הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

דלקת קרום הלב הסטרילית במיניפיגים של אכנר כמודל למיופתיה פרוזדורים ופרפור פרוזדורים

2.8K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/63094

⸱

24 בספטמבר 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Physiopharmacology, University of Antwerp, 2Department of Cardiac Surgery, University Hospital Antwerp, 3Department of Animal Welfare, University of Antwerp, 4Comparative Perinatal Development, University of Antwerp, 5Department of Cardiology, University Hospital Antwerp, 6Department of Cardiology, ZNA Middelheim Hospital, 7Research Group Cardiovascular Diseases, GENCOR, University of Antwerp

במאמר זה

סיכום

אנו מתארים מודל של דלקת קרום הלב סטרילית במיניפיגים כדי לחקור מיופתיה פרוזדורים ופרפור פרוזדורים (AF). אנו מציגים טכניקות כירורגיות והרדמה, אסטרטגיות לגישה לכלי דם ופרוטוקול לחקר האינדוקציה של מיקוד אוטומטי.

תקציר

פרפור פרוזדורים (AF) הוא הפרעת קצב הנפוצה ביותר הנגרמת על ידי שיפוץ מבני של האטריה, המכונה גם מיופתיה פרוזדורים. הטיפולים הנוכחיים מכוונים רק להפרעות החשמליות ולא למיופתיה הפרוזדורית הבסיסית. לפיתוח טיפולים חדשניים, יש צורך במודל חייתי גדול הניתן לשחזור של מיופתיה פרוזדורים. מאמר זה מציג מודל של מיופתיה פרוזדורים סטרילית הנגרמת על ידי דלקת קרום הלב במיני-פיגמנטים של Aachener. דלקת קרום הלב הסטרילית נגרמה על ידי ריסוס טלק סטרילי והשארת שכבה של גזה סטרילית על פני השטח האפיקרדיאליים הפרוזדורים. זה הוביל לדלקת ופיברוזיס, שני מרכיבים חיוניים של הפתופיזיולוגיה של מיופתיה פרוזדורית, מה שהופך את האטריה לרגישה לאינדוקציה של AF. שתי אלקטרודות קוצב לב הוצבו באופן אפיקרדיאלי על כל אטריום וחוברו לשני קוצבי לב מיצרנים שונים. אסטרטגיה זו אפשרה גירוי מתוכנת פרוזדורים לא פולשניים חוזרים ונשנים כדי לקבוע את יכולת ההשראה של AF בנקודות זמן מוגדרות לאחר הניתוח. נעשה שימוש בפרוטוקולים שונים לבדיקת אי-גרימת מיקוד אוטומטי. היתרונות של מודל זה הם הרלוונטיות הקלינית שלו, עם אינדוקציה של AF ואינדוקציה מהירה של דלקת ופיברוזיס - שניהם נוכחים במיופתיה פרוזדורים - ויכולת השכפול שלה. המודל יהיה שימושי בפיתוח טיפולים חדשניים המכוונים למיופתיה פרוזדורים ו- AF.

מבוא

פרפור פרוזדורים (AF) הוא הפרעת קצב הלב השכיחה ביותר, המובילה לתחלואה משמעותית, תמותה והוצאות בריאות1. במקרים רבים, AF הוא רק הסימפטום החשמלי של המיופתיה הפרוזדורית הבסיסית, המוגדרת על ידי שיפוץ מבני, חשמלי, אוטונומי והתכווץ של האטריה. מיופתיה פרוזדורית זו יכולה להוביל למיקוד אוטומטי ולשבץמוחי 2,3. רוב הטיפולים מכוונים רק לשיפוץ החשמלי, אך אינם מכוונים לשינויים המבניים הבסיסיים באטריה (דלקת ופיברוזיס)4,5,6,7. זו כנראה אחת הסיבות לכך שהטיפולים הנוכחיים יעילים רק באופן שולי, במיוחד במיופתיה פרוזדורים מתקדמת יותר8.

מודל של בעלי חיים הניתנים לשחזור הוא חיוני כדי להתמקד בדלקת ובפיברוזיס הנמצאים במיופתיה פרוזדורית. מודלים של טכיפאקינג פרוזדורים פותחו במספר מיני בעלי חיים גדולים 9,10,11,12. במודלים אלה, רקמת הפרוזדורים מואצת ברציפות במשך תקופות ארוכות כדי לגרום לשינויים חשמליים ובסופו של דבר מבניים. החסרונות העיקריים של מודלים tachypacing הם משך הזמן הארוך לפני סימנים מבניים של מיופתיה פרוזדורים מופיעים ואת הרלוונטיות שלהם רק עבור תסמונות קליניות שבהן הפרעות חשמליות לפתח לפני מיופתיה פרוזדורים. סיכון תיאורטי הוא כשל בעופרת עקב פיברוזיס במהלך מעקב ארוך9.

