הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

גישה כירורגית, אתגרים ופתרונות להשתלת רחם בחולדות

2.2K צפיות

DOI:

10.3791/64757

14 באפריל 2023

במאמר זה

סיכום

הפרוטוקול הנוכחי מתאר את כל השלבים החיוניים להשתלת רחם מוצלחת (UTx) בחולדות. מודל החולדות הוכח כמתאים לקידום היישום הקליני של UTx; עם זאת, UTx חולדה הוא הליך מורכב ביותר הדורש הוראות זהירות.

תקציר

השתלת רחם (UTx) היא גישה חדשה לטיפול בנשים עם אי פוריות מוחלטת של גורם הרחם (AUFI). על פי הערכות, 3%-5% מהנשים סובלות מ-AUFI. מנשים אלה נשללה האפשרות להביא ילדים לעולם עד הופעתו של UTx. היישום הקליני של UTx הונע על ידי מחקרים ניסיוניים בבעלי חיים, וה- UTx המוצלח הראשון הושג בחולדות. בהתחשב במאפיינים הפיזיולוגיים, האימונולוגיים, הגנטיים והרבייה שלהן, חולדות הן מערכת מודל מתאימה להשתלות כאלה. בפרט, תקופת ההריון הקצרה שלהם היא יתרון ברור, שכן נקודת הסיום הרגילה של UTx ניסיוני היא הריון מוצלח עם לידת חי. האתגר הגדול ביותר עבור מודלים של חולדות נותר האנטומיה הקטנה, הדורשת מיומנויות מיקרוכירורגיות מתקדמות וניסיון. למרות ש- UTx הוביל להריון במרפאה, ההליך אינו מבוסס ודורש אופטימיזציה ניסיונית מתמשכת. כאן מוצג פרוטוקול מפורט, הכולל פתרון בעיות חיוני עבור UTx חולדה, אשר צפוי להפוך את ההליך כולו לקל יותר להבנה עבור אלה ללא ניסיון בסוג זה של מיקרו-כירורגיה.

מבוא

השתלת רחם (UTx) היא טיפול חדשני לאי פוריות מוחלטת של גורם הרחם (AUFI). AUFI נובע מהיעדרות (מולדת או נרכשת) או מום ברחם ומשפיע על 3%-5% מהנשים בעולם1. סיבות אתיות, משפטיות או דתיות שוללות אימוץ או פונדקאות עבור נשים רבות שיש להן רצון לאימהות אך סובלות מ- AUFI2. עבור נשים אלה, UTx נשאר האפשרות היחידה להקים משפחה משלהם. UTx יושם במרפאה, אם כי בהצלחה מעורבת; ההליך מאתגר מבחינה טכנית ודורש שיפור מתמיד עבור הממסד הקליני שלו.

בשנת 2014, ההשתלה הראשונה של רחם מתורם חי (LD) - וכתוצאה מכך הריון מוצלח - בוצעה על ידי הקבוצה השבדית החלוצית של Brännström3. הלידה הראשונה לאחר UTx מתורם שנפטר (DD) דווחה בשנת 2016 בברזיל4. עד שנת 2021, יותר מ -80 UTxs בוצעו ברחבי העולם, אולם עם שיעור הצלחה של כ -50% ועם שתלים המגיעים מ LD עבור רוב1.

אמנם לא מציל חיים, UTx הוא הליך פופולרי יותר ויותר כדי למלא את הרצונות עבור צאצאים משלו. ככזה, הביקוש לשתלים הולך וגובר, ומציב את תרומת DD במוקד עתידי. עם זאת, תרומת DD מסובכת עקב חשיפות איסכמיות ארוכות יותר (ובמקרה של מוות לבבי, גם חם), מה שמעלה את הסיכון לתפקוד לקוי של השתלודחייה 5,6. טכניקה כירורגית, דרישת התאמת תאימות, ודיכוי חיסוני נלווה נותרו נושאים קריטיים לגבי תוצאות UTx7.

כדי לנהל את הסיכונים הנ"ל במרפאה, יש צורך במודלים מתאימים של בעלי חיים לחקר איסכמיה ודיכוי חיסוני. נקודת הקצה הרלוונטית ביותר מבחינה קלינית עבור מודלים של בעלי חיים נותרה לידה מוצלחת; עד כה, הריונות לאחר UTx ניסיוני הושגו בעכברים, חולדות, כבשים, ארנבות וקופי צינומולגוס8. בעוד שבעלי חיים גדולים יותר מיