הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

ביצוע מיוגרפיה של עכבה חשמלית In Vivo ו - Ex Vivo במכרסמים

3.3K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/63513

⸱

8 ביוני 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Harvard Medical School - Beth Israel Deaconess Medical Center, 2Accelerating NeuroVentures, 3Charley's Fund

במאמר זה

סיכום

מאמר זה מפרט כיצד לבצע in vivo (באמצעות מערכי אלקטרודות משטח ומחט) ו- ex vivo (באמצעות תא דיאלקטרי) מיופיוגרפיה של עכבה חשמלית על שריר גסטרוקנמיוס המכרסמים. הוא ידגים את הטכניקה הן בעכברים והן בחולדות ויפרט את השינויים הזמינים, (כלומר, בעלי חיים שמנים, גורים).

תקציר

מיוגרפיה של עכבה חשמלית (EIM) היא טכניקה נוחה שניתן להשתמש בה במחקרים פרה-קליניים וקליניים להערכת בריאות ומחלות של רקמות שריר. EIM מתקבל על ידי הפעלת זרם חשמלי בעוצמה נמוכה, ממוקד כיוון, על שריר בעל עניין על פני טווח של תדרים (כלומר, מ 1 kHz עד 10 MHz) ורישום המתחים המתקבלים. מאלה מתקבלים מספר רכיבי עכבה סטנדרטיים, כולל התגובה, ההתנגדות והפאזה. בעת ביצוע מדידות ex vivo על שריר נכרת, ניתן לחשב גם את התכונות החשמליות הפסיביות הטבועות ברקמה, כלומר המוליכות וההיתר היחסי. EIM נמצא בשימוש נרחב בבעלי חיים ובבני אדם כדי לאבחן ולעקוב אחר שינויים בשרירים במגוון מחלות, ביחס לאטרופיה פשוטה, או כמדד להתערבות טיפולית. מבחינה קלינית, EIM מציע את הפוטנציאל לעקוב אחר התקדמות המחלה לאורך זמן ולהעריך את ההשפעה של התערבויות טיפוליות, ובכך להציע את ההזדמנות לקצר את משך הניסוי הקליני ולהפחית את דרישות גודל הדגימה. מכיוון שניתן לבצע אותו באופן לא פולשני או זעיר פולשני במודלים של בעלי חיים חיים כמו גם בבני אדם, EIM מציע את הפוטנציאל לשמש ככלי תרגום חדשני המאפשר פיתוח פרה-קליני וקליני כאחד. מאמר זה מספק הוראות שלב אחר שלב כיצד לבצע מדידות in vivo ו- ex vivo EIM בעכברים ובחולדות, כולל גישות להתאמת הטכניקות לתנאים ספציפיים, כגון לשימוש בגורים או בבעלי חיים שמנים.

מבוא

מיוגרפיה של עכבה חשמלית (EIM) מספקת שיטה רבת עוצמה להערכת מצב השרירים, ועשויה לאפשר אבחון של הפרעות נוירומוסקולריות, מעקב אחר התקדמות המחלה והערכת התגובה לטיפול 1,2,3. ניתן ליישם אותו באופן אנלוגי למודלים של מחלות בעלי חיים ולבני אדם, מה שמאפשר תרגום חלק יחסית ממחקרים פרה-קליניים למחקרים קליניים. מדידות EIM מתקבלות בקלות באמצעות ארבע אלקטרודות הממוקמות באופן ליניארי, כאשר שתי החיצוניות מפעילות זרם חשמלי חלש ללא כאבים בטווח תדרים (בדרך כלל בין 1 קילוהרץ לכ-2 מגה-הרץ), ושתי הפנימיות רושמות את המתחים המתקבלים1. ממתחים אלה ניתן לקבל את מאפייני העכבה של הרקמה, כולל ההתנגדות (R), מדד של כמה קשה לזרם לעבור דרך הרקמה, והתגובה (X) או "הטעינה" של הרקמה, מדד הקשור ליכולת של הרקמה לאחסן מטען (קיבוליות). מהתגובה וההתנגדות, זווית הפאזה (θ) מחושבת באמצעות המשוואה הבאה: figure-introduction-1, המספקת מידה אחת של עכבה מסכמת. מדידות כאלה ניתן להשיג באמצעות כל מכשיר bioimpedance רב תדרים. מכיוון שמיופייברים הם למעשה גלילים ארוכים, רקמת השריר היא גם אניזוטרופית מאוד, עם זרם זורם בקלות רבה יותר לאורך סיבים מאשר על פניהם 4,5. לפיכך, EIM מבוצע לעתים קרובות בשני כיוונים: כאשר המערך ממוקם לאורך הסיבים כך שהזרם פועל במקביל אליהם, ולרוחב השריר כך שהזרם זורם בניצב אליהם. בנוסף, מדידות in ex vivo, שבהן נפח ידוע של רקמה נמדד בתא מדידת עכבה, ניתן לגזור את התכונות החשמליות הטבועות בשריר (כלומר המוליכות וההיתר היחסי),6.

המונח "הפרעות נוירומוסקולריות" מגדיר מגוון רחב של מחלות ראשוניות ומשניות המובילות לשינוי מבניים בשרירים ולתפקוד לקוי. זה כולל טרשת אמיוטרופית צידית וצורות שונות של ניוון שרירים, כמו גם שינויים פשוטים יותר הקשורים להזדקנות (למשל, סרקופניה), ניוון דיס-שימוש (למשל, עקב משענת מיטה ממושכת או מיקרו-כבידה) או אפילו פציעה7. בעוד שהסיבות הן בשפע ויכולות לנבוע מהנוירון המוטורי, העצבים, הצמתים העצביים-שריריים או השריר עצמו, ניתן להשתמש ב- EIM כדי לזהות שינויים מוקדמים בשריר עקב רבים מהתהליכים הללו ולעקוב אחר התקדמות או תגובה לטיפול. לדוגמה, בחולים עם ניוון שרירים דושן (DMD), הוכח כי EIM מזהה התקדמות המחלה ותגובתה לקורטיקוסטרואידים8. עבודות אחרונות הראו גם ש-EIM רגיש למצבי דיס-שימוש משתנים, כולל כבידה חלקית9, כפי שחווים על הירח או על מאדים, וההשפעות של הזדקנות10,11. לבסוף, על ידי החלת אלגוריתמים של חיזוי ולמידת מכונה על מערך הנתונים המתקבל עם כל מדידה (נתונים בתדירות גבוהה ותלויי כיוון), ניתן להסיק היבטים היסטולוגיים של הרקמה, כולל גודל מיופייבר 12,13, שינויים דלקתיים ובצקת14, ותכולת רקמת חיבור ושומן 15,16.

מספר שיטות לא פולשניות אחרות או פולשניות מינימליות משמשות גם להערכת בריאות השרירים בבני אדם ובבעלי חיים, כולל אלקטרומיוגרפיה של מחט17 וטכנולוגיות הדמיה כגון הדמיית תהודה מגנטית, טומוגרפיה ממוחשבת ואולטרסאונד18,19. עם זאת, EIM מדגים יתרונות מובהקים בהשוואה לטכנולוגיות אלה. לדוגמה, אלקטרומיוגרפיה מתעדת רק את התכונות החשמליות הפעילות של קרומי המיופייבר ולא את התכונות הפסיביות, ולכן אינה יכולה לספק הערכה אמיתית של הרכב או מבנה השרירים. במובן מסוים, שיטות הדמיה קשורות קשר הדוק יותר EIM, שכן גם הם מספקים מידע על המבנה וההרכב של רקמות. אבל במובן מסוים, הם מספקים יותר מדי נתונים, ודורשים סגמנטציה מפורטת של תמונות וניתוח מומחים ולא רק מספקים פלט כמותי. יתר על כן, בהתחשב במורכבות שלהם, טכניקות הדמיה מושפעות מאוד גם מהפרטים של החומרה והתוכנה שבשימוש, באופן אידיאלי דורשות שימוש במערכות זהות כך שניתן להשוות בין מערכי נתונים. לעומת זאת, העובדה ש- EIM הוא הרבה יותר פשוט פירושה שהוא פחות מושפע מבעיות טכניות אלה ואינו דורש כל צורה של עיבוד תמונה או ניתוח מומחה.