במודלים של דלקת קרום הלב הסטרילית, טלק סטרילי מרוסס על פני השטח האפיקרדיאליים של האטריה כדי לגרום לתגובה דלקתית ופיברוטית חריפה, וכתוצאה מכך מיופתיה פרוזדורים13,14. לחזירים יש אנטומיה לבבית ופיזיולוגיה הדומה לזו של בני אדם, ולכן למודלים חזיריים יש רלוונטיות תרגומית גבוהה. היתרונות של שימוש במיניפיגים הם שהם קלים יותר לטיפול בשל גודלם הקטן יותר מזני חזירים קונבנציונליים וניתן לשמור עליהם במשך תקופה ארוכה ללא כל עלייה משמעותית במשקל הגוף10. כל הסיבות הללו הופכות את דלקת קרום הלב הסטרילית במיניפיגים למודל מצוין לחקירת מיופתיה פרוזדורים ופרפור. פרוטוקול ווידאו זה נועדו להקל על הגדרת מודל זה במתקני מחקר שונים ולתקנן פרוטוקולים כדי לחקור את חוסר ההשראות של AF.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

פרוטוקול זה אושר על ידי הוועדה האתית לניסויים בבעלי חיים של אוניברסיטת אנטוורפן (מקרה מספר 2019-29) ועוקב אחר הנחיות הטיפול בבעלי חיים של אוניברסיטת אנטוורפן. במחקר זה נבחרו 17 מיניפיגים (זכר, מסורס) במשקל של כ-20 ק"ג במשקל של כ-20 ק"ג.

1. תרופות והרדמה

  1. קדם-רפואה
    1. יש לוודא כי החזירים צמים במשך 12 שעות, אך עם גישה בלתי מוגבלת למים.
    2. להרגעה, יש לתת את הדברים הבאים בזריקה תוך שרירית אחת: אטרופין 0.05 מ"ג/ק"ג, קטמין 10 מ"ג/ק"ג, מידזולם 0.5 מ"ג/ק"ג.
    3. קבעו את משקלו המדויק של החזיר לאחר שאיבד את הכרתו (כ-10 דקות לאחר המינון). העבירו את החזיר לחדר הניתוח.
    4. מניחים את החזיר על כרית חימום.
    5. יש למרוח ניטור א.ק.ג., לדופק אוקסימטר ולבצע תרמומטריה ראשונית.
    6. הכנס צנתר מעל המחט (22 גרם) לווריד האוזן השולי או לווריד הספנוסי החיצוני.
  2. הרדמה
    1. עבור אינדוקציה של הרדמה, לתת בולוס של פרופופול (1-4 מ"ג / ק"ג IV) לפני תחילת אינטובציה. אם מציינים הרדמה שטחית, יש לתת בולוס נוסף של מידזולם 0.2 מ"ג/ק"ג IV, ולהמשיך לאינטובציה לאחר כ-5 דקות.
    2. אינטובציה
      1. מניחים את החזיר במצב נוטה.
      2. בקשו מהעוזר להחזיק את פיה של החיה פתוח באמצעות שני מנשאים של גזה ו/או מפזר פה. יש לרסס 1 מ"ל (10 מ"ג) של לידוקאין בגרון עם מזרק ללא מחט 2 מ"ל, המתן 30-60 שניות כדי לנטרל את הרגישות לגרון, ואז להמשיך.
      3. מניחים צינור אנדוטרכאלי (ETT) בקוטר פנימי של 6.5 מ"מ באמצעות לרינגוסקופ. השתמש בלרינגוסקופ כדי לדמיין, לעקור את האפיגלוטיס מהחיך הרך, ולהכניס סגנון לתוך ה- ETT למניפולציה טובה יותר.
        הערה: לא ניתן לפתוח את פיו של החזיר לרווחה, והמרחק מקצה האף ועד הגרון ארוך. לכן, ההדמיה של רימא גלוטיס מוגבלת. לפיכך, ה- ETT וה- stylet מסייעים להדמיה חזותית.
    3. בעת חיבור מכונת ההנשמה, יש לתת תרופות משלימות במידת הצורך: מידזולם 0.5 מ"ג/ק"ג IV ו/או אלפנטניל 30 מיקרוגרם/ק"ג IV.
    4. השתמש בהגדרות ההנשמה הבאות: אוורור בקרת נפח (VCV) עם נפח גאות מוגדר מראש של 10 מ"ל / ק"ג, המוביל לעבר לחץ השראה שיא (PIP) של 11-15 ס"מH20, לחץ קצה חיובי PEEP של 2-5 cmH20; קצב הנשימה: 12-16 Brpm כדי לשמור על CO2 קצה הגאות (ETCO2) בין 35-45 מ"מ כספית; FiO2: 50% (להיות מופחת כאשר הרוויה היא 100%); sevoflurane 2.5%.
    5. לשיכוך כאבים, השתמש באלפנטניל 0.5-1 מיקרוגרם· (ק"ג·דקות) -1 קרי.
    6. מתן בולוס של 10 מ"ל/ק"ג פלזמליט 3-5 מ"ל· (ק"ג·ח) -1 מעל 10-20 דקות לתיקון לחץ דם עקב היפובולמיה.
    7. תן 1 גרם של cefazoline IV. עבור כל 2 שעות של ניתוח, לתת תוספת 500 מ"ג של cefazoline IV.
      הערה: לקבלת סקירה כללית של תרופות החירום שיש להן בהישג יד בחדר הניתוח, ראה טבלה 1. צנתור שלפוחית השתן קשה בחזירים זכרים, ובאופן כללי, לא הכרחי להליך זה.
    8. לגלח את אזור החזה והצוואר של החיה.
    9. יש למרוח משחה וטרינרית על העיניים כדי למנוע יובש וגירוי בעיניים במהלך ההרדמה.
    10. ניטור רציף של הפרמטרים החיוניים. בדוק את עומק ההרדמה לפחות כל 10 דקות על ידי הערכה אם טונוס הלסת רגוע, רפלקס palpebral נעדר, העיניים מסובבות, ואין סימנים התנהגותיים של עירור. בדוק את צבע הרירית ואת זמן המילוי הנימי כדי להעריך את זלוף הרקמה. רשום את כל הנתונים, יחד עם כל התרופות הניתנות, בתרשים הרדמה בודד.
    11. מיקום קו עורקי
      1. הכן את מערכת מוליכת הלחץ. הוסף 5000 IU של הפרין לשקית IV של 500 מ"ל של 0.9% NaCl.
      2. מחזירים את החיה למצב שכיבה. הרחיבו את הרגל ואתרו את עורק הירך באמצעות אולטרסאונד עם בדיקת כלי הדם בסביבת הצוואר. יש לחטא את האזור המפשעה עם כלורהקסידין. השתמש באומוניום לעיקור בדיקת האולטרסאונד (או השתמש בכיסוי מתמר סטרילי) והשתמש בכפפות סטריליות כדי להבטיח טכניקת חיטוי.
      3. לנקב את עורק הירך באמצעות הנחיית אולטרסאונד. הכנס נדן 3 Fr באמצעות טכניקת סלדינגר.
        הערה: בגלל הקוטר הקטן של עורק הירך, זה יכול להיות מועיל לתת לעוזר להחדיר את חוט ההנחיה דרך המחט. רק הפעולה של הרמת בדיקת האולטרסאונד עלולה לעקור את קצה המחט.
      4. לקבע את הנדן עם תפר. חברו את הנדן למתמר והסמיקו. עקוב אחר לחץ הדם העורקי בזמן אמת.

