מאמר שיטה

יישום אקטואלי Bioassay כדי לכמת רעילות קוטל חרקים עבור יתושים וזבובי פירות

DOI:

10.3791/63391

⸱

19 בינואר 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Evolution and Medicine, School of Life Sciences, Arizona State University, 2United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Center for Medical, Agricultural and Veterinary Entomology

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

אנו מתארים את המתודולוגיה והחשיבות של היישום האקטואלי bioassay למדידת רגישות לקוטלי חרקים אצל יתושים וזבובי פירות. הבדיקה המוצגת היא בעלת תפוקה גבוהה, משתמשת במסת חרקים - ובכך מאפשרת לחשב מינון קטלני בעל יחסות מסה במקום ריכוז - וסביר להניח שיש לה שונות נמוכה יותר משיטות דומות אחרות.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המשך השימוש בקוטלי חרקים לבריאות הציבור ולחקלאות הוביל לעמידות נרחבת לקוטלי חרקים ולפגיעה בשיטות ההדברה. מעקב אחר עמידות לקוטלי חרקים אחר אוכלוסיות יתושים נעשה בדרך כלל באמצעות בדיקות ביולוגיות של בקבוקים של המרכזים לבקרת מחלות ומניעתן (CDC) או בדיקות צינור של ארגון הבריאות העולמי (WHO). עם זאת, שיטות אלה יכולות לגרום לרמה גבוהה של שונות בנתוני התמותה עקב מגע משתנה של קוטל חרקים עם החרק, מספר קטן יחסית של אורגניזמים שנבדקו, שונות נרחבת במסה בין אוכלוסיות ותנאי סביבה משתנים ללא הרף, מה שמוביל לתוצאות משתנות. מאמר זה מציג את היישום האקטואלי bioassay, המותאם כמאמר ביו-אסאיפי פנוטיפי בעל תפוקה גבוהה הן עבור יתושים והן עבור זבובי פירות, כדי לבחון מספר רב של חרקים לאורך מגוון של ריכוזי קוטל חרקים.

בדיקה זו 1) מבטיחה טיפול עקבי ומגע עם קוטל חרקים עם כל אורגניזם, 2) מייצרת עקומות מינון-תגובה ספציפיות ביותר המביאות בחשבון את ההבדלים במסה הממוצעת בין זנים ומינים (החשובה במיוחד עבור אורגניזמים שנאספו בשדה), ו-3) מאפשרת חישוב של מינונים קטלניים חציוניים קפדניים סטטיסטית (LD50 ), אשר נחוצים להשוואות יחס התנגדות - גישת מעקב חלופית מתמותה מינון אבחוני, המשמשת גם למעקב אחר עמידות בפני זחלים. בדיקה זו תהיה כלי משלים לפנוטיפ מדויק של אוכלוסיות יתושים, וכפי שהודגם באמצעות זבובי פירות, היא ניתנת להתאמה בקלות לשימוש עם חרקים אחרים. אנו טוענים כי בדיקה זו תסייע למלא את הפער בין עמידות גנוטיפית לקוטלי חרקים פנוטיפיים במספר מיני חרקים.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

יתושים אחראים ליותר מ-700,000 מקרי מוות מדי שנה כתוצאה מהמחלות שהם מעבירים לבני אדם, כאשר יותר ממחצית ממקרי המוות הללו נובעים ממלריה בלבד1. שיטת המניעה העיקרית נגד העברת מלריה ומחלות אחרות המועברות על ידי וקטורים היא השימוש בקוטלי חרקים, לעתים קרובות בצורה של רשתות קוטל חרקים ארוכות טווח או ריסוס שיוריפנימי 2. עם זאת, עמידות לקוטלי חרקים נפוצה בקרב יתושים וווקטורים אחרים של חרקים, כמו גם מזיקים חקלאיים 3,4. כדי לנהל ביעילות את ההתנגדות, המעקב הוא בעל חשיבות מרכזית5. לשם כך, יש צורך בשיטות זיהוי עמידות מדויקות מאוד ובתפוקה גבוהה. נכון לעכשיו, כלי המעקב הנפוצים ביותר אחר עמידות לקוטלי חרקים עבור יתושים הם בדיקת הצינור של ארגון הבריאות העולמי6 ובקבוק ה- CDC bioassay7. עבור זבובי פירות שיטת יישום המגע השיורי (בדומה לבדיקה הביולוגית של בקבוק ה-CDC) היא בדיקה ביולוגית נפוצה של קוטל חרקים 8,9,10. עם זאת, השונות בנתונים משיטות אלה היא בדרך כלל גבוהה, כאשר המדידות של אותו זן יתושים במעבדה נעות בין כ-20-70% תמותה בבדיקות בקבוקים של CDC ו-0-50% בבדיקות הצינור של ארגון הבריאות העולמי כאשר הן נחשפות למינונים תת-קרקעיים11. שונות כזו מפתיעה משום שהשונות הגנטית המוגבלת ברוב זני המעבדה צפויה להוביל לשינויים מוגבלים ברגישות לקוטלי חרקים באוכלוסייה. עם זאת, עדיין יש רמה גבוהה של שונות שנצפתה בתוצאות הבדיקה הביולוגית.

מקורות פוטנציאליים לשונות זו יכולים להיות תוצאה של חשיפה לקוטלי חרקים הטרוגניים בין דגימות בתוך הבדיקה הביולוגית עקב חשיפה עקיפה של קוטל חרקים דרך פני השטח, השפעות סביבתיות הטרוגניות, שונות ביולוגית נורמלית בין פרטים מאותו גנוטיפ, ושונות במסת הדגימות של אותה אוכלוסייה12 . שיטה שנעשה בה שימוש לעתים רחוקות עם שכפול גבוה יותר היא הבדיקה הביולוגית של היישום המקומי. במבחן זה, קוטל החרקים מוחל ישירות על כל חרק13,14, ומסיר את גורם החשיפה ההטרוגנית של דגימות שונות בתוך אותה בדיקה. עם זאת, בשל אופי התפוקה האיטית של שיטה זו, היא אינה משמשת באופן שגרתי ככלי מעקב אחר רגישות לקוטלי חרקים עבור אוכלוסיות יתושים. מאמר זה מציג פרוטוקול שונה עבור היישום האקטואלי bioassay המאפשר חשיפות לתפוקה גבוהה יותר תוך תיקון לשונות במסת החרקים, פרמטר המתאם לשינויים ברגישות לקוטלי חרקים12. הפחתה ברעש ושונות הקשורה להמוניה בנתוני התמותה מחשיפה משתנה לקוטלי חרקים תאפשר מעקב עמידות טכני מדויק יותר11,15. נתונים כאלה יכולים לשמש כדי לקשר בצורה מדויקת יותר עמידות פנוטיפית עם סמנים גנטיים, פרמטרים של כושר ו/או יכולת וקטורית. בנוסף, אנו מדגימים כיצד ניתן היה להתאים את הבדיקה הזו בקלות למיני חרקים אחרים על ידי שימוש ביישום היישום המקומי bioassay על זבובי פירות, מין חרקים בעל גוף קטן יותר.

המגבלה העיקרית של יישומי המגע השיוריים הנ"ל היא שהחשיפה לקוטלי חרקים עשויה להשתנות מדגימה לדגימה בתוך אותו מבחן. במקרה של בדיקות ביולוגיות של בקבוק CDC ושיטת המגע, חשיפה לקוטלי חרקים עשויה להשתנות בין שכפולים של אותה בדיקה. החרקים נחשפים לקוטלי חרקים המופצים בחלק הפנימי של בקבוק זכוכית (בדיקה ביולוגית של בקבוק CDC ושיטת מגע) או על ניירות ספוגים (בדיקת שפופרת של ארגון הבריאות העולמי). הריכוז של קוטל חרקים בשני המשטחים (זכוכית ונייר) ידוע וקבע מראש על ידי סינון מינים שונים של גנוטיפים ידועים. עם זאת, הכמות הזמינה לספיגה פוטנציאלית על ידי החרק יכולה להשתנות מאוד בהתאם לפני השטח שבהם נעשה שימוש, מרכיבי תערובת קוטל החרקים, ועד כמה קוטל החרקים מופץ באופן הומוגני על פני השטח16,17. בבדיקה הביולוגית של בקבוק ה-CDC, ציפוי קוטל החרקים בחלק הפנימי של הבקבוק תלוי בהליכים המופעלים על ידי כל מעבדה ומשתמש. בבדיקת הצינור של ארגון הבריאות העולמי, המאמרים שטופלו בקוטלי חרקים מיוצרים באופן מרכזי ולכן ככל הנראה הומוגניים למדי במעבדות. עם זאת, בבדיקת הצינור של ארגון הבריאות העולמי, צינור החשיפה מאפשר לדגימות לנחות ולנוח על רשת מתכת שאינה חשופה לקוטלי חרקים, מה שמוביל לחשיפה פוטנציאלית לקוטלי חרקים הטרוגניים בקרב הדגימות בתוך כל בדיקה. עדיין יש לחקור את הכמות האמיתית של קוטל החרקים שנאספה ונספגה על ידי דגימות בכל שיטה בהמשך18.

בנוסף, הבדיקה הביולוגית של בקבוק ה-CDC, בדיקת הצינור של ארגון הבריאות העולמי ושיטת המגע משמשים בדרך כלל כמבחני סף הבודקים רק ריכוז אחד קבוע מראש של קוטל חרקים. גישה זו יכולה לזהות במדויק את נוכחות ההתנגדות והיא בעלת ערך למעקב אחר התנגדות (במיוחד כאשר ההתנגדות מתפשטת). עם זאת, מבחני סף אינם יכולים לכמת את עוצמת ההתנגדות, מה שעשוי לנבא יותר את היעילות של כלי ההתערבות. אם משתמשים בריכוזי קוטל חרקים מרובים בשיטות אלה, ניתן להשתמש בהם כמבחני עוצמה. בדיקות אינטנסיביות עבור הבדיקה הביולוגית של בקבוק ה- CDC ובדיקת הצינור של ארגון הבריאות העולמי הוצגו על ידי בדיקת פי 5 ופי 10 המינונים המפלים שנקבעו מראש כדי לטפל בפער זה במעקב 6,19. בעוד שהם מספקים יכולת גדולה יותר להבדיל בין אוכלוסיות עמידות, 3-5 מינונים (קבועים מראש) מספקים רזולוציה מוגבלת לחישוב ריכוזים קטלניים. בנוסף, יתושים בגדלים שונים משמשים במבחנים כאלה. עם זאת, חשוב למדוד את המסה מכיוון שדגימות גדולות יותר עשויות להזדקק למינון גבוה יותר כדי להיהרג מכיוון שהמינון האפקטיבי ליחידת מסה יהיה נמוך בהרבה מזה של אורגניזם קטן יותר12. חישוב מינון קטלני בעל יחסות המונית (כמות קוטל החרקים לכל מסת חרקים) יהיה מדד שימושי יותר מהריכוז הקטלני הנפוץ יותר (למשל, כמות קוטל החרקים לכל שטח פנים) מכיוון שהוא בוחן את השונות של מסת החרקים בין מינים, אוכלוסיות וגנוטיפים. נתונים כאלה יסייעו למלא את הפער בין עמידות גנוטיפית ופנוטיפית במעבדה ובשטח, ויכולים גם לספק דרך קלה לחשב את ריכוז היישום הדרוש לטיפול באוכלוסייה של חרקים בעלי מסה ממוצעת ידועה.

השימוש במינונים קטלניים בעלי יחסות המונית שהורגים 50% מהדגימות (LD50) משלב גם כמה יתרונות אחרים. הערכת הרעילות של תרכובת מסוימת במ"ג/ק"ג (= ng/mg) היא סטנדרטית בטוקסיקולוגיה אנושית ווטרינרית14, וערכי LD50 נמצאים בגיליונות נתוני בטיחות חומרים. מינונים קטלניים מאפשרים גם השוואה ישירה של רעילות בין כימיקלים שונים כלפי מין מסוים או אותו כימיקל כלפי מינים שונים20, כמו גם הערכה איכותית של קוטלי חרקים וכימיקלים חדשים13. בנוסף, ה-LD50 יכול לספק יחסי התנגדות משמעותיים ומדויקים יותר מאלה הנגזרים מתוצאות תמותה מינון אבחוני, מה שעלול לגרום להערכת יתר של רמת העמידות הקיימת באוכלוסייה. לכן, בדיקה זו תתאים לתוכניות מעקב שגרתיות על ידי מתן ניטור עמידות קפדני יותר המבוסס על מינונים קטלניים של יחסות מסה הנגזרים מדגימות רבות יותר ממה שמומלץ לבדיקות ביולוגיות אחרות21.

שיטת היישום המקומית שימשה במעקב אחר רגישות לקוטלי חרקים אחר יתושים וזבובים כחלופה לבדיקות הביולוגיות הסטנדרטיות של רגישות לקוטלי חרקים כאשר העמידות כבר ידועה או חשודהב-22,23, כמו גם למעקב אחר חרקים מזיקים מסוימים24 כדי להעריך בצורה מדויקת יותר פרופילי עמידות ורעילות פנימית של קוטל חרקים21 . בבדיקות ביולוגיות של יישומים מקומיים, קוטל החרקים מוחל על כל אורגניזם, וכתוצאה מכך נוצרת שונות מינימלית בחשיפה לקוטלי חרקים. מאמר זה מציג שיטה מעט מותאמת ומשופרת המאפשרת ליישם את החשיפה לקוטלי חרקים על מספר רב של חרקים בפרק זמן קצר תוך שליטה במסת החרקים22. שיטה זו עם תפוקה גבוהה יותר עם רמות טובות של שכפול יכולה להיות כלי שימושי נוסף למעקב שגרתי אחר רגישות לקוטלי חרקים.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הערה: קוטלי חרקים עלולים לגרום לסכנות אנושיות, לבעלי חיים ולסביבה25. מומלץ מאוד להיזהר, לאימונים ולציוד מגן אישי. הקפד לעקוב אחר גיליונות נתוני בטיחות החומר עבור כל קוטלי החרקים והממסים המשמשים.

1. דגימות אחוריות

  1. יתושים בוגרים אחוריים בני 3-5 ימים.
    הערה: הפרוטוקול שלהלן משקף את התנאים לגידול Aedes aegypti , באופן הדוק בהתאם להנחיות ארגון המזון והחקלאות של האו"ם26.
    1. יתושים אחוריים מכל שלבי החיים בטמפרטורה של 27 ± 1 מעלות צלזיוס ו-75 ± לחות יחסית של 5% עם רכיבה על אופניים בהירים וכהים של 12:12 שעות.
    2. בקעו את ביצי היתושים על ידי טבילתן במים שעברו דה-יוניזציה והוספת שמרים26, או הניחו את הביצים השקועות בתוך תא ואקום למשך 30 דקות.
      הערה: שתי השיטות מפחיתות את תכולת החמצן בתוך המים ומגדילות את הבקיעה27.
    3. האכילו את מזון הדגים של הזחלים שזה עתה בקעו (או בתזונה מקבילה כגון כופתיות חתול טחונות) בתוך מגשים ושמרו על צפיפות הזחלים דומה ככל האפשר בין המגשים, שכן צפיפות הזחלים משפיעה על התפתחות12 (למשל, 200-250 זחלים לכל מגש המכילים סך של 1.5 ליטר מים).
    4. האכילו את הזחלים אחת ליומיים עד שהם מגיעים לשלב הפופל (כ-7-10 ימים), מה שמגדיל את כמות המזון לפי הצורך.
      הערה: כאשר מוזנים מעט מדי, צמיחת הזחלים תיפגע, והזחלים עשויים לאכול זה את זה. כאשר הם ניזונים יותר מדי, הזחלים עלולים למות, מה שגורם למים להסתבך.
    5. לאחר התפתחות הגלמים, העבירו אותם מדי יום לקערת מים בכלובי יתושים בוגרים וספקו תמיסת סוכרוז של 10% עד ליביטום.
    6. תעדו את היום הראשון להופעת המבוגרים. הסר את הגלמים הנותרים מהכלוב יומיים לאחר תחילת ההופעה.
      הערה: יתושים זכרים מגיחים מהר יותר. שימו לב להופעתם של זכרים ונקבות בנפרד והבטיחו שיהיו מספיק זכרים ונקבות זמינים לכל בדיקה.
    7. המתן במשך 3 ימים לאחר הסרת הגלמים כדי להשיג יתושים בני 3-5 ימים לבדיקה.
  2. זבובי פירות אחוריים (באופן רופף בעקבות פרוטוקולים של אוניברסיטת ציריך28).
    1. דרוזופילה אחורית מתאמצת בבקבוקי מלאי בטמפרטורה של 23 ± 1 מעלות צלזיוס ו-60 מעלות ± לחות יחסית של 5% עם רכיבה על אופניים בהירים וכהים של 12:12 שעות.
      הערה: בקבוקי ציר דרוזופילה צריכים להכיל 75 מ"ל של מדיום זבוב סטנדרטי, אשר נשפך תחילה כנוזל לתחתית הבקבוקים ולאחר מכן מותר להתמצק בן לילה.
    2. העבירו מושבות לבקבוקי מלאי חדשים עם מזון טרי כל שבועיים כדי למנוע ריבוי יתר וצמיחת עובש. כדי לעשות זאת, הפילו זבובים באמצעות מתקן פחמן דו-חמצני (CO2) ידני, העבירו את הזבובים המורדמים לנייר שקילה על חבילת קרח או שולחן צינון, והברישו את הזבובים לתוך בקבוק ציר טרי באמצעות מברשת עם קצה דק. הקפידו לשמור את הבקבוקים על צדם במהלך תהליך זה כדי למנוע מזבובים ליפול לתוך המזון ולטבוע.