הפרוטוקול הבא מדגים כיצד לבצע in vivo EIM בחולדות ובעכברים, תוך שימוש הן בטכניקות לא פולשניות (מערך פני השטח) והן בטכניקות זעיר פולשניות (מערך מחטים תת-עורי), כמו גם ex vivo EIM על שריר שזה עתה נכרת.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל השיטות המתוארות כאן אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של המרכז הרפואי בית ישראל תחת מספרי פרוטוקול (031-2019; 025-2019). יש ללבוש ציוד PPE מתאים לטיפול בבעלי חיים ולציית להנחיות IACUC לכל עבודה עם בעלי חיים.

1. משטח In vivo EIM

  1. הניחו את בעל החיים בקופסת הרדמה כדי לגרום להרדמה.
    הערה: עבור חולדות נעשה שימוש ב-1.5%-3.5% איזופלוראן ו-2 O 2 L·min-1, ובעכברים נעשה שימוש ב-2% איזופלוראן וב-1 O2 L·min-1.
  2. לאחר הרדמה מלאה, כפי שצוין על ידי היעדר תגובה לאחר צביטה של כף הרגל של החיה, להניח את העכבר על הספסל במצב נוטה ולהשתמש חרוט האף כדי לשמור על הרדמה באמצעות 1.5% isoflurane וזרימת חמצן של 1 L·min-1.
  3. הניחו את רגל החיה לניתוח בזווית של 45° עם מפרק הירך (הברך מורחבת) והדקו את כף הרגל באמצעות סרט רפואי.
  4. השתמש קוצץ שיער כדי לקצץ את הפרווה מעל כיסוי שריר gastrocnemius.
  5. החל שכבה עבה של קרם דפילציה על העור של החיה ולתת לו לשבת במשך 1 דקות. לאחר מכן, השתמש גזה רוויה מלוחים כדי להסיר את סוכן depilatory. חזור על תהליך זה עד שלוש פעמים עד שכל הפרווה מעל שריר gastrocnemius מוסר.
    הערה: יש להניח כרית גזה ספוגה במי מלח על העור כאשר לא נרכשות מדידות למניעת התייבשות העור.
  6. חבר את מערך פני השטח (איור 1) להתקן EIM ותן לאלקטרודות לנוח על חתיכת גזה ספוגה בתמיסת מלח.
  7. הניחו את מערך פני השטח ישירות על העור מעל שריר הגסטרוקנמיוס, בכיוון אורך לסיבי השריר.
  8. לאחר בדיקת מגע מתאים, המסומן על ידי כל הפסים המופיעים בירוק בתוכנה המציגים את יציבות ההתנגדות, התגובה וערכי הפאזה של 50 קילוהרץ, רכשו את מדידות ה- EIM.
    הערה: יש לבדוק עקומות בזמן אמת כדי להבטיח רכישת נתונים נאותה.
  9. סובבו את מערך פני השטח ב-90° והניחו אותו מחדש על העור מעל הגסטרוקנמיוס כדי לקבל את המדידות הרוחביות (בדקו אם קיימים פסים ירוקים המעידים על יציבות).
  10. חזור על שלבים 1.7, 1.8 ו- 1.9 כדי לקבל בסך הכל ארבע מדידות לכל שריר: שתיים אורכיות ושתיים רוחביות.
    הערה: אין להשתמש בחומר דפילציה יותר מפעם אחת (כלומר, עד שלושה מריחות באותו מקרה) כל שבועיים כדי למנוע גירוי ופציעה מוגזמים בעור. חשוב לבצע את המדידות תוך כ-5-10 דקות מהסרת קרם הדפילציה, שכן התפתחות בצקת מקומית בעור המושרה על ידי הגורם הדפילטורי עלולה להשפיע על נתוני העכבה שנאספו. התאוששות בעלי חיים היא מיד לאחר הפסקת הרדמה isoflurane ואת ההליך אינו דורש טיפול משכך כאבים.