2. ניתוח

  1. הכנה
    1. יש לוודא כי החיה שוכבת במצב יציב. ליציבות נוספת, הניחו שקיות עירוי מוכנות מראש בתנוחה טפילית כדי לתמוך בבעל החיים.
    2. הניחו את לוחית ההארקה של האלקטרו-קאוטריה מתחת לחיה. השתמש בכמות קטנה של ג'ל אולטרסאונד כדי להבטיח מגע תקין עם העור.
    3. הכנת העור: לגלח את החיה באזורים הבאים: צוואר, גפיים עליונות, בית חזה קדמי, חלק עליון של הבטן, אתרי אלקטרודה מפשעתיים וא.ק.ג.. בצע שלושה פילינגים לסירוגין עם אלכוהול 70% ויוד 2% כדי לחטא כראוי את העור.
    4. מניחים וילונות סטריליים. עוטפים גם את ציפורני החיה בסדינים סטריליים או בכפפות. השתמש גזה סטרילית כדי לסגת מהם.
    5. כדי להבטיח מצבים סטריליים, עטפו את האזור הכירורגי בכיסויים כירורגיים סטריליים, השתמשו במכשירים סטריליים ועבדו בתנאים סטריליים עד לסגירת העור.
      הערה: לאורך כל ההליך, המנתחים חייבים ללבוש כובע שיער, מסכת פה, חלוק כירורגי וכפפות סטריליות.
  2. מיקום כירורגי של קטטר ורידי מרכזי קבוע (CVC)
    1. בצע חתך של 5 ס"מ בחריץ בגבול המדיאלי של שריר הסטרנוקלידומסטואיד. מנתחים בבוטות עד שמגיעים לווריד הג'וגולרי הפנימי.
    2. הסר רקמה סיבית סביב הווריד והנח תפר בריבוע (= 3 עד 4 תפרים היוצרים עיגול) עם פרולין 6-0 סביב אתר הצנתור הרצוי כדי להשיג שליטה בכלי הדם.
    3. קנוניזציה של וריד הג'וגולרי הפנימי עם 3 לומן CVC משולש צרפתי בטכניקת סלדינגר. הדקו את תפר הפרולין 6-0 סביב הצנתר.
    4. לקבע את הידית של הצנתר לשריר הסטרנוקלידומסטואיד.
    5. מנהרה את שלושת הצנתרים לומינה בנפרד: השתמש בזוג גדול של מספריים קהים כדי ליצור את המנהרה ומהדק אטרומטי מושך את הצנתר לומינה דרך המנהרה.  חברו את קצות הצנתר בחוזקה לעור והתנוונו על יציאת ההזרקה נטולת המחטים. אתרי היציאה של הצנתר לומינה ממוקמים מאחורי האוזן ורחוקים ככל האפשר מאתר החתך כדי להבטיח מסלול מקסימלי של הצנתר מתחת לעור.
    6. סגור את אתר החתך בשתי שכבות.
  3. סטרנוטומיה
    1. בצעו חתך חציוני מהמנובריום של עצם החזה ל-3 ס"מ מתחת לתהליך ה-xiphoid עד שעצם החזה מתגלה.
    2. לנתח בבוטות את התהליך ה-xiphoid. שים אצבע על הצד הקרבי של עצם החזה והסר רקמת חיבור ככל האפשר לאחר משטח החזה הקרבי.
      הערה: רקמת החיבור מוסרת כדי למנוע פגיעה בשריר הלב תוך כדי ביצוע סטרנוטומיה.
    3. השתמש במסור עצם החזה כדי לבקוע את עצם החזה. לשלוט בכל אתרי הדימום. השתמש במפיץ עצם החזה כדי להגדיל את הגישה לחלל בית החזה. הימנעו מפגיעה בצדר.
    4. פתח את קרום הלב בזהירות והשתמש בתפרים מתלים כדי להרחיק אותו משדה הניתוח.
  4. מיקום לידים של קוצב לב (ראו איור 1)
    1. הציבו מוליך קוצב לב על האטריום השמאלי.
      1. בדוק את מנגנון ההרחבה והנסיגה של בורג הקיבוע של העופרת. לאחר מכן, הניחו את הקצה על מלקחיים (מעוקלים) ועקמו את הסגנון ב-60° במידת הצורך.
      2. שים דחיסה על החדר השמאלי ומשוך אותו בעדינות הצידה כדי לקבל מבט על האטריום השמאלי.
        הערה: לחץ על החדר יגרום במהירות לחץ דם. ודא שהרופא המרדים צופה זאת עם נוראדרנלין במינון נמוך דרך ה- CVC. שחררו את החדר כאשר לחץ הדם הממוצע יורד מתחת ל-40 מ"מ כספית במשך >20 שניות. להמשיך רק כאשר לחץ הדם של החיה מנורמל.