2. הכינו תכשירי קוטל חרקים בגישה הגרווימטרית

  1. הפוך את תמיסת המלאי הראשונה בעקבות הגישה הגרווימטרית באמצעות סולם אנליטי עם דיוק של 0.1 מ"ג בתוך מכסה אדים.
    הערה: הגישה הגרווימטרית משתמשת במסה כדי למדוד את כמויות קוטל החרקים והממס שנוספו. הנוהג הסטנדרטי (הגישה הנפחית) ידרוש סולם אנליטי למדידת כמות קוטל החרקים (המוצק) שנוסף בעת הכנת פתרון המלאי הראשון; עם זאת, כמות הממסים שנוספו וכל הדילולים הבאים נמדדים לפי נפח בלבד. לגישה הגרווימטרית יש רמת דיוק גבוהה יותר ולכן היא עדיפה.
    1. קבע את ריכוז קוטל החרקים ונפח המטרה של המטרה (מומלץ להשתמש בצינורות חרוטיים של 15 מ"ל כדי למנוע שפיכה בעת אחסון במקפיא) עבור תמיסת המלאי הראשונה וחשב כמה חומר פעיל בקוטלי חרקים (AI) להוסיף באמצעות Eq (1):
       figure-protocol-1 (1)
    2. הכינו צינור אחסון (צינור חרוטי 15 מ"ל מומלץ לנפחים גדולים יותר, צינורות פקק בורג microcentrifuge 1.5 מ"ל מומלצים לנפחים של 1 מ"ל או פחות) ותווית עם קוטל חרקים ושם ממס, ריכוז מטרה ותאריך הכנה. מניחים את הצינור והמכסה על המאזניים בתוך מתלה או מחזיק ומצמידים את המאזניים.
    3. שקלו את הכמות הרצויה של קוטל חרקים מוצק או נוזלי AI שנקבעה משלב 2.1.1. (למשל, דלתאמתרין המשמש לנתונים המייצגים) לתוך הצינור ולרשום את המסה.
    4. טאר את קנה המידה והוסף את נפח הממס הרצוי (שווה ערך לנפח המטרה) לצינור, סגור את המכסה מיד, ורשם את המסה. סגור את מכסה הצינור מיד לאחר הוספת הממס (אצטון המשמש כאן) כדי למנוע אידוי וערבוב התמיסה.
    5. תעדו את טמפרטורת החדר. חלק מהממסים, כגון אצטון, יכולים להיות בעלי שינויים משמעותיים בנפח (וכתוצאה מכך בצפיפות) בהתאם לטמפרטורה.
    6. אם אתם מאחסנים מיד, עטפו את מכסה הצינור בפרפילם (כדי להפחית את האידוי), הניחו אותו במדף/מחזיק צינור (כדי לשמור על זקוף ולמנוע דליפה), כסו בנייר כסף (כדי למנוע חשיפה לקרינת UV), הניחו אותו בשקית ניילון הניתנת לסגירה חוזרת (כדי להפחית את האידוי) והניחו את השקית במקפיא של 20 מעלות צלזיוס. אם לא מאוחסן באופן מיידי, ודא שהמכסה מאובטח ומכסה בנייר כסף או במיכל מוגן באור.
    7. חשב את הריכוז הממשי של תמיסת המניות (mg/mL) על ידי חלוקת המסה של קוטל החרקים AI שנוסף על ידי נפח הממס שנוסף (ונפח קוטל החרקים שנוסף אם בצורה נוזלית). כדי לחשב את נפח הממס הנוסף (או קוטל החרקים הנוזלי), חלקו את המסה הנוספת בצפיפות הידועה המתאימה לטמפרטורה המתועדת.
    8. חשב את הצפיפות (g/mL) של תמיסת המלאי על ידי חלוקת המסה הכוללת שנוספו (קוטל חרקים וממס) בנפח הכולל שנוסף (ממס וקוטלי חרקים, אם בצורה נוזלית). ראה שלב 2.1.7 להמרת מסה נוזלית לנפח.
  2. דילול סדרתי של פתרון המלאי הראשוני באמצעות דילולים של 10%. במידת הצורך, השתמש בדילולים סדרתיים אלה כדי ליצור עקומת תגובת מינון ראשונית כדי לזהות את טווח המטרה של ריכוזי קוטל החרקים עבור הבדיקה הביולוגית.
    1. חשב את נפח תמיסת קוטל החרקים ואת הממס שיוסיף לכל צינור (לדוגמה, 1 מ"ל של תמיסת מלאי קוטל חרקים מדולל ב-9 מ"ל של ממס לדילול של 10 מ"ל של 10% מהריכוז הקודם).
    2. מערבולת את פתרון המניות במשך 10 שניות. Tare צינור דילול ראשון מתויג מראש על הסולם. הוסף את נפח תמיסת המלאי הנדרשת לצינור הדילול הראשון באמצעות פיפטה. סגרו מיד את המכסה של שני הצינורות ותעדו את המסה בצינור הדילול הראשון.
    3. טאר את שפופרת הדילול הראשונה שוב והוסף את נפח הממס הנדרש. סגור את המכסה מיד, רשום את המסה של הממס הנוסף, ומערבולת את הדילול הראשון במשך 10 שניות.
    4. חזור על שלבים 2.2.2 ו- 2.2.3 עבור הדילולים הנותרים.
    5. אחסן את כל הדילולים כמתואר לעיל בשלב 2.1.6.
    6. חשב את הריכוזים בפועל של הדילולים על ידי ביצוע שלב 2.1.7.
    7. חשב את הצפיפות של כל דילול קוטל חרקים על ידי חלוקת המסה הכוללת שנוספו (תמיסת קוטל חרקים וממס) בנפח הכולל שנוסף (תמיסת קוטל חרקים וממס). עבור כל דילול סדרתי, השתמש בצפיפות דילול מלאי קוטל החרקים הקודם כדי לחשב את צפיפות הדילול החדש לאחר Eq (2):
      figure-protocol-2 (2)
  3. אופציונלי: יצירת דילולים של קוטל חרקים עם דרגות קטנות יותר על ידי דילול סדרתי.
    1. בחר את הריכוזים והנפחים של כל תמיסה חדשה כדי ליצור בעזרת עקומת מינון-תגובה של הדילולים הסדרתיים הראשוניים, הניסויים הקודמים או הספרות שפורסמה.
      הערה: ריכוזים נבחרים צריכים לגרום לטווח תמותה של 0-100%, עם מינימום של שלושה ריכוזים מטווח זה כדי לאפשר ניתוח פרוביט.
    2. השתמשבדילולים הסידוריים כפתרונות מלאי כדי ליצור כל דילול חדש ולעקוב אחר שלב 2.2 כדי ליצור את הדילולים החדשים בין הדילולים בני פי 10.
  4. אופציונלי: Aliquot תמיסת קוטל החרקים. אם נעשים נפחים גדולים יותר של תמיסות קוטל החרקים, יש לדחוס את הפתרונות לצינורות 1.5 מ"ל עם מכסה בורג כדי למנוע זיהום, אידוי והתפרקות של תמיסות המלאי כתוצאה מטיפול תכוף וחשיפה לאור.
    1. Aliquot את הפתרונות, החל מהריכוז הנמוך ביותר ולעבוד לקראת הריכוז הגבוה ביותר כדי להפחית את הזיהום הפוטנציאלי. ערבבו כל תמיסת מלאי על ידי מערבולת במשך 10 שניות לפני פתיחה וצנרת של הנפח הרצוי (לדוגמה, 0.5 מ"ל) לתוך צינור מכסה בורג עם תווית מוקדמת.
    2. אחסנו את האליקוטים במיכל עמיד בפני אור במקפיא של -20 מעלות צלזיוס.
      הערה: מומלץ להחליף באופן קבוע (חודשי) את האליקוטים באליקוטים חדשים וקטנים שנלקחו ישירות מתוך דילול חומרי ההדברה המלאי. זה יגביל את הפוטנציאל של זיהום להיות מועבר לניסויים אחרים או שינויים עקב אידוי או השפלת UV בזמן שהדגימות משמשות על הספסל. ניתן להשהות את הפרוטוקול כאן ולהפעילו מחדש גם שנים לאחר מכן, כל עוד תמיסות קוטל החרקים מאוחסנות כראוי (ראה שלב 2.1.6) ונשמרות במקפיא של -20 מעלות צלזיוס.
  5. השתמש בעט סמן קבוע כדי לסמן את המניסקוס לפני האחסון כדי לפקח על אידוי הממס. בעת הסרת תמיסת קוטל חרקים כדי ליצור aliquots, לסמן את המניסקוס בכל פעם שהתמיסה מוסרת.

3. הכינו סביבת עבודה של בדיקה ביולוגית של יישומים אקטואליים

הערה: מומלץ לעבוד באוהל לטיפול בחרקים על הספסל ללכידה קלה יותר של יתושים נמלטים או זבובים. ראו איור משלים S1 לתמונות של אוהל לטיפול בחרקים.

  1. הסר את תמיסות קוטל החרקים הדרושות מהמקפיא, סובב מיד מערבולת והנח אותן במיכל עמיד בפני אור בטמפרטורת החדר כדי לאפשר לקוטלי החרקים להתחמם לטמפרטורת החדר לפני השימוש.
    הערה: AIs של קוטל חרקים יכולים להיפרד מהממס בטמפרטורות קרירות יותר. בנוסף, נפח האצטון משתנה עם הטמפרטורה, מה שיכול לשנות את מינון קוטל החרקים המיושם. ערבוב הפתרונות ומתן אפשרות לחמם אותם לטמפרטורת החדר מסייעים להבטיח עקביות בעת שימוש בתמיסות קוטל החרקים.
  2. קבעו את כל הכלים והחומרים הדרושים לבדיקת היישום האקטואלי באוהל הטיפול בחרקים כפי שמוזכר בטבלת החומרים.
  3. נקו את חבית המזרק והמחט עם אצטון בדרגה אנליטית על ידי השלמת 5 שטיפות לכל אצטון אליקו. השלימו זאת עם 5 אליקוטים נפרדים בסך הכל 25 שטיפות. ראה איור משלים S2 עבור מזרקים וחלקי פיפטטור מהדרים.
    1. הגדר 5 צינורות microcentrifuge עם 0.5 מ"ל של אצטון כל אחד.
    2. מלאו את חבית המזרק ב-0.025 מ"ל של אצטון מהצינור הראשון ולאחר מכן הוציאו את האצטון למיכל פסולת על ידי דחיפה מהירה כלפי מטה על הבוכנה. חזרו על הפעולה ארבע פעמים נוספות כדי להשלים בסך הכל חמש שטיפות אצטון מאותו אצטון אליקוט. לאחר מכן, מלאו את חבית המזרק לחלוטין באוויר והוציאו את שאריות האוויר והאצטון הפוטנציאליים למיכל הפסולת. חזרו על הפעולה פעמיים נוספות כדי להשלים שלוש "שטיפות" באוויר.
    3. חזור על שלב 3.3.2 עבור 4 הצינורות הנותרים של האצטון.
    4. צור כיס אוויר בתוך הקנה בין בוכנת המזרק לחלק העליון של המחט על ידי משיכת הבוכנה מעט לתוך הקנה (~ 5 מ"מ).
      הערה: כיס אוויר זה מגן על הבוכנה מפני מגע עם תמיסות קוטל החרקים ומפחית את נשיאת קוטל החרקים.
    5. הניחו את המזרק בצד עד שיהיה מוכן לשימוש ליישום מקומי.
  4. צור מפתח המכיל את המינונים שיש להחיל והקצה מזהים אקראיים לאחר מחוללי מספרים אקראיים או אותיות (ראה קובץ משלים 1).
  5. סמן את כוסות ההחזקה מפלסטיק עם תעודת הזהות האקראית להערכת תמותה עיוורת.
    הערה: במידת הצורך, ניתן להשהות את הפרוטוקול כאן ולהפעילו מחדש ביום ובשעה מאוחרים יותר. אם חולפות יותר מכמה שעות תוך כדי השהיה, מומלץ לחזור על שלב 3.3 כדי לוודא שהמזרק נקי ולהחזיר את תמיסות קוטל החרקים למקפיא עד כשעה לפני מינון החרקים ולאחר מכן לחזור על שלב 3.1.