2. מערך מחטים In vivo EIM

  1. הרדימו את החיה והכינו את הרגל באותו הליך כמתואר בשלבים 1.1-1.4. עם זאת, אין צורך להשתמש בסוכן depilatory בעת ביצוע in vivo EIM באמצעות מערך מחטים.
  2. חבר את מערך המחטים (איור 2A-F) להתקן EIM ותן לו לנוח בסירת שקילה המכילה תמיסת מלח. בדוק קישוריות ויציבות אות (מסומנים בפסים ירוקים).
  3. לחטא את העור והמחטים עם אלכוהול. מניחים את מערך המחטים בתנוחה אורכית בהשוואה למיופייבר ולוחצים אותו בחוזקה לתוך העור עד שכל המחטים חודרות לעור ולשריר שמתחתיו עד למגן הפלסטיק במערך. השגת נתונים.
  4. הסירו בעדינות את המערך והכניסו אותו מחדש דרך העור ולתוך השריר בזווית של 90° ביחס למדידה הראשונה, בכיוון הרוחבי. השגת נתונים.
    הערה: בעת שימוש במערכי מחטים, יש לבצע מדידות פעם אחת בלבד לכל כיוון כדי להפחית את ההשפעה של אלקטרודות המחט על העור ורקמת השריר. אם מתרחש דימום, נגבו בעדינות את הדם לפני ביצוע המדידה השנייה. התאוששות בעלי חיים היא מיד לאחר הפסקת הרדמה isoflurane ואת ההליך אינו דורש טיפול משכך כאבים.

3. Ex vivo EIM

  1. הכן את התא הדיאלקטרי ex vivo (איור 2G,H), הוסף תמיסת מלח לתא וחבר את התא להתקן EIM כדי לקבל את ערכי הייחוס.
    הערה: ערכי הפאזה והתגובה של מי מלח צריכים להישאר קבועים באפס או קרוב אליו, וערכי ההתנגדות של מי מלח צריכים להישאר קבועים בערך 100 ± 25 Ω בטווח התדרים שבין 1 קילוהרץ ל-1 מגה-הרץ.
  2. להרדים את בעל החיים בהתאם להנחיות IACUC המתאימות.
  3. בעזרת זוג מספריים, חותכים את העור ליד גיד אכילס. באמצעות פינצטה, משכו את העור בתנועה כלפי מעלה כדי לחשוף את השרירים והחיתולית שמתחת. נתחו בעדינות את שרירי הזרוע פמוריס מעל שריר הגסטרוקנמיוס וחתכו את העצב הסיאטי.
  4. חותכים את גיד אכילס כדי לשחרר את הקצה הדיסטלי של שרירי הגסטרוקנמיוס והסולאוס ומושכים בעדינות את הגיד כלפי מעלה תוך שימוש במספריים להסרת כל חיבור. לאחר הסרת כל הקבצים המצורפים, השתמש במספריים כדי לחתוך את הקצה הרוסטרלי של שריר הסולאוס ולהסיר אותו.
  5. השתמש מספריים כדי לנתח את הראשים של שריר gastrocnemius סביב patella.
    הערה: לאחר הסרת שריר הגסטרוקנמיוס, חשוב לזכור את הכיוון המקורי של המיופייבר.
  6. מניחים את שריר הגסטרוקנמיוס על יריעה של שעווה דנטלית וחותכים אותו באמצעות סכין גילוח וסרגל כדי לקבל חתך של 10 מ"מ x 10 מ"מ ממרכז שריר הגסטרוקנמיוס.
    הערה: ניתן להתאים אישית את גודל התא הדיאלקטרי. עבור חולדות נעשה שימוש בתא של 10 מ"מ x 10 מ"מ ועבור עכברים נעשה שימוש בתא של 5 מ"מ x 5 מ"מ.
  7. בעזרת פינצטה, הניחו בעדינות את הגסטרוקנמיוס בתאים הדיאלקטריים, וודאו שהסיבים מכוונים לאורך (כלומר, גפיים קאודליות ורוסטרליות צריכות לגעת באלקטרודות). ודא כי השריר נמצא במגע מלא עם אלקטרודות המתכת.
  8. חברו את החלק העליון של התא הדיאלקטרי והכניסו שתי מחטים מונופולריות (26 גרם) לשני החורים. חבר את החוטים מהתקן EIM לתא ex vivo בסדר הבא: (1: I +, 2: V+, 3: V-, 4: I-, כאשר I מייצג את אלקטרודות הזרם ו- V מייצג את אלקטרודות המתח). לרכוש את המדידה האורך.
  9. פתח את התא הדיאלקטרי וכיוון מחדש של השריר בכיוון הרוחבי על ידי סיבובו ב-90°. חברו מחדש את החלק העליון של התא הדיאלקטרי. לרכוש את המדידה הרוחבית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

ניתן להשיג EIM בתנאים רבים, כולל מערכי פני שטח in vivo (איור 1), מערכי מחט in vivo (איור 2A-F) ותאים דיאלקטריים ex vivo (איור 2G,H).