      3. עם הדמיית האטריום השמאלי, הניח בחוזקה את קצה העופרת על הקיר החופשי הפרוזדורים השמאלי, קרוב ככל האפשר לוורידים הריאתיים ורחוק ככל האפשר מהחדר. הברג אותו פנימה על ידי הארכת הסליל לתוך רקמת הפרוזדורים, רצוי עם נטייה קלה. עשו זאת מהר ככל האפשר ושחררו את הלחץ על החדר השמאלי באופן מיידי.
      4. מדוד את סף החישה והקצב והעכבה של הליד באמצעות ממריץ חשמלי או מתכנת קוצב לב הניתן לתכנות. ודא שאין כיסוי יתר חדרי (QRS רחב על א.ק.ג)בעת קצב במתחים גבוהים (10 V). אם אינך מרוצה, חזור על הסליל של ההפניה והתחל מחדש משלב 2.4.1.1.
        הערה: סף הקצב הרגיל צריך להיות <1 V עם רוחב פולס של 0.5 אלפיות השנייה (בדרך כלל ~ 0.5 V @ 0.5 ms).
    2. הניחו מוליך קוצב לב על האטריום הימני, המקביל לחלוטין למיקום של מוליך הפרוזדורים השמאלי.
    3. ודא ששני הלידים משאירים את בית החזה בקו האמצע; יש לתעל את עופרת הפרוזדורים השמאלית דרך השומן התת עורי הבטני מתהליך ה- xiphoid לאגף השמאלי, את עופרת הפרוזדורים הימנית לאגף הימני.
    4. הכינו כיס של קוצב לב בשומן התת עורי באגף השמאלי והימני של החזיר. חברו את קוצבי הלב ללידים והניחו אותם בתוך הכיסים. חברו קוצב לב המסוגל לבצע (50 הרץ) קצב פרץ עם מוליך פרוזדורים שמאלי (כדי לאפשר קצב) וקוצב לב מיצרן אחר (על מנת למנוע הצלבה תוך קריאת שני קוצבי הלב בו זמנית) להובלת הפרוזדורים הימנית (כדי לאפשר חישה). סגור ב -2 שכבות עם תפרים בודדים קלאסיים, השכבה הפנימית עם Vicryl 1-0 והשכבה החיצונית עם Mersilene 0.
  5. אינדוקציה של דלקת קרום הלב סטרילית
    1. חשוף שוב את האטריה על ידי משיכה עדינה הצידה של החדרים. כסו את החדרים בגאזה (וקחו את הגזה משם לאחר מכן).
    2. יש לרסס טלקום סטרילי על פני השטח האפיקרדיאליים של שתי האטריות באמצעות המתקן הכלול באריזה. כמו bradycardia ו hypotension יהיה בעקבות מניפולציה זו, לתת את הלב מספיק זמן כדי להתאושש באופן ספונטני לאחר כדקה; במידת הצורך, להתחיל או להגדיל (את שיעור העירוי של) טפטוף נוראדרנלין.
    3. השאירו שכבה אחת של גזה סטרילית (5 ס"מ על 5 ס"מ) על המשטח האפיקרדיאלי של שתי האטריות: חתיכה אחת שמאלה ואחת ימינה.
    4. בדוק את המיקום של מובילי קוצב הלב בפעם האחרונה לפני תחילת הסגירה.
  6. סגירת החזה
    1. השאירו ניקוז במדיאסטינום ותעלו אותו אל פני העור. לחבר את הניקוז לצנצנת ואקום סטרילית; לפתוח את החיבור כאשר השכבה הראשונה של העור סגורה (כדי למנוע דליפת אוויר). מסירים את הניקוז כאשר מחזירים את החיה ליציבותה.
    2. סגור את קרום הלב עם פרולין 6-0.
    3. סגור את עצם החזה בטכניקת cerclage קלאסית עם חוט נירוסטה.
    4. סגור את התת-קוטיס בשתי שכבות עם חוט הניתן לסידור מחדש.
    5. בצע בלוק חמור על ידי חדירה 5 מ"ל של 0.5% bupivacaine לתוך העור; להבטיח מגע עצם עם עצם החזה כדי לחדור את periosteum.
      הערה: לחלופין, ייתכן שעדיף אפילו להשתמש בשיכוך כאבים מונע על ידי ביצוע גוש החזה לפני החתך של עצם החזה.
    6. סגור את העור עם תפר תוך-עורי רציף באמצעות חוט הניתן לספיגה חוזרת.