4. הכינו דגימות לבדיקה הביולוגית האקטואלית. ראו איור 1 לסקירה פרוצדורלית

  1. מיין ושוקל את היתושים
    1. באמצעות שאיפה המופעלת על ידי יניקה משאיפה, שאפו את המספר הרצוי של יתושים בוגרים בני 3-5 ימים הדרושים לבדיקה, כולל עודף כדי להסביר אנשים שניזוקו. מעבירים את היתושים לתוך צינור חרוטי (עד 100 יתושים לכל צינור) על ידי הנחת קצה השואף לתוך הצינור עם כותנה עטופה סביב הקצה ונושפים בעדינות ומקישים על השואף. השתמש בכותנה כדי לחבר את הצינור כאשר קצה השואף מוסר ולאחר מכן מכסה עם המכסה. הימנעו מלמלא את השואף והצינורות ביותר מדי יתושים בבת אחת, שכן הדבר מוסיף לחץ נוסף על היתושים ועלול לגרום למוות.
    2. להפיל לזמן קצר את היתושים בצינורות על ידי הנחתם למשך מינימום של 10 דקות בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס או לקבור אותם מתחת לקרח במגש קרח.
      הערה: יתושים יכולים להיות מוחזקים ב 2 מעלות צלזיוס במשך מספר שעות עם תמותה מינימלית29; עם זאת, עדיף למזער את משך הזמן שבו היתושים נמצאים על הקרח כדי להפחית את ההשפעות השליליות הפוטנציאליות.
    3. העבירו את היתושים שהופלו לאוהל הטיפול בחרקים והטילו בזהירות את היתושים אל מגש פלסטיק (למשל, צלחת פטרי) המונחת על הקרח. יוצקים רק כ-50 יתושים בכל פעם כדי לוודא שכל אחד מהם נוגע במגש הקריר שמתחתיו ונשאר מופל.
    4. מיין את היתושים לפי מין על ידי הרמתם בעדינות על ידי הרגליים (או הכנפיים) עם מלקחיים ומניח כל מין בכוס החזקה נפרדת. ספרו את מספר היתושים של כל מין בזמן המיון והפסיקו כאשר מגיעים למספר הרצוי. בעת המיון, יש להסיר יתושים שנפצעו (למשל, רגליים חסרות) או שהם גדולים במיוחד (למשל, בטן מוגדלת באופן חריג) או קטנים (ניתן להבחין בקלות בעין בלתי כקטנה מגודל היתוש הממוצע של אותה אוכלוסייה).
      הערה: הטיפול ביתושים על ידי התוספות מפחית את הנזק המבני לגופם הראשוני הרך (למשל, הבטן).
    5. רשמו את המשקל של כל יתושים באמצעות סולם אנליטי בדיוק של 0.1 מג.
      1. מניחים ריקה עם צלחת פטרי כמכסה על המאזניים ומדביקים את הסולם. יוצקים את היתושים לתוך המיכל, מניחים את המכסה למעלה ומניחים את המיכל על המאזניים.
      2. רשום את המשקל המשולב ואת מספר הדגימות בגיליון הציונים (ראה קובץ משלים 2). מיד הניחו את הדגימות בחזרה על הקרח כדי להשאיר אותן משותקות.
      3. חזור על שלבים 4.1.5.1-4.1.5.2 עד שכל כוסות הדגימות נשקלו.
    6. מחלקים את היתושים המוכנים לקבוצות של 20-25 בכוסות נפרדות המונחות על קרח המסומן בתעודות הזהות האקראיות. בעת העברת יתושים, יש לשאוף להפחית את הלחץ ואת הנזק הפיזי הנגרם על ידי המלקחיים. באופן אידיאלי, הרימו את היתושים באמצעות מלקחיים 1-2 פעמים בלבד: פעם אחת לצורך מיון/שקילה ופעם שנייה פוטנציאלית להעברה לכוסות הניסוי.
      הערה: מספר אידיאלי של יתושים לכל הוא 20-25, וזה מספיק עבור שכפול, סביר כדי להעריך את התמותה, ולא אמור לגרום ללחץ / מוות הנגרמים על ידי צפיפות בכוס.
  2. מיין ושקול את זבובי הפירות
    1. להרדים את הזבובים באמצעות CO2 במשך 7 שניות.
      הערה: אם זבובים נחשפים ל-CO2 במשך יותר מ-7 שניות, הם עלולים להתקשות לזחול ולעוף כשהם מתעוררים30.
    2. יוצקים את הזבובים על חבילת קרח עטופה בנייר ספסל ומשתמשים במכחול בעל קצה דק כדי להפריד ולספור את הזכרים והנקבות.
    3. השתמשו במכחול כדי לאסוף בעדינות את הזבובים שנבחרו ולהניח אותם בבקבוק ציר נקי וריק. בחרו מספר שווה של זבובי פירות זכרים ונקבות (למשל, 15 זכרים ו-15 נקבות) ורשמו את בקבוקי הציר בשם הזן ובסך הכל זבוב הפירות (למשל, קנטון-S, 30 זבובים).
      הערה: חשוב שיהיו מספר שווה של זבובי פירות נקביים וזכריים מכיוון שזבובי פירות זכרים יכולים לחוות תוקפנות מוגברת זה כלפי זה לאחר שהוסרו מנוכחותם של נקבות31. לכן, כדי למנוע תמותה או פציעות שאינן קוטלות חרקים, עדיף שיהיה מספר שווה של זכרים ונקבות (או להשמיט זבובי פירות זכרים לחלוטין).
    4. רשמו את משקלו של כל בקבוק של זבובי פירות באמצעות סולם אנליטי.
      1. מניחים בקבוקון ריק (מסומן במזהה אקראי, מתייחסים לשלב 3.4) עם צלחת פטרי כמכסה על המאזניים ומגדירים את הסולם.
        הערה: בקבוקוני זכוכית מומלצים לשימוש עם זבובי פירות מכיוון שהם מפחיתים באופן משמעותי את הסטטי.
      2. הרדימו את בקבוק זבובי הפירות המתאימים למזהה האקראי של הבקבוקון באמצעות CO2 למשך 7 שניות.
      3. יוצקים את זבובי הפירות על נייר השקילה ומשתמשים בנייר כמשפך כדי להכניס את הזבובים לבקבוקון. מניחים את מכסה צלחת הפטרי על גבי בקבוקון זבובי הפירות ומניחים אותו על המאזניים.
      4. רשמו את המשקל המשולב ואת מספר הדגימות על גיליון התוצאות ולאחר מכן הניחו מיד את בקבוקון זבובי הפירות במגש קרח, כאשר המכסה עדיין למעלה כדי למנוע מהזבובים לברוח.
      5. חזור על שלבים 4.2.4.1-4.2.4.4 לכל בקבוק של זבובי פירות.
  3. לאחר השלמת השלבים לעיל, עבור מיד לסעיף הבא.

5. דגימות מינון

  1. טען את המזרק עם ריכוז קוטל החרקים הנכון. התחילו עם המינון הכי פחות מרוכז ועבדו לקראת המינון המרוכז ביותר עם כל קבוצת אורגניזמים. כדי למנוע פסולת, טענו את המזרק רק עם הנפח הדרוש של קוטל חרקים בתוספת תוספת מומלצת של 2 מיקרול'.
  2. הטה את הדגימות על נייר(ים) שקילה המונחים על גבי מגש על הקרח. הפרד את הדגימות הקרובות זו לזו באמצעות מברשת צבע נקייה ונטולת קוטל חרקים או צמר גפן כדי לאפשר גישה נוחה לכל דגימה לצורך מינון. עבור יתושים, השתמשו במברשת הצבע גם כדי לוודא שכל דגימה מונחת על הגב שלהם ומשטח הגחון שלהם פונה כלפי מעלה.
  3. באמצעות המזרק, יש למרוח טיפה אחת של תמיסת קוטל חרקים (או אצטון להדברה) על בית החזה הגחוני ואזור הבטן עבור יתושים והדורסום עבור זבובי פירות. יש למרוח טיפת 0.2 μL (הדורשת מזרק של 10 μL) עבור חרקים קטנים יותר כגון זבובי פירות וטיפה של 0.5 μL (הדורשת מזרק של 25 μL) עבור יתושים.
    הערה: רגישות לקוטלי חרקים אינה שונה באופן משמעותי בין חלקי גוף ראשוניים (כגון הראש, בית החזה והבטן) בהשוואה לנספחים (כגון כנפיים, רגליים או פרובוסקיס)32. לכן, אתר היישום אינו חייב להיות מדויק כל עוד טיפת המינון מוחלת על הגוף הראשוני. בית החזה הגחוני ואזור הבטן נבחרים עבור יתושים מכיוון שלעתים קרובות הם שוכבים על הצד הגבי שלהם כאשר הם מופלים, ואילו הגב נבחר עבור זבובי פירות מכיוון שלעתים קרובות הם שוכבים על צד הגחון שלהם כאשר הם מופלים. ירידה זו הספציפיות של אתר היישום מסייעת להגדיל את התפוקה של שיטה זו.
  4. מיד לשפוך את הדגימות בחזרה לתוך הפלסטיק המסומנת ולכסות את הכוס עם רשת וחבלה גומייה. מניחים את הכוס לתוך מגש החזקה ומציינים על הכוס את כל הדגימות שנהרגו, ניזוקו או נמלטו בתהליך זה (כדי לא לכלול אותן בספירה הסופית של הדגימות באותה כוס). עבור הגביע הראשון, רשמו את הזמן שבו הושלמה המינון.
  5. החלף את ניירות השקילה שעליהם מונחות הדגימות כדי למנוע זיהום של קוטל חרקים בין המנות.
  6. חזרו על המינון של כל עד שכל הדגימות מינונו עם ריכוזי קוטל החרקים המתאימים ותעדו את זמן הסיום שבו כל הדגימות נוספו.
  7. ספקו תמיסת סוכרוז של 10% לכל באמצעות כדור צמר גפן ספוג והניחו את הכוסות בצד עד להערכת התמותה למחרת. אחסנו את היתושים בטמפרטורה של 27 ± 1 מעלות צלזיוס עם 75 ± 5% לחות יחסית5 והפרי זבובי הפירות בטמפרטורה של 23 ± 1 מעלות צלזיוס עם 60 ± 5% לחות יחסית.
    הערה: היזהר בעת סחיטת כדורי הצמר גפן כדי למנוע פיזור יתר או תת-ספיגה. כדורי הצמר גפן צריכים להיות לחים אך לא נוטפים. טפטוף מי סוכר בכוס יכול להוביל לתמותה של הדגימות ובכך להשפיע על הערכת התמותה של קוטל החרקים.

6. להעריך תמותה

  1. שיא תמותת הדגימות ב-24 שעות לאחר תחילת החשיפה לקוטלי חרקים. לסווג יתושים כחיים אם הם יכולים לעוף ולהחזיק את עצמם זקופים; כמתים אם הם חסרי תנועה או אטקסיים (אינם מסוגלים לעמוד או להמריא לטיסה), כפי שתואר על ידי ארגון הבריאות העולמי6. עקוב אחר אותה הערכת תמותה עבור זבובי פירות 8,33.
    הערה: כדי להעריך תמותה מאוחרת, ניתן להעריך את התמותה לאחר 48 ו-72 שעות עם שינויים יומיים במי הסוכר.
  2. לאחר תיעוד התמותה, הניחו את כל כוסות הדגימות בשקית הכלולה במקפיא למשך שעה אחת לפחות כדי לוודא שכל הדגימות מתות לפני הסילוק או השימוש לאחר מכן (למשל, אנליזה מולקולרית או כימית).

7. ביצוע שכפולים

  1. חזור על שלבים 3-6 על קבוצה חדשה של דגימות, תוך הקפדה על ביצוע שכפולים באותה השעה בכל יום, שכן רגישות לקוטלי חרקים יכולה להשתנות בהתאם לשעה ביום34.
  2. הקפידו על מינימום של 3 שכפולים עבור כל ריכוז לצורך הערכה מדויקת של המינון הקטלני שהורג 50% מהדגימות (LD50). כלול שכפולים נוספים אם נצפתה רמה גבוהה של שונות.
  3. השלם את הניתוח לאחר שכל הנתונים נאספים.