EIM מספק תמונת מצב כמעט מיידית של מצב השרירים בהתבסס על ערכי העכבה שנמדדו. המדידות נרכשות במהירות והתוצאה היא קובץ נתוני פלט פשוט שאינו דורש תוכנה מיוחדת (איור 3A). וא...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

מאמר זה מספק את השיטות הבסיסיות לביצוע EIM במכרסמים, הן in vivo והן ex vivo. כדי להשיג מדידות אמינות, זה קריטי לבצע סדרה של צעדים. ראשית, יש לזהות כראוי את שריר העניין, שכן לכל שריר יהיו תגובות שונות למחלות, טיפול ופתולוגיה. יש לשים לב שהנתונים הנרכשים על שריר אחד (למשל, גסטרוקנמיוס) לא יספקו את אותו מידע כמו על שריר אחר (למשל, טיביאליס קדמי). שנית, יש לבחור בקפידה את מערך האלקטרודות הטוב ביותר לביצוע מדידות העכבה. בעוד שלכל סוג מערך יש יתרונות וחסרונות, חשוב לבחור מערך שיתאים לתכנון הניסוי תוך התחשבות ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

ל- S. B. Rutkove יש הון עצמי, והוא משמש כיועץ ויועץ מדעי ל- Myolex, Inc., חברה המתכננת התקני עכבה לשימוש קליני ומחקרי, ולמערכת mView המשמשת כאן. הוא גם חבר בדירקטוריון החברה. לחברה יש גם אפשרות לרישיון לטכנולוגיית עכבה מוגנת בפטנט אשר S. B. Rutkove נקרא כממציא. למחברים האחרים אין כל זיקה רלוונטית אחרת או מעורבות כספית עם כל ארגון או ישות שיש להם אינטרס כספי או סכסוך כספי עם הנושא או החומרים הנדונים בכתב היד מלבד אלה שנחשפו.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי קרן צ'ארלי ו- NIH R01NS055099.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מדפסת תלת מימדFormlabs Inc.טופס 2מדפסת תלת מימד
מדפסת תלת מימדשנזן Creality 3D Technology Co. LTDCreality Ender 3 V2מדפסת תלת מימד
3M קלטת כירורגית מיקרופור פישר19-027761 ו-19-061655דגמים 1530-0 ו-1530-1
סרט כירורגי 3M TRANSPOREפישר18-999-380 ו-18-999-381דגמים 1527-0 ו-1527-1
כותרת מחבר אנכית 10 קופהמרווח 1 מ"מDigi-Key (פתרון מחבר Sullins)S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)מרווח פלסטיק חורים 1 מ"מ עבור מערך החולדה in vivo המוצג באיור 2A
אפליקטורים עם קצה כותנהFisher22-363-172
Female Wax FeverNC9377103
חומר מסיר שיערNAIRNAתחליב מסיר שיער עם שמן תינוקות מרכך
Dumont #7b Fines כלי מדעמס' 11270-20משמש לדיסקציה, סגנון: #7b, צורת קצה: מעוקל, טיפים: סטנדרטי, מידות קצה: 0.17 מ"מ x 0.1 מ"מ, סגסוגת/חומר: אינוקס, אורך: 11 ס"מ
קליפר דיגיטליאלקטרוני פישר14-648-17משמש למדידת הממדים של שריר Gastrocnemius
דבק אפוקסי מחסנית כפולה 4 דקות חיי עבודהDevcon14265, דגם 2217דבק המשמש במערך החולדה in vivo המוצג באיור 2A
תא עכבה דיאלקטרי Ex vivoמותאמים אישיתNAהודפסו בתלת מימד במעבדת Rutkove
Graefe ForcepsFine Science ToolsNo. 11051-10משמש למיקום והתאמה של שריר, אורך: 10 ס"מ, צורת קצה: מעוקל, טיפים: משונן, רוחב קצה: 0.8 מ"מ, מידות קצה: 0.8 מ"מ x 0.7 מ"מ, סגסוגת/חומר
קוצץ שיעראמזוןNAWahl בעל חיים מקצועי BravMini+
Impedance Animal DeviceMyolexEIM1103mView מערכת - מכשיר מיוגרפיה עכבה חשמלית מחקרית לשימוש במחקר בבעלי חיים
מערכי מחט In vivoמותאם אישיתNAמערכים מותאמים אישית המשתמשים במחטים תת-עוריות של 27 גרם מאמבו. הבנייה הושלמה באמצעות מדפסת תלת מימד במעבדת Rutkove
In vivo מערך פני השטחCustomNAמערך פני השטח in vivo הודפס והורכב במעבדת Rutkove
IsofluranePatterson Veterinary Supplies07-893-8441 (NDC: 46066-755-04)Pivetal - בקבוק 250 מ"ל
גזה לא ארוגהפישר22-028-5592 x 2 אינץ'
פוליסטירן במשקל כליםפישרS67090Aמידות (אורך x רוחב x גובה): 88.9 מ"מ x 88.9 מ"מ x 25.4 מ"מ
סכיני גילוחפישר12-640משמש לחיתוך שריר למידות נכונות, להבי פלדת פחמן חד-צדדיים
מספריים עדינים לסטודנטיםכלי מדע עדיניםמס' 91460-11משמש לדיסקציה, טיפים: חד-חד, סגסוגת/חומר: נירוסטה סטודנט, משונן: לא, צורת קצה: ישר, קצה חיתוך: 20 מ"מ, אורך: 11.5 ס"מ, תכונה: מחטים
תת עוריות באיכות סטודנט 27 G NeurolineAmbu745 12-50/24מחטים המשמשות במערך החולדה in vivo המוצג באיור 2A
מספריים כירורגיות - כלימדע עדיניםחדים מס' 14002-13משמש לחיתוך עור, טיפים: חד-חד, סגסוגת/חומר: נירוסטה, משונן: לא, צורת קצה: ישר, קצה חיתוך: 42 מ"מ, אורך:
אלקטרודות מחט חד קוטביותNatus902-DMG50-Sבקוטר 0.46 מ"מ (26 גרם). Blue hub
Teknova 0.9% תמיסת מלחFisherS58151000 מ"ל סטרילי
שולחנית סדרת תאים דיאלקטריים 13 ס"מ TECA ELITE