3. טיפול לאחר הניתוח

  1. בהדרגה, כבו את כל תרופות ההרגעה תוך סגירת עור החיה.
  2. שמור את החיה בחדר הניתוח עם מעקב צמוד אחר טמפרטורת הגוף, אוורור וטפיחות בדרכי הנשימה, חמצון ופרמטרים המודינמיים.
  3. בשל ירידה משמעותית בטמפרטורת הגוף המתרחשת לעתים קרובות במהלך ההליך, שמור על החיה חמה באמצעות שמיכות, כרית חימום וחבילות חמות. לספק חמצן במהלך ההתאוששות, במיוחד כאשר רעד הוא ציין.
  4. יש למרוח מדבקת פנטניל של 50 מיקרוגרם לשעה עבור משכך כאבים לאחר הניתוח. מכיוון שיש עיכוב של 6-8 שעות לפני שמדבקת הפנטניל נכנסת לתוקף, יש לתת 0.05-0.1 מ"ג/ק"ג מורפיום תת עורי כדי לגשר על תקופה זו.
  5. כאשר החיה יציבה, היא מראה עלייה בטמפרטורת הגוף; יכול להרים את ראשו; הוא בולע; מראה רפלקסים עיניים רגילים; והוא נושם באופן ספונטני, חופשי ועמוק ללא ETT במקום, ללא סימנים של חסימת דרכי הנשימה העליונות; ניתן להעביר אותו בחזרה לדיר. ספק אמצעי חימום במהלך שלב ההתאוששות (למשל, מנורת אינפרא אדום, מחצלת חימום, שמיכות).
    הערה: הימנעו מלהחזיר את החיה לדיר מוקדם מדי ככל שעצירה נשימתית אפשרית, גם שעות לאחר הפסקת השימוש בסמים.
  6. בצע בדיקה על החיה: כל 15 דקות במהלך השעה הראשונה לאחר הניתוח, ולאחר מכן מדי שעה במשך 4-6 השעות הראשונות או יותר לעתים קרובות יותר אם החיה אינה נוחה. כאשר החיה מראה סימני כאב, יש לתת מורפיום משלים תת עורי 0.025-0.05 מ"ג/ק"ג כל 2 שעות עד שיהיה לו נוח. מתן 1 גרם של cefazoline 8 ו 16 שעות לאחר הניתוח.
    הערה: הערכת כאב מורכבת מאלמנטים סובייקטיביים כגון גישה, התנהגות (עמידה, אכילה, שתייה) ויגון. סימנים אובייקטיביים של כאב הם קצב לב גבוה, קצב נשימה גבוה ונשימה שטחית. בעל החיים יחזור למצבו ולהתנהגותו הנורמליים תוך 24 שעות. הסר את תיקון הפנטניל ביום 3 לאחר הפעולה.