8. לנתח את התוצאות

  1. הקלט נתונים בתוכנית גיליון אלקטרוני והשתמש במפתח המזהה האקראי כדי לחשוף את הנתונים (שלב הפניה 3.4). שמור את הנתונים כקובץ טקסט (ראה נתונים לדוגמה בקובץ משלים 3) לניתוח בתוכנית הסטטיסטית R35 (ראה קוד R לדוגמה בקובץ משלים 4) או בתוכנה אחרת מבחירה36.
  2. בתוך התוכנה, השלם את הניתוח הבא. ראה קובץ משלים 4 לקבלת קוד R לדוגמה.
    1. חשב את המינון של קוטל חרקים (ng) לכל מסת דגימה (mg) להלן Eq (3) להלן:
      figure-protocol-3 (3)
    2. חשב את התמותה ויישם את נוסחה37 של אבוט כדי לתקן את התמותה ביחס לתמותה שנצפתה בכל פקד37. לחלופין, השתמש בנוסחת שניידר-אורלי (1947) כדי לתקן אתהתמותה 38. עם כל אחת מהנוסחאות, החל את התיקון על כל הנתונים ללא קשר לתמותה בכל פקד, כפי שתואר קודם לכן37 ויישם39, אלא אם כן נתוני הבקרה גבוהים באופן יוצא דופן (ראה דיון להלן).
      הערה: הנוסחה של אבוט וחלופות מקבילות, כגון נוסחת שניידר-אורלי, מתאימות את ערכי התמותה באופן פרופורציונלי למידת התמותה שלא נצפתה בבקרה ולא יגרמו לירידה בתמותה של כוסות שהיו בהן 100% תמותה. לקבלת מידע נוסף, עיין בהפניות המצוטטות עבור נוסחאות אלה.
    3. הפוך נתוני תמותה מתוקנים לערכי פרוביט (יחידת הסתברות)40 ובצע רגרסיה ליניארית בין מינון קוטל החרקים לבין נתוני התמותה שהשתנו. השתמש במבחן צ'י-ריבוע כדי להעריך את ההתאמה של המודלים הליניאריים.
      הערה: ערכי תמותה של 0 (0% תמותה) או 1 (100% תמותה) מוסרים מהנתונים לפני השלמת טרנספורמציית הפרוביט. זה הכרחי בשל אופי הטרנספורמציה של probit. לפיכך, הנתונים הגרפיים לא יכללו בקרות חיוביות או שליליות או כל נתון אחר שהביא ל-0% או ל-100% תמותה (לאחר יישום התיקון של אבוט).
    4. חשב את ה-LD50 ו-95% רווח בר-סמך (CIs) לכל זן דגימה, אוכלוסייה ו/או מין בעקבות שיטות שפורסמו בעבר 39,41,42.
    5. הערה: אם 95% CIs של שני זנים אינם חופפים, לזנים יש תגובות מינון שונות באופן משמעותי.
    6. אם רלוונטי, חשב את יחסי ההתנגדות (RRs) על ידי חלוקת LD50 של זן העניין ב- LD50 של זן הייחוס / הבקרה.

figure-protocol-4
איור 1: דיאגרמת פרוטוקול בדיקת יישומים אקטואלית. פרוטוקול בדיקת יישומים מקומיים מתחיל ב-(A) מיון דגימות על קרח, ואחריו (B) שקילה של דגימות בקנה מידה אנליטי, (C) מינון דגימות עם תמיסות קוטל חרקים, ו-(ד) תקופת המתנה של 24 שעות לאחר חשיפה לקוטלי חרקים עם גישה לתמיסת סוכרוז ad libitum של 10% (באמצעות כדור צמר גפן ספוג), ולאחר מכן הערכת תמותה. חיצים אדומים מציינים את מיקום היישום של קוטל חרקים למטרה עבור יתושים (משמאל) וזבובי פירות (מימין). שים לב שהתמונה אינה משתנה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

תוצאות מייצגות אלה כוללות שני זנים שונים של Ae. aegypti, Rockefeller (ROCK), וזן שדה מבודד מפלורידה עם מוטציות ידועות של עמידות בפני נפילות F1534C ו-V1016I (גנוטיפ IICC). בנוסף, דרוזופילה מלנוגסטר (קנטון: זן S) מופיע.

איור 2 ואיור 3 ממחישים את תגובת המינון של כל אורגניזם לפי זן ומין שנבדקו על פי הפרוטוקול לעיל. מכיוון שלא נצפו הבדלים בין עקומות תגובת המינון של יתושים זכרים ונקבות בתוך כל זן (t = 1.70, p = 0.098 עבור ROCK ו- t = 0.64, p = 0.527 עבור IICC), נאספו נתונים משני המינים בתוך כל זן יתושים. LD50 בעל יחסות מסה עבור ROCK ו- IICC הם 0.008 ננוגרם /מ"ג (95% CI: 0-0.104) ו- 0.336 ננוגרם /מ"ג (95% CI: 0.235-0.438), בהתאמה. 95% CIs של ערכים אלה אינם חופפים, מה שמצביע על תגובות מינון שונות באופן משמעותי של הזנים. ה- RR של זן IICC (ביחס לזן ROCK) הוא 41.7, אשר על פי ארגון הבריאות העולמי, נחשב עמיד מאוד5. עבור זבובי הפירות של קנטון-S, ה-LD50 בעל יחסות המסה הוא 0.213 ננוגרם/מ"ג (95% CI: 0-0.490).

figure-results-1
איור 2: נתונים מייצגים של יתושים באמצעות בדיקה ביולוגית של יישומים מקומיים. נתוני מינון-תגובה מייצגים ממחקר ביולוגי של יישום מקומי בעקבות הפרוטוקול הנ"ל באמצעות deltamethrin ויתושים: (A) נקבה Ae. aegypti ROCK (n = 880) ו- IICC (n = 550) זנים, (B) זכר Ae. aegypti ROCK (n = 880) ו- IICC (n = 569) זנים. ריכוזי בדיקת דלתאמתרין נעו בין 0.00075 ng/μL ל-9.68705 ng/μL, והמינון של deltamethrin המיושם (ng) לכל מסה ממוצעת של יתוש (mg) משתקף בציר ה-x. התמותה מוצגת כשיעור על ציר ה-y. הקו השחור דרך כל אשכול נקודות נתונים מייצג את הרגרסיה הליניארית הספציפית לזן ולמין. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

figure-results-2
איור 3: נתונים מייצגים של זבובי פירות באמצעות בדיקה ביולוגית של יישומים מקומיים. נתוני תגובת מינון מייצגים מבדיקה ביולוגית של יישום מקומי בעקבות הפרוטוקול הנ"ל באמצעות דלתאמתרין וזבובי פירות: זן D. melanogaster Canton-S (n = 1014). ריכוזי בדיקת דלתאמתרין נעו בין 0.00499 ל-5.02876 ננוגרם/מיקרול, והמינון של דלתאמתרין שנמרח (ng) למסת זבוב הפירות הממוצעת (מ"ג) משתקף בציר ה-x. התמותה מוצגת כשיעור על ציר ה-y. הקו השחור מייצג את הרגרסיה הליניארית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

איור משלים S1: אוהל לטיפול בחרקים על הספסל. אוהל לטיפול בחרקים על הספסל משמש ללכידה קלה יותר של יתושים נמלטים או זבובים במהלך בדיקת היישום המקומית. המבנה סגור ב-A ופתוח ב-B. מבנה זה נבנה עם צינור PVC ובד רשת עדין. אנא לחץ כאן כדי להוריד קובץ זה.

איור משלים S2: מזרק ויחידת אפליקטור מהדר. מזרק ויחידת אפליקטור מהדר המשמשת למינון חרקים. החלקים העיקריים כוללים 1) מחט, 2) חבית מזרק, 3) בוכנה, 4) מהדר, ו 5) כפתור מהדר. אנא לחץ כאן כדי להוריד קובץ זה.

קובץ משלים 1: סקריפט אקראיות: סקריפט אקראי ליצירת תוויות לא מוטות עבור כל הכוסות של כל ניסוי. אנא לחץ כאן כדי להוריד קובץ זה.

קובץ משלים 2: גיליון ציוני תמותה: גיליון ציוני תמותה המסייע להערכת תמותה. הגיליון כולל גם מקומות לתיעוד כל המידע החשוב האחר לתיעוד, כפי שמצוין בפרוטוקול, כגון יישום קוטל החרקים בשעות ההתחלה והסיום. אנא לחץ כאן כדי להוריד קובץ זה.

קובץ משלים 3: נתוני תמותה לדוגמה: קובץ נתונים לדוגמה המשמש ליצירת איור 2. תיאורי כותרות העמודות הם כדלקמן: "id" = קוד זיהוי של כל נקודת נתונים; "מינים" = שם המין (למשל, Aedes aegypti); "קוטל חרקים" = שם של קוטל חרקים המיושם באופן מקומי (למשל, Deltamethrin); "זן" = שם זן היתושים (למשל, ROCK); "תאריך" = תאריך התחלה יישום אקטואלי; "סקס" = מין של יתושים; "גיל" = גיל היתושים (צעירים = בני 3-5 ימים; זקנים = בני 4 שבועות); "total.mosq" = המספר הכולל של יתושים ששוקלים באצווה; "משקל" = משקל (מ"ג) של כל היתושים בתוך אצווה; "ריכוז" = ריכוז קוטל חרקים (מיקרוגרם/מ"ל); "מזרק" = נפח טיפות (mL) של מזרק; "מינון" = כמות החומר הפעיל של קוטל חרקים המופעל על כל יתוש (ng); "סה"כ" = מספר היתושים בכל כוס; מת = מספר היתושים המתים בכל. אנא לחץ כאן כדי להוריד קובץ זה.

קובץ משלים 4: קוד ניתוח R: קוד R לדוגמה שניתן להשתמש בו כדי להשלים את ניתוח Probit (כמתואר בשלב 8 של הפרוטוקול). ניתן להשתמש בתוצאות המייצגות (הנגישות באמצעות קובץ הנתונים המשלים לדוגמה) באמצעות קוד R זה. אנא לחץ כאן כדי להוריד קובץ זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מאמר זה מציג פרוטוקול מותאם למבחן היישום האקטואלי עבור יתושים וזבובי פירות. הליך זה יכול להיות מותאם בקלות לשימוש בשטח ועם אורגניזמים אחרים כפי שהוא דורש ציוד מיוחד מינימלי. להלן השלבים הקריטיים של פרוטוקול זה, שינויים פוטנציאליים, ייעוץ לפתרון בעיות, מגבלות השיטה ומשמעותה של שיטה זו.

שלבים קריטיים בפרוטוקול: ישנם שלושה שלבים קריטיים בפרוטוקול, שאם הם הושלמו באופן שגוי, יכולים להשפיע באופן דרסטי על תוצאות הבדיקה הביולוגית: דיוק ריכוז קוטל החרקים, נפילת הדגימות והערכת התמותה.

דיוק בריכוז קוטל החרקים:
חשוב מאוד שיהיו פתרונות מדויקים של קוטל חרקים כדי להשיג עקומות תגובת מינון הניתנות לשכפול ותוצאות משמעותיות. הגישה הנפחית להכנת תמיסת קוטל חרקים נפוצה יותר בספרות הן עבור הביו-אסאיקציה של בקבוק CDC7 והן עבור יישומים מקומיים 13,14,43. עם זאת, הגישה הגרווימטרית המתוארת כאן היא מטבעה מדויקת יותר בשל התחשבות בטמפרטורה באמצעות הכללת צפיפות (ספציפית לטמפרטורה), מה שמוביל להכנת פורמולציה מדויקת יותר.

נוק-דאון דגימה:
הפלת הדגימות היא מרכיב קריטי בשיטה זו ומאפשרת מתן מדויק של קוטל החרקים ומדידות המשקל. עם זאת, הפלת אורגניזמים מכילה בהכרח את הסיכון ללחץ פיזי ולנזק, כפי שהוכח בעבר30. לכן, היו זהירים ושמים לב כשאתם מפילים את הדגימות כדי להבטיח א) כל דגימה מופלת למשך זמן דומה, ב) אורך ההטלה נשמר למינימום, ו-3) שיטת ההטלה נשמרת עקבית בכל הדגימות. בנוסף, מומלץ לבחון את שיטת ההדחה בנפרד, לפני השימוש בקוטלי חרקים, כדי לוודא שהשיטה מוצלחת ואינה גורמת לתמותה מבוקרת העולה על 10%. הבדיקה הראשונית עשויה להימשך זמן רב יותר עבור משתמש לא מנוסה, מה שיוביל לזמני הורדה ארוכים יותר. לכן, היו זהירים בעת פירוש התוצאות מהמבחנים הראשונים.

הערכת תמותה:
הערכת התמותה יכולה להיות מאתגרת, במיוחד כאשר קוטל החרקים אינו הורג לחלוטין אלא רק מפיל או מפיל את היתוש או הזבוב. לכן, חשוב להיות מודעים לאופן שבו קוטל החרקים משפיע על אורגניזם המטרה ויש להם הגדרה ברורה לאורגניזמים "מתים" (או מופלים) לפני שמתחילים. בנוסף, מומלץ שאותו אדם יעריך תמותה בין מינונים ומשכפלים כדי להפחית את השונות.

שינויים בפרוטוקול: ניתן להחיל מספר שינויים המתוארים להלן על פרוטוקול זה כדי לשפר את הרבגוניות והנגישות שלו.

התאמת הבדיקה לחרקים קטנים או גדולים יותר:
בעת שימוש בדגימות קטנות או גדולות יותר, מומלץ להחיל כמות קטנה יותר או גדולה יותר של קוטל חרקים, בהתאמה. לדוגמה, התאמנו את פרוטוקול היתושים לזבובי פירות על ידי הפחתת המינון של 0.5 μL למינון של 0.2 μL. ודא שגודל המזרק הנכון נבחר עבור נפח המינון שנבחר.

התאמת הבדיקה לחרקים בשטח:
כאשר משתמשים בחרקי שדה, ייתכן שיש שונות רבה יותר בגודל החרקים. לכן, מומלץ לשקול את החרקים בקבוצות קטנות יותר (למשל, לכל כוס) במקום כקבוצה גדולה (למשל, כל החרקים המשמשים לניסוי אחד). זה יכול לעזור ללכוד את השונות הפוטנציאלית ברגישות לקוטלי חרקים הקשורים להבדלים במסת החרקים בשדה.

שינויים בציוד:
אוהל לטיפול בחרקים: ניתן להשלים את מינון הדגימה תחת אוהל לטיפול בחרקים שנבנה בפשטות עם צינור PVC וכילות נגד יתושים. זה יכול להיות חלופה לחדר סגור (למשל, חרקים) ולעזור למנוע זיהום פוטנציאלי של קוטל חרקים באזורים שבהם עלול להתרחש גידול חרקים. אוהל זה לטיפול בחרקים קל לבנייה ובעלות נמוכה (כ-70 דולר). לחלופין, ניתן לרכוש כלוב לטיפול בחרקים (כ-425 דולר).

שולחן צונן: חבילות קרח או מגשי קרח יכולים לשמש להפלת הדגימה ו/או להפלת הדגימה ו/או להפלת הדגימה.

אינקובטור: אינקובטורים מומלצים לגידול הדגימה ולהחזקת הדגימה במשך 24 שעות לאחר הטיפול בקוטלי חרקים. אם אינקובטור אינו זמין, ניתן לבנות אותו. הציוד הדרוש לבניית החממה כולל מיכל מבודד, מכשיר אדים, כבלי חום, בקר לחות וטמפרטורה, ואור, שאמור להסתכם בעלות כוללת של כ-170 דולר, בהמשך להרחבה של שיטות קודמות44.

מחזיקי כוסות: למרות שכוסות פלסטיק משמשות למיון והחזקה של הדגימה המטופלת, כוסות נייר מרופדות שעווה או מיכלי זכוכית יהיו חלופות מתאימות.

אורגניזם ושינוי שלב החיים:
שיטה זו ניתנת להתאמה רבה לשימוש עם וקטורים אחרים, חרקים ו /או פרוקי רגליים כגון יתושי Culex quinquefasciatus 32, זבובי בית32, וג'וקים45, כמו גם שלבי חיים שאינם בוגרים, כגון זחלי יתושים46.

שינוי מיקום יישום אקטואלי:
שיטה זו מתארת את מריחת קוטל החרקים על בית החזה הגחוני ואזור הבטן עבור יתושים (ואת הגב עבור זבובי פירות). עם זאת, ניתן להשתמש במיקומי יישומים אחרים כל עוד אתר החשיפה עקבי. העקביות חשובה מכיוון שהרגישות לקוטלי חרקים יכולה להשתנות בהתאם למיקום היישום32.

עצות לפתרון בעיות: לשיטה זו יש כמה שלבים שהם בתחילה מאתגרים. להלן כמה מהבעיות הנפוצות ביותר שאדם עלול להיתקל בהן.

תמיסות קוטל חרקים דולפות/מתאדות:
קוטלי חרקים מומסים בדרך כלל באצטון, תרכובת נדיפה מאוד. משמעות הדבר היא שאצטון מתאדה במהירות בטמפרטורת החדר, מה שמגדיל את ריכוזי קוטל החרקים עם הזמן. אם נראה כי תמיסות קוטל החרקים דולפות או מתאדות, יש ליצור מחדש את התמיסות, לוודא שהמכסה של הצינור דולק היטב, ולבדוק שוב שפרוטוקולי האחסון מתבצעים כראוי (למשל, נעשה שימוש בפרפילם, והצינורות מאוחסנים זקופים). אם הדליפה נמשכת, נסו למלא את הצינורות בנפח נמוך יותר כדי לאפשר יותר מקום לשינוי בנפח שהאצטון חווה בטמפרטורות שונות. בנוסף, אם אתם משתמשים באצטון כממס, ודאו שהצינורות מדורגים לאחסון אצטון (למשל, פלסטיק FEP, TFE ו-PFA). אם אתם משתמשים בקוטלי חרקים הידרופוביים, אחסנו את התמיסות בבקבוקוני זכוכית (שכן קוטלי חרקים הידרופוביים נדבקים לזכוכית פחות מפלסטיק). זה גם תרגול טוב לסמן את המניסקוס של הפתרון לפני האחסון כדי לפקח על אידוי.

משקל נסחף על מיקרו-איזון בעת שקילה של אורגניזמים:
אם קריאת המשקל בסולם נסחפת (לאט לאט עולה או יורדת), זה יכול להיות בגלל סטטי. סחף מתרחש לרוב כאשר שוקלים אורגניזמים בפריטי פלסטיק, שכן פלסטיק יכול בקלות להחזיק מטען סטטי. כדי להימנע מכך, ניתן להניח נייר שקילה מתחת למיכל הפלסטיק הנשקל, או להשתמש במיכל שאינו פלסטיק כגון זכוכית.

תוצאות תמותה חריגות:
ישנן דרכים רבות שבהן תוצאות התמותה עשויות להיראות חריגות, כגון התבוננות בתמותה גבוהה בבקרה או תמותה גבוהה/נמוכה בכל מינוני קוטל החרקים. סקור את המקרים הבאים לפתרון בעיות בכל תרחיש.

תמותה בשליטה גבוהה
אם יש תמותה גבוהה בקבוצת הביקורת (10% או יותר), העריכו את שיטת ההפלה ואת משך הזמן שבו הדגימות מופלות. במידת האפשר, לקצר את משך הזמן שבו הדגימות מופלות. גורמים פוטנציאליים אחרים שיש לקחת בחשבון עבור תמותה גבוהה בבקרות כוללים i) בדיקה אם הגדרות האינקובטור נכונות – טמפרטורות ו/או לחות חריגות עלולות להוביל לתמותה מוגברת. יש לבדוק את הטמפרטורה והלחות עם אוגר נתונים עצמאי. 2) הערכת טיפול בחרקים. טיפול בחרקים יותר מדי או גס מדי עלול להוביל לתמותה גבוהה. 3) בדיקה אם אין זיהום קוטל חרקים ב-100% אצטון המשמש לטיפול בקבוצת הביקורת או במכשור. החלף אצטון ונקה את כל המכשירים באצטון או באתנול. הימנע מזיהום על ידי החלפת כפפות לעתים קרובות, מניעת שפיכה וחומרי ניקוי. שים לב שבקובץ משלים 3, מקסימום שני יתושים מתו בתוך כוסות הבקרה (אצטון בלבד). רמה זו של תמותה אינה נחשבת גבוהה (היא פחות מ -10%), ולכן, לא היתה סיבה לדאגה.

תמותה גבוהה בכל הקבוצות שנחשפו (אך לא בקבוצות ביקורת)
השתמש בריכוזי קוטל חרקים נמוכים יותר או בנפחי מינון קטנים יותר לבדיקה. המינונים שבהם נעשה שימוש עשויים להיות מעל המינון המינימלי שלא יגרום לתמותה. השתמש במספר דילולים של פי 10 כדי לזהות את טווח המינונים הנכון, ולשלול זיהום. כדי למנוע זיהום, התחילו במינון עם הריכוז הנמוך ביותר ועבדו לקראת הריכוז הגבוה ביותר. בנוסף, וודאו שכל הציוד שבו נעשה שימוש מנוקה באופן קבוע עם אצטון ו/או אתנול, המינונים המיושמים על הדגימה קטנים מאוד, ואפילו הזיהום הצולב הקל ביותר עלול להשפיע על התוצאות.

תמותה נמוכה בכל הקבוצות שנחשפו
השתמש בריכוזי קוטל חרקים גבוהים יותר. המינונים שבהם נעשה שימוש עשויים להיות נמוכים מדי מכדי לגרום לתמותה באוכלוסייה. כדי לזהות את טווח המינונים הנכון, יש לחשוף את הדגימות למספר מינונים מרוכזים פי 10 נוספים. ודא שתמיסות קוטל החרקים לא פג תוקפן או התדרדרו (ייתכן שבשל טמפרטורה גבוהה או חשיפה לאור). אם תוקפם של הפתרונות פג או שהם חשודים בפגיעה, תכננו מחדש את הפתרונות וודאו שתנאי אחסון נאותים מתקיימים.

תמותה לא עקבית בין שכפולים/ימים
השעה ביום שבה חרקים נחשפים לקוטל החרקים עלולה להשפיע על רמת העמידות המובעת, במיוחד לעמידות מטבולית34. חזור על פרוטוקול זה באותו חלון זמן בכל יום כדי להימנע משעה ביום כמשתנה פוטנציאלי התורם לשינויים בתמותה. גורמים פוטנציאליים אחרים התורמים לתמותה לא עקבית בין שכפולים כוללים א) דגימות שגודלו באופן דיפרנציאלי בין ניסויים. ודא שכל הדגימות הן מאותו טווח גילאים, מגודלות באותה טמפרטורה ובצפיפויות ובזמינות מזון דומות. ii) ריכוזי קוטל החרקים מתדרדרים עם הזמן או הופכים מרוכזים יותר עקב אידוי אצטון. תכננו מחדש את הפתרונות והבטיחו תנאי אחסון נאותים. 3) ניקוד תמותה לא עקבי. ודא שאותו אדם נותן ציונים לתמותה או לפתח פרוטוקול ברור שישמש באופן עקבי ברחבי הצוות. השתמש בניקוד עיוור כדי להפחית את ההטיה בניקוד התמותה.