מקורות

  1. Rutkove, S. B., Sanchez, B. Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).
  2. Rutkove, S. B. Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions. Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).
  3. Sanchez, B., Rutkove, S. B. Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography. Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).
  4. Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy. Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).
  5. Rutkove, S. B., et al. Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status. Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).
  6. Wang, L. L., et al. Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).
  7. Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. Neuromuscular Disorders in Clinical Practice. , Springer New York. New York, NY. (2014).
  8. Rutkove, S. B., et al. Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy. Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).
  9. Semple, C., et al. Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs. Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).
  10. Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle. Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).
  11. Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits. Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).
  12. Kapur, K., et al. Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice. Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).
  13. Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice. Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).
  14. Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan. PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).
  15. Pandeya, S. R., et al. Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice. Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).
  16. Pandeya, S. R., et al. Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice. Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).
  17. Stålberg, E., et al. Standards for quantification of EMG and neurography. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).
  18. Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances. British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).
  19. Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease. Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).
  20. Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes. Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).
  21. Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes. Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).
  22. Rutkove, S. B., et al. Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography. Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).
  23. Schwartz, S., et al. Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy. Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).
  24. Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse. Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).
  25. Hu, N., et al. Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy. Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).
  26. Sanchez, B., et al. Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography. Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).
  27. Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue. Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).
  28. Shefner, J. M., et al. Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system. Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).
  29. Lungu, C., et al. Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment. Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).
  30. Wang, Y., et al. Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain. Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).
  31. Leitner, M. L., et al. Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).
  32. Rutkove, S. B., et al. Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

הערכת בריאות השרירEIM בתנאי In VivoEIM בתנאי Ex Vivoניתוח שרירי מכרסמיםמערך אלקטרודות שטחמערך אלקטרודות מחטשריר הגסטרוקנמיוסתא דיאלקטריסמן ביולוגי למחלות שרירים
ביצוע מיוגרפיה של עכבה חשמלית In Vivo ו - Ex Vivo במכרסמים
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.