4. טכיפציה פרוזדורית לאינדוקציה של AF

  1. יש להזריק קטמין 10 מ"ג/ק"ג ומידזולם 0.5 מ"ג/ק"ג תוך שרירית (ללא אטרופין) ולהמתין עד שתגיע לרמה מספקת של הרגעה.
  2. שקלו שוב את החזיר לצורך מעקב. מניחים את החיה במנשא מרסן ומביאים אותה לחדר הניתוח.
  3. חברו ניטור אק"ג וריווי חמצן והניחו את ראשי המתכנתים מעל קוצבי הלב המתאימים להם. לחקור את קוצבי הלב.
  4. בדוק את הגדרות קוצב הלב עבור התרחשות של מיקוד אוטומטי ספונטני. חפשו אזהרת עופרת חדרית בעת שימוש בקוצב לב דו-תאי.
  5. לקבוע סף עכבה וחישה וקצב. בעת ביצוע מחקרי אלקטרופיזיולוגיה (EP), תמיד קצבו פי שניים ממתח הסף וצפו לעלייה בסף המתח במהלך הניסוי.
  6. קבע את תקופת העקשנות האפקטיבית של פרוזדורים (AERP) המשוערת על ידי אורך המחזור הקצר ביותר שבו נשמרת לכידת 1:1 במהלך קצב הפיצוץ.
    הערה: שיטה זו שונה מקביעת AERP קלינית אך רלוונטית יותר לפרוטוקול זה.
  7. קבעו את זמן ההולכה בין מובילי פרוזדורים שמאליים וימניים על ידי מדידת הזמן שבין התחלת הספייק הקצבי לבין הדפולריזציה של הפרוזדורים על עופרת הפרוזדורים הימנית.
  8. עבור הפרוטוקול הראשון, החל קצב פרץ במשך 20 שניות עם אורך מחזור של AERP + 30 אלפיות השנייה. לאחר הפסקת הקצב, בדוק את נוכחותו של AF ומדוד כמה זמן הפרק נמשך. השהו לפחות 5 שניות בין כל סשן קצב והמתן עד שקצב הלב של הסינוסים יתאושש עד לנקודת ההתחלה. חזור על זה ≥10 פעמים; שים לב לתצוגה של יכולת ה- AF כאחוז - שיעור הניסיונות "המוצלחים" לכמות הכוללת של ניסיונות להשראת AF.
    הערה: רק פרקים > 5 שניות נחשבים רלוונטיים.
  9. עבור הפרוטוקול השני, החל קצב פרץ עבור 20 שניות, החל מאורך מחזור של AERP + 20 אלפיות השנייה. במהלך הפרץ הבא, הקטן את אורך המחזור עד לאורך המחזור המינימלי עם לכידה של 1:1. חזור על כך לפחות 10 פעמים. שים לב למשך המיקוד האוטומטי ולהשראת ה- AF.
  10. עבור הפרוטוקול השלישי, החל קצב פרץ עבור 5 שניות ב- 50 הרץ. שים לב למשך המיקוד האוטומטי ולהשראת ה- AF.
  11. תנו לבעל החיים להתעורר או להמשיך בהליכים אחרים (למשל, אקוקרדיוגרפיה, טיפול, שאיבת דם)

5. המתת חסד

  1. לאחר הניסוי ─ שנמשך חודש ─ בעלי החיים מורדמים עם מנת יתר של פנטוברביטל IV (50 מ"ג/ק"ג, IV). נקודות קצה הומאניות להמתת חסד היו סימנים מתמשכים של כאב או אי נוחות קשים, למרות טיפול הולם. זה מוערך קלינית על בסיס יומי: סימנים מדאיגים כוללים יתר לחץ דם, טכיקרדיה, קצב נשימה מוגבר, שינויים התנהגותיים (אי שקט, אימוביליזציה, קול) ושחיקת לסתות.