חרקים הנדבקים לפני השטח של מגש המיון:
אצטון מגיב לפלסטיק המשמש בפרוטוקול זה, כגון צלחות פטרי. הדגימה ככל הנראה תיצמד לפני השטח אם תשתמש באצטון על צלחות פטרי או על משטחי פלסטיק דומים. ניתן להימנע מהדבקה זו על ידי ציפוי מגש המיון בנייר שקילה או שימוש במגש מיון שאינו פלסטיק. בנוסף, עיבוי על פני הפלסטיק במגש המיון או החזקת כוסות עלול לגרום לחרקים להיצמד לעיבוי, או שהדגימה עלולה להיות קרה מדי ועלולה לקפוא על פני השטח. התאם את שיטת ההטלה כדי להפחית את העיבוי תוך מניעת התקררות/הקפאה של הדגימות (לדוגמה, הנח נייר שקילה בין הדגימות למגש המיון מפלסטיק).

שגיאות ניתוח R:
לאחר איסוף נתוני התמותה, עלולים להתרחש מגוון סיבוכים במהלך הניתוח. הסיבה הנפוצה ביותר לכך שקוד R אינו יכול להשלים את הפעולות עבור קובץ הנתונים היא שתבנית הנתונים אינה תואמת לקוד (לדוגמה, כותרות עמודות ו/או תאים ריקים). אם מתעוררים סיבוכים חמורים יותר, עיין בדפי העזרה של R המובנים ב- Rstudio35.

מגבלות של שיטת היישום האקטואלית שתוארה לעיל:
ספיגת קוטל חרקים בשיטת יישום חיצוני אינה מחקה חשיפה טבעית:
יישום מקומי על הגוף הראשוני אינו הדרך הטבעית של ספיגת קוטל חרקים. בשטח, חרקים סופגים בעיקר קוטלי חרקים דרך רגליהם לאורך זמן שהם נמצאים במגע עם המשטח שטופל בקוטלי חרקים או על כנפיהם דרך חלקיקי אירוסול קטנים47,48, במקום חשיפה מהירה על פני הגחון. עם זאת, היישום הישיר של מינון קוטל חרקים ידוע יקבע במדויק תגובה פנוטיפית לקוטלי חרקים, הדרושה למחקרים גנטיים ואבולוציוניים או להשוואות של רגישות לקוטלי חרקים במרחב או בזמן. לכן, גישה זו מועילה לבדיקת התנגדות טכנית אך לא תמדוד ישירות התנגדות מעשית (היעילות של כלי ההתערבות בפועל בהגדרת שדה15). עם זאת, חשוב לציין כי השיטות הסטנדרטיות הנוכחיות (למשל, בדיקות שפופרת של ארגון הבריאות העולמי ובדיקות ביולוגיות של בקבוקי CDC) גם אינן יכולות ללכוד או לחקות חשיפה לאירוסול (כלומר, על ידי ערפול) של קוטל חרקים בשטח.

בדיקות יישום אקטואליות יכולות להעריך רק קוטלי חרקים לספיגת מגע:
שיטה זו מיועדת לקוטלי חרקים הפועלים באמצעות מגע וספיגה של קוטל החרקים ולא לשימוש בקוטלי חרקים דרך הפה, כגון חומצה בורית המשמשת בדרך כלל בפיתיונות סוכר רעילים אטרקטיביים49.

משמעות השיטה:
שיטת היישום המקומית מרחיבה את הסטנדרטים המבוססים היטב עבור בדיקות ביולוגיות של קוטל חרקים על ידי חישוב המינון הקטלני (לא ריכוז) ומדידת עמידות טכנית (לא מעשית)15. להלן היתרונות והחסרונות של שיטה זו על פני מבחני רגישות קיימים לקוטלי חרקים.

חישוב מינון קטלני:
שיטה זו קובעת את המינון הקטלני של קוטל החרקים, ולא את הריכוז הקטלני שבו משתמשים המבחנים הביולוגיים של ה-CDC וארגון הבריאות העולמי כדי לקבוע את המינון המפלה11. המינון הקטלני משמעותי יותר מכיוון שהוא כמות מכמתת של קוטל חרקים הידועה כמעוררת תמותה. לעומת זאת, הריכוז הקטלני אינו לוקח בחשבון כמה קוטל חרקים האורגניזם רוכש בפועל. בעת שימוש בחישוב המינון הקטלני, ניתן לראות ולכמת בצורה מדויקת יותר הבדלים בין פרופילי רגישות תלויי מין או גודל, מה שהופך את המדידה הזו לרב-תכליתית עוד יותר.

התנגדות טכנית:
שיטה זו מעריכה את ההתנגדות הטכנית, שהיא התנגדות כפי שהיא נמדדת בסביבות סטנדרטיות ומבוקרות. מדידות כאלה מתאימות למעקב אחר התפשטות עמידות לקוטלי חרקים וקישור עמידות פנוטיפית עם סמנים פוטנציאליים15. בגלל הירידה בשונות בתמותה כתוצאה מבדיקת הביו-בדיקה של היישום המקומי, היא מאפשרת זיהוי טוב יותר של סמני התנגדות חדשים. עם זאת, בשל חשיפה לא טבעית של קוטלי חרקים ליתוש, בדיקה זו אינה מתאימה להערכת היעילות של התערבות ספציפית באוכלוסייה מסוימת. יש צורך במבחנים אחרים למדידות של התנגדות מעשית כזו15.

יכולת הסתגלות הדגימה:
ניתן לתרגל שיטה זו על פרוקי רגליים חשובים אחרים כגון מזיקים חקלאיים (למשל, חיפושית תפוחי אדמה מקולורדו), מזיקים ביתיים (למשל, ג'וקים ופשפשי מיטה), או מאביקים (למשל, דבורים) עם שינויים פשוטים בגישת ההדחה ו/או במינון קוטל החרקים, בנפח ו/או בריכוז (כמתואר לעיל). קלות ההסתגלות יכולה לסייע באנלוגיה של מחקר עמידות לקוטלי חרקים בתחומי מחקר שונים. השימוש בערך LD50 במקום בריכוז קטלני שהורג 50% מהדגימות (LC50) מאפשר השוואה מדויקת בין מינים.

עלות:
בדומה לבדיקות ביולוגיות של בקבוקי CDC ובדיקות שפופרת של ארגון הבריאות העולמי, העלויות להפעלת בדיקת היישום המקומית הן מינימליות (ראו טבלת החומרים). פריטי הציוד החיוניים הם המזרק (כ-70 דולר) והמתקן (כ-100 דולר), הניתנים לשימוש חוזר במבחנים.

מספר הדגימות הדרושות:
יש להשתמש במינימום של 20-25 דגימות לכל בדיקה של יישום מקומי. מומלץ לבחון לפחות חמישה ריכוזי קוטל חרקים בכל ניסוי, עם מינימום של שלושה שכפולים המומלצים להליך. בסך הכל, התוצאה היא מינימום של 300-375 דגימות הדרושות לבדיקה מלאה, בדומה למספר הדגימות הדרושות לביצוע בדיקות עוצמת התנגדות באמצעות בדיקות שפופרת של ארגון הבריאות העולמי או בדיקות ביולוגיות של בקבוק CDC. עם זאת, אם השתנות מופחתת מושגת באמצעות הבדיקה הביולוגית של היישום המקומי, אותו מספר דגימות עשוי להוביל לעוצמה סטטיסטית רבה יותר כדי להשוות נתוני רגישות על פני מרחב או זמן.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים על היעדר ניגודי עניינים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה נתמך על ידי פרס CAREER על ידי הקרן הלאומית למדע ל- SH תחת מספר הפרס 2047572. אנו מודים לדמיאן ריברה על עזרתו בגידול זבוב הפירות והכנתו לבדיקת יישומים מקומיים, לד"ר גנסקי מאוניברסיטת ויסקונסין-מדיסון על שיתוף זן זבוב הפירות שלו Canton-S, למרכזים לבקרת מחלות ומניעתן על שיתוף זן הרוקפלר, ולמרכז לאנטומולוגיה חקלאית ווטרינרית של משרד החקלאות של ארצות הברית על שיתוף זן האיזולין IICC. איור 1 נוצר עם BioRender.com.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
צינורות מיקרוצנטריפוגה 1.5 מ"לתומאס סיינטיפיק20A00L068אחסון אצטון aliquot
1.5 מ"ל צינורות מכסה בורגתומאס סיינטיפיק1182K23אחסון דילול קוטלי חרקים
15 מ"ל צינורות חרוטייםVWR339651אחסון דילול קוטלי חרקים
20 מ"ל בקבוקוני נצנוץ זכוכיתפישר סיינטיפיק0334125Dשקילת זבוב פירות
25 μ מזרק LFisher Scientific14815288 מוליך מקומי
אצטוןפישר סיינטיפיקAC423240040ACS 99.6%, 4 L
Aedes aegypti (זן IICC)USDA CMAVENAעמיד לקוטלי חרקים
Aedes aegypti (זן רוקפלר)CDCNAקוטל חרקים רגיש
סולם אנליטיפישר סיינטיפיק14-557-409דיוק עד 0.1 מ"ג
שואבאמזון6.49986E+11מכשיר לאיסוף יתושים
נייר ספסלVWR89126-794הנח מתחת לסביבת העבודה
צמר גפן ספוגיותאמזוןB092S8JVQNשימוש למיון חרקים
צמר גפןאמזוןB0769MKZWTשימוש לתמיסת
מתקןפישר סיינטיפיק1482225משחזר פיפטטור
Drosophila melanogaster (זן קנטון-S)אוניברסיטת ויסקונסין-מדיסוןNAקוטל חרקים רגיש
מברשות צבע עדינותאמזוןB07KT2X1BKשימוש למיון חרקים
בקבוקי מלאי זבוב פירותפישר סיינטיפיקAS355שימוש לגידול ומיון זבובי פירות
כף יד CO2 מתקןפישר מדעיNC1710679 שימוש להפלת חרקים
כוסות אחיזהאמזוןB08DXG7V1Sשקוף
פלסטיק חבילת קרחאמזוןB08QDWMMW5שימוש להפלת זבובי פירות
מגשי קרחאמזון9301085269שימוש להפלת חרקים
חרקים מלקחייםאמזוןB07B4767WRמלקחיים לחרקים
קוטל חרקיםסיגמא-אולדריץ' בע"מ45423-250MGDeltamethrin
מדבקות תיוגאמזוןB07Q4X9GWX3/4 אינץ' מדבקות נקודות צבעוניות
סרט תיוגאמזוןB00X6A1GYKסרט לבן
רשתאמזוןB07F2PHHWVשימוש לכיסוי כוסות אחיזה וחרקים אוהל טיפול
בכלי פטריפישר סיינטיפיקFB0875712H371100 מ"מ x 15 מ"מ
צינור PVCLowe' s23971חומרי אוהל לטיפול בחרקים
גומיותאמזוןB00006IBRUלהשתמש לאבטחת רשת/רשת על כוסות
סוכרוזאמזוןB01J78INO0לבן מגורען
נייר שקילהVWR12578-1654 אינץ' x 4 אינץ'
כדורי סוכרוז סוכר

