מצוקה. הסר את המצרכים לאחר 7-10 ימים.

6. איסוף רקמות לניתוח

  1. בנקודות קצה נבחרות לאחר ההשתלה, המתת החסד את החיה על ידי אקסנגווינציה. באופן ספציפי, לבצע לפרוטומיה חציונית ולהעביר את אבי העורקים הבטני מתחת 5% isoflurane בחמצן.
  2. גייסו את הכליה וכרתו אותה על ידי חיתוך עורק הכליה, הווריד והשופכן במספריים.
    הערה: היזהרו שלא לתפוס את האזור המכיל את העלון המושתל.
  3. מניחים את הכליה בפורמלין למשך הלילה, מטמיעים אותה בפרפין, וחותכים אותה לצורך הכתם הרצוי. כוון את הדגימה כאשר קפסולת הכליה פונה קדמית ופרנכימה הכליה פונה לאחור.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

תיאור גרפי של העיצוב הניסיוני מסופק עבור מודל החולדה (איור 1). בנוסף, שורש אבי העורקים המנותק מלבו של התורם ועלון מסתם אבי העורקים הבודד המוכן להשתלה מוצגים גם הם באיור 2. לאחר מכן, תמונה מייצגת של מיקום עלון המסתם האאורטלי מתחת לקפסולת הכליה לצורך השתלה מוצגת באיור 3A ולאחר 3, 7 ו-28 ימים בתוך החולדה המושתלת (איורים 3B-D), מה שמדגים את הקלות של איתור והתאוששות הרקמה המושתלת.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

חשיבות ויישומים פוטנציאליים
בעוד שמסתמי לב מכניים וביו-פרוסטטיים משמשים באופן שגרתי בחולים מבוגרים הזקוקים להחלפת מסתם, מסתמים אלה חסרים פוטנציאל לגדול, ולכן הם אינם אופטימליים עבור מטופלים ילדים. השתלת מסתמי לב היא פעולה ניסיונית שנועדה לספק תחליפי מסתמי לב הולכים וגדלים לילודים ולתינוקות עם מחלות לב מולדות. עם זאת, בניגוד לאימונוביולוגיה של השתלות לב קונבנציונליות, אימונוביולוגיה של השתלה מסוג חדש זה עדיין נחקרת בצורה גרועה. כאן מתואר מודל ייחודי של חולדות להשתלת כליה תת-קפסולרית של עלוני מסתם אבי ה...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים מצהירים כי המחקר נערך בהיעדר קשרים מסחריים או פיננסיים שיכולים להתפרש כניגוד עניינים פוטנציאלי.

תודות

איור 1 נוצר עם biorender.com. עבודה זו נתמכה בחלקה על ידי תוכנית החוקרים הכירורגיים של קרן AATS ל- TKR, קרן המצוינות לילדים המוחזקת על ידי המחלקה לרפואת ילדים באוניברסיטה הרפואית של דרום קרוליינה ל- TKR, מענק קרן אמרסון רוז לב ל- TKR, פילנתרופיה על ידי הסנאטור פול קמפבל ל- TKR, מענקי הכשרה לפוסט-דוקטורט מוסדיים של NIH-NHLBI (T32 HL-007260) ל- JHK ו- BG, והאוניברסיטה הרפואית של דרום קרוליינה קולג ' לרפואה לפני פקידות קרן מחקר FLEX ל- MAH.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
0.9% נתרן כלורדי, USPבקסטרNDC 0338-0048-04
4-0 פוליגלקטין 910אתיקוןJ415H
7.5% פובידון-יודCareFusion29904-004
70% ETOHפישר סיינטיפיקBP82031GAL
תא אינדוקציה הרדמהמכשיר הרווארד75-2030תא אינדוקטון אטום ל מכונת
הרדמהמכשיר הרווארד75-0238מערכת הרדמה ניידת עם
מסכת הרדמהמנגנון הרווארד59-8255מסכת הרדמה
חולדות חומות נורווגיה (BN/Crl)נהר צ'ארלס091זכר, 5-7 שבועות, 100-200 גרם
בופרנורפין הידרוכלוריד, 0.3 מ"ג/מ"לPAR תרופותNDC 42023-179-050.03 מ"ג/ק"ג, ניתן תת עורי
קוצץ שיער חשמליWAHL79434
כרית חימום חשמליתמכשיר הרווארד72-0492נשמר ב-36-38 מעלות; C
HeparinSagent PharmaceuticalsNDC 25021-400-10הזרקת 100U/100g למזרק אינסולין באטריום השמאלי
, 1 מ"לפישר סיינטיפיק14-841-33
מלקחיים של איריס מעוקליםWorld Precision Instruments15917
מלקחיים של איריס ישריםWorld Precision Instruments15916
איזופלורן, USPפיראמל טיפול קריטיNDC 66794-017-25מושרה באיזופלורנס של 5% בחמצן ונשמר עם 3.5% איזופלורן בחמצן
חולדות לואיס (LEW / Crl)זן נהר צ'ארלס004זכר, 5-7 שבועות, 100-200 גרם
מיקרו מלקחייםמכשירי דיוק עולמיים500233Dumont #5
מספריים מיקרו מכשירידיוק עולמיים501930מספריים
נהג מחטמכשירים מדויקים עולמיים500226ריידר מחט דרייבר
הפעלה מיקרוסקופAmScopeSM-3BZ-80S3.5x - 90x סטריאו מיקרוסקופ
פטרי צלחתפישר סיינטיפיקFB0875714
פטרולאטום משחת עינייםDechraNDC 17033-211-38
סיכות עורEthiconPXR35Proximate 35
ספוגיות כותנה סטריליותפוריטן25-806 1WC
ספוגי גזה סטרילייםפישר סיינטיפיק22-037-902
מספריים כירורגיותמכשירי דיוק עולמיים1962Cמספריים מצנבאום
ויסקונסין מאגר (משרת B)S.A.L.F S.p.A.6484A1מאוחסן ב-4 מעלות; ג
חולדות פסיבית של קוד זן קוד קפיציים אוניברסיטת

מקורות

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271(2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).
  30. O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

השתלה הטרוטופיתמודל תת-קפסולרי כלייתיעלה מסתם אבירטיתמודל השתלה במכרסמיםאימונוביולוגיה של השתלההשתלת עלה מסתםצביעה היסטולוגיתאנליזה אימונוהיסטוכימיתאקטין של שריר חלק
מודל פשוט להשתלת מסתם לב הטרוטופי במכרסמים
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.