6. ניתוח בושה

  1. בצע את אותו פרוטוקול מבלי לרסס טלק על אפיקרדיום הפרוזדורים או להשאיר שכבה של גזה סטרילית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

תחלואה ותמותה:
כשהתחלנו לפתח את המודל הזה של דלקת קרום הלב הסטרילית במיני-פיגמנטים של Aachener, שמנו לב לתמותה פריאופרטיבית של 4 מתוך 17 חזירים (23.5%): 3 מתוך 4 מקרי מוות התרחשו ב-6 הניתוחים הראשונים בגלל "אפקט עקומת למידה". האטיולוגיות היו כדלקמן: 2 חזירים מתו בגלל עצירה נשימתית לאחר הניתוח; בעיה זו נפתרה על ידי הפחתת המינון של alfentanil. חזיר אחד מת בגלל פרפור חדרים במהלך סשן הקצב הראשון ואחד במהלך בדיקת העופרת הקצבית: זה היה בגלל לכידת יתר של החדר מכיוון שהעופרת הפרוזדורים השמאלית הונחה קרוב מדי ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

מודל אמין של בעלי חיים גדולים הוא נכס מרכזי לחקר מיופתיה פרוזדורים ו- AF ופיתוח טיפולים חדשניים ל- AF. השתלת מובילי קוצב לב על אפיקרדיום הפרוזדורים אפשרה מעקב אורכי ובדיקות אלקטרופיזיולוגיות חוזרות ונשנות, דבר שקשה בבעלי חיים קטנים. קל לטפל במיניפיגים, והלבבות שלהם דומים מבחינה מבנית ופיזיולוגית ללב האנושי10.

מודל דלקת קרום הלב הסטרילית הוא פשוט יחסית בהשוואה לטכיפאקינג פרוזדורים מתמשך מכיוון שאין צורך בקוצבי לב מתוכנתים מותאמים אישית. הפתופיזיולוגיה המושרה במודל זה גם ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

לאף אחד מהמחברים אין ניגוד עניינים לחשוף.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי מענק מחקר של Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) ומענק Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) (PID36444) של אוניברסיטת אנטוורפן; על ידי מלגת חוקר קליני בכיר (ל- VFS) ומענקי מחקר של הקרן למחקר מדעי פלנדריה (מספרי יישום 1842219N, G021019N, G0D0520N ו- G021420N); על ידי מענק מחקר של ERA.Net RUS Plus (2018, קונסורציום פרויקטים 278); by a Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) grant (20-VLIR-iBOF-027). אנו מודים לחברות אבוט ובוסטון סיינטיפיק על מתן חסות לחלק גדול ממובילי קוצב הלב ולחברות, מדטרוניק וביוטרוניק, על הלוואתו של מתכנת קוצב לב. אנו מודים לצוות החיות של מתקן החיות של אוניברסיטת אנטוורפן על הטיפול המצוין שלהם בבעלי החיים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
Aachener minipig, בן 6 חודשים, זכר, מסורס, משקל 15-25 ק"גCarfil
הרדמה והכנה
א.ק"ג אלקטרודות
אנדוטרכאליות 6.5 מ"מ IDCovidien115-65OR
דפיברילטור קרדיו-דפיברילטור חיצוניכרית חימום InnomedCardio-aid 200B
OK.OUB60321
קטטר תוך ורידי 22 GA, 1 אינץ'BD381323
להב לרינגוסקופ גודל 4MillerSUS426601
MonitorGE Medical Systems2600040-003
מכונת הנשמהDatex-Ohmeda1009-9000-000
מכונת גילוחAesculapGT 104 / REF 985203
משאבת נהג מזרקFresenius Kabi082470
מיקום קו ורידי מרכזי
3 לומן סט צנתור ורידי מרכזי, 7 צרפתית, 16 ס"מ, 0.032 אינץ' מדריךחץ רפואיEU-22703-EN
עורקי קטטר 3 צרפתי, 8 ס"מVygon1,15,090
Caresite Luer AccessDevice B. Braun415122-01
נוזלים: שקיות IV של פלסמליט, גלוקוז 5%, NaCl 0.9% (500 מ"ל או 1000 מ"ל)
מלח
מחטים: 18 Ga / 40 מ"מ ו- 22 Ga / 40 מ"מ
סט ניטור לחץ, 195 ס"מאדוארדס LifesciencesT005021M
צינורות לחץ 180 ס"מEdwards Lifesciences50P172
תפר עם מזרקי מחט
Luerlok: 2 מ"ל, 5 מ"ל, 10 מ"ל, 20 מ"ל, 50 מ"ל
אולטרסאונד ג'לציפוי זילנד446-1
אולטרסאונד עם בדיקה וסקולריתPhilips healthcareEPIQ 7C / REF BZE1723
סט כירורגי
מספריים כירורגיים עם קצה קההמרטין11-934-25
60 מעלות מלקחיים מעוקלים של DebakeyAesculapFB403
מלקחיים אנטומייםAS13-102-16
מלקחיים של Debakeyגייסטר10-0634
מודול ElectrocauteryAlsa Alsatom SU 140/D מחזיקי MPC
לחוט נירוסטהCOBE013-123
MosquitoLeibinger32-01008
Needledriver,Delacroix-Chevalier50302-21
Needledriver, רגילAesculapBM 77
מפזר צלעותמרטין24-178-01
אזמלSwann-Morton0511מס' 24
מספריים לחוט נירוסטהJakobi411830
מפזריםAS16-058-00
מסור עצם החזהEure-Power5000020
להב מסור עצם החזהMicroAireZR-032M
חומרים מתכלים כירורגיים
חומר חיטוי: יוד, כלורהקסידין
עיפרון אלקטרו-צריבה עם כפתור, כבל 5 מ'דונגגוואן QueenMed ציודESPB4001LQ
צינור קיבהVygon390.12
Mersilene-0, 75 ס"מEthiconF2505H
מונוקריל 3-0, 70 ס"מEthiconY423H
מסכות פה, רשתות
Oriflex-4 בקבוק ואקום לניקוז כירורגיOriplast KrayerVK00352
Prolene 6-0, 75 ס"מEthicon8711H
מונופילמנט נירוסטה תפר שאינו נספגEthiconW995
סטרילי וילונות3M9010
גזה סטרילית 20 x 10 ס"מStella35921
כפפות
כירורגי
Steritalc PF3Novatech16863
Vicryl-0, 75 ס"מEthiconV324H
קוצב לב
דו קוטבית Fineline II Sterox EZ 58 ס"מבוסטון סיינטיפיק4474
עופרת קוצב דו-קוטבית קנוקנת STS 58 ס"מאבוט2088TC
Ellegaard Gö מסגרת Minipig 3LomirDF H1PU
Ellegaard Gö ttingen Minipig קלע כיסויLomirSS CEG1
Micropace ממריץ לבבוסטון סיינטיפיקEPS 320
קוצב לב לקצבמדטרוניקתכלת XT DR MRI SureScan
קוצב לב לחישהביוטרוניקEluna 8 DR-T
מתכנת קוצב לב לקוצבמדטרוניקCareLink Encore 29901A
מתכנת קוצב לב לחישהBiotronikICS 3000 DS CD-W US
Medicine
adrenaline 1 מ"ג/מ"ל, 1 מ"לSterop
Atropine 0.5 מ"ג/מ"ל, 1 מ"לSterop
Catapressan 150 ומיקרו; גרם/מ"ל, 1 מ"ל קלונידיןבורינגר אינגלהייםBE021402
צפזולין 2 גרם אבקתמיילןBE319794
קורדרון 50 מ"ג/מ"ל, 3 מ"ל אמיודרוןסאנופי
דורוגסיק 50 ומיקרו; גר' לשעה מדבקות פנטנילJanssen-Cilag
גלוקוז 5%, 500 מ"לבקסטרAE0063
קטלר 50 מ"ג/מ"ל, 10 מ"לפייזר804101
לנוקסין 0.25 מ"ג/מ"ל, 2 מ"ל דיגוקסיןאספן
מרקאין 0.5% + אדרנלין 1:200,000אספן
מידזולם 5 מ"ג/מ"ל, 3 מ"לב. בראון3521740
מורפין 10 מ"ג/מ"ל, 1 מ"לSterop
NaCl 0.9%, 500 מ"לבקסטרAKE1323
ניטרו פוהל 1 מ"ג/מ"ל, 5 מ"ל ניטרוגליצריןPohl Boskamp
נוראדרנלין 1 מ"ג/מ"ל, 4 מ"לפלסמליט אגוטנט
1000 מ"לבקסטרAKE0324
פרופופול 10 מ"ג/מ"ל, 20 מ"לב. בראון3521810
פרוטמין 1400 יחב"ל/מ"ל, 5 מ"לליאו פארמה
רפיפן 0.5 מ"ג/מ"ל, 2 מ"לJanssen-Cilag95103
סלוקן 1 מ"ג/מ"ל, 5 מ"ל מטופרולולAstraZeneca
Sevorane מילוי מהיר 100% סבופלורן, 250 מ"לAbbvie1283-415
טרקריום 10 מ"ג/מ"ל, 5 מ"ל אטראקוריוםאספן
הפרינילשיערסטריליות חלוק סטרילי

מקורות

  1. Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373(2021).
  2. Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
  3. Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. Atrial myopathy. JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).
  4. Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
  5. Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
  6. Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528(2020).
  7. Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
  8. Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).
  9. Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
  10. Schuttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
  11. Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
  12. Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
  13. Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
  14. Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).
  15. BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021).
  16. Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).
  17. Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021).
  18. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652(2011).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

מודל פריקרדיטיס סטרילימודל חזיר מיניאטוריאלקטרודות קוצב לב אפיקרדיאליותקוצביות פרציות (Burst Pacing)פיברוזיס עליתימחקרים אלקטרופיזיולוגייםצביעת מאסון טריכרוםדימות לבבי
דלקת קרום הלב הסטרילית במיניפיגים של אכנר כמודל למיופתיה פרוזדורים ופרפור פרוזדורים
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.