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. World Health Organization. Vector-borne diseases. World Health Organization. , https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/vector-borne-diseases (2020).
  2. World Health Organization. Global plan for insecticide resistance management in malaria vectors. World Health Organization. , https://apps.who.int/iris/handle/10665/44846 (2012).
  3. Liu, N. Insecticide resistance in mosquitoes: impact, mechanisms, and research directions. Annual Review of Entomology. 60 (1), 537-559 (2015).
  4. Hemingway, J., Ranson, H. Insecticide resistance in insect vectors of human disease. Annual Review of Entomology. 45 (1), 371-391 (2000).
  5. World Health Organization. Monitoring and managing insecticide resistance in Aedes mosquito populations. World Health Organization. , https://apps.who.int/iris/handle/10665/204588 (2016).
  6. World Health Organization. Test procedures for insecticide resistance monitoring in malaria vector mosquitoes (Second edition). World Health Organization. , http://www.who.int/malaria/publications/atoz/9789241511575/en/ (2016).
  7. McAllister, J. C., Scott, M. CONUS manual for evaluating insecticide resistance in mosquitoes using the CDC bottle bioassay kit. Centers for Disease Control and Prevention. , https://www.cdc.gov/zika/pdfs/CONUS-508.pdf (2020).
  8. Duneau, D., et al. Signatures of insecticide selection in the genome of Drosophila melanogaster. G3: Genes, Genomes, Genetics. 8 (11), 3469-3480 (2018).
  9. Pittendrigh, B., Reenan, R., ffrench-Constant, R. H., Ganetzky, B. Point mutations in the Drosophila sodium channel gene para associated with resistance to DDT and pyrethroid insecticides. Molecular & General Genetics: MGG. 256 (6), 602-610 (1997).
  10. Rinkevich, F. D., Du, Y., Dong, K. Diversity and convergence of sodium channel mutations involved in resistance to pyrethroids. Pesticide Biochemistry and Physiology. 106 (3), 93-100 (2013).
  11. Lissenden, N., et al. Review and meta-analysis of the evidence for choosing between specific pyrethroids for programmatic purposes. Insects. 12 (9), 826(2021).
  12. Owusu, H. F., Chitnis, N., Müller, P. Insecticide susceptibility of Anopheles mosquitoes changes in response to variations in the larval environment. Scientific Reports. 7 (1), 3667(2017).
  13. Brito-Sierra, C. A., Kaur, J., Hill, C. A. Protocols for testing the toxicity of novel insecticidal chemistries to mosquitoes. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (144), e57768(2019).
  14. Burgess, E. R., King, B. H., Geden, C. J. Oral and topical insecticide response bioassays and associated statistical analyses used commonly in veterinary and medical entomology. Journal of Insect Science. 20 (6), 1-9 (2020).
  15. Namias, A., Jobe, N. B., Paaijmans, K. P., Huijben, S. The need for practical insecticide-resistance guidelines to effectively inform mosquito-borne disease control programs. eLife. 10 (1), 65655(2021).
  16. Zhu, X., et al. Manipulating solid forms of contact insecticides for infectious disease prevention. Journal of the American Chemical Society. 141 (1), 16858-16864 (2019).
  17. Dang, K., Singham, G. V., Doggett, S. L., Lilly, D. G., Lee, C. Y. Effects of different surfaces and insecticide carriers on residual insecticide bioassays against bed bugs, Cimex spp. (Hemiptera: Cimicidae). Journal of Economic Entomology. 110 (2), 558-566 (2017).
  18. Spielmeyer, A., Schetelig, M. F., Etang, J. High-throughput analysis of insecticides on malaria vectors using liquid chromatography tandem mass spectrometry. PLoS ONE. 14 (2), 0211064(2019).
  19. Bagi, J., et al. When a discriminating dose assay is not enough: measuring the intensity of insecticide resistance in malaria vectors. Malaria Journal. 14 (1), 210(2015).
  20. Pridgeon, J. W., Becnel, J. J., Clark, G. G., Linthicum, K. J. Permethrin induces overexpression of multiple genes in Aedes aegypti. Journal of Medical Entomology. 46 (3), 1-8 (2009).
  21. World Health Organization. Guidelines for efficacy testing of insecticides for indoor and outdoor ground-applied space spray applications. World Health Organization. , https://apps.who.int/iris/handle/10665/70070 (2009).
  22. Estep, A. S., et al. Quantification of permethrin resistance and kdr alleles in Florida strains of Aedes aegypti (L.) and Aedes albopictus (Skuse). PLoS Neglected Tropical Diseases. 12 (10), 0006544(2018).
  23. Waits, C. M., et al. A comparative analysis of resistance testing methods in Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) from St. Johns County, Florida. Florida Entomologist. 100 (3), 571-577 (2017).
  24. Kostromytska, O. S., Wu, S., Koppenhöfer, A. M. Diagnostic dose assays for the detection and monitoring of resistance in adults from Listronotus maculicollis (Coleoptera: Curculionidae) populations. Journal of Economic Entomology. 111 (5), 2329-2339 (2018).
  25. Aktar, W., Sengupta, D., Chowdhury, A. Impact of pesticides use in agriculture: their benefits and hazards. Interdisciplinary Toxicology. 2 (1), 1-12 (2009).
  26. Maïga, H., et al. Guidelines for routine colony maintenance of Aedes mosquito species. IAEA Physical and Chemical Sciences. , http://www-naweb.iaea.org/nafa/ipc/public/guidelines-for-routine-colony-maintenance-of-Aedes-mosquito-species-v1.0.pdf (2017).
  27. Gjullin, C. M., Hegarty, C. P., Bollen, W. B. The necessity of a low oxygen concentration for the hatching of aedes mosquito eggs. Journal of Cellular Physiology. 17 (2), 193-202 (1941).
  28. Stocker, H., Gallant, P. Getting started: an overview on raising and handling Drosophila. Methods in Molecular Biology. 420 (1), 27-44 (2008).
  29. Jass, A., Yerushalmi, G. Y., Davis, H. E., Donini, A., MacMillan, H. A. An impressive capacity for cold tolerance plasticity protects against ionoregulatory collapse in the disease vector Aedes aegypti. Journal of Experimental Biology. 222 (1), 214056(2019).
  30. Bartholomew, N. R., Burdett, J. M., Vandenbrooks, J. M., Quinlan, M. C., Call, G. B. Impaired climbing and flight behaviour in Drosophila melanogaster following carbon dioxide anaesthesia. Scientific Reports. 5 (1), 15298(2015).
  31. Jung, Y., Kennedy, A., Chiu, H., Mohammad, F., Claridge-Chang, A., Anderson, D. J. Neurons that function within an integrator to promote a persistent behavioral state in Drosophila. Neuron. 105 (2), 322-333 (2020).
  32. Aldridge, R. L., Kaufman, P. E., Bloomquist, J. R., Gezan, S. A., Linthicum, K. J. Impact of topical application site on the efficacy of permethrin and malathion to Culex quinquefasciatus. Journal of the American Mosquito Control Association. 32 (4), 300-307 (2016).
  33. Rinkevich, F. D., et al. Distinct roles of the DmNav and DSC1 channels in the action of DDT and pyrethroids. Neuro Toxicology. 47 (1), 99-106 (2015).
  34. Balmert, N. J., Rund, S. S. C., Ghazi, J. P., Zhou, P., Duffield, G. E. Time-of-day specific changes in metabolic detoxification and insecticide resistance in the malaria mosquito Anopheles gambiae. Journal of Insect Physiology. 64 (1), 30-39 (2014).
  35. R Core Team. R: a language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing. R Core Team. , https://www.r-project.org/ (2021).
  36. Ritz, C., Baty, F., Streibig, J. C., Gerhard, D. Dose-response analysis using R. PLoS ONE. 10 (12), 0146021(2015).
  37. Abbott, W. S. A method of computing the effectiveness of an insecticide. Journal of the American Mosquito Control Association. 3 (2), 302-303 (1987).
  38. Ravichandran, S. Data analysis through SAS with special emphasis on Probit analysis. National Academy of Agricultural Research Management (NAARM). , https://naarm.org.in/VirtualLearning/vic/e-chapters/Probit_Analysis-ravichandran.pdf (2021).
  39. Smith, L. B., et al. CYP-mediated resistance and cross-resistance to pyrethroids and organophosphates in Aedes aegypti in the presence and absence of kdr. Pesticide Biochemistry and Physiology. 160 (1), 119-126 (2019).
  40. Finney, D. J. Probit Analysis. , Cambridge University Press. Cambridge, England. (1971).
  41. Silva, J. J., Kouam, C. N., Scott, J. G. Levels of cross-resistance to pyrethroids conferred by the Vssc knockdown resistance allele 410L+1016I+1534C in Aedes aegypti. PLOS Neglected Tropical Diseases. 15 (7), 0009549(2021).
  42. Fan, Y., Scott, J. G. The F1534C voltage-sensitive sodium channel mutation confers 7- to 16-fold resistance to pyrethroid insecticides in Aedes aegypti. Pest Management Science. 76 (1), 2251-2259 (2020).
  43. Miller, A. L. E., Tindall, K., Leonard, B. R. Bioassays for monitoring insecticide resistance. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (46), e2129(2010).
  44. Glunt, K. D., et al. Long-lasting insecticidal nets no longer effectively kill the highly resistant Anopheles funestus of southern Mozambique. Malaria Journal. 14 (1), 298(2015).
  45. ffrench-Constant, R. H., Roush, R. T. Resistance detection and documentation: the relative roles of pesticidal and biochemical assays. Pesticide Resistance in Arthropods. Roush, R. T., Tabashnik, B. E. , Springer. Boston, MA. (1990).
  46. Akdag, K., et al. Synthesis and larvicidal and adult topical activity of some hydrazide-hydrazone derivatives against Aedes aegypti. Marmara Pharmaceutical Journal. 18 (1), 120-125 (2014).
  47. Richards, S. L., Byrd, B. D., Reiskind, M. H., White, A. V. Assessing insecticide resistance in adult mosquitoes: perspectives on current methods. Environmental Health Insights. 14 (1), (2020).
  48. Cooperband, M., Golden, F., Clark, G., Jany, W., Allan, S. Prallethrin-induced excitation increases contact between sprayed ultra-low volume droplets and flying mosquitoes (Diptera: Culicidae) in a wind tunnel. Journal of Medical Entomology. 47 (1), 1099-1106 (2010).
  49. Barbosa, D. S., Rodrigues, M. M. S., Silva, A. A. E. Evaluation of attractive toxic sugar baits (ATSB) against Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) in laboratory. Tropical Biomedicine. 36 (2), 578-586 (2019).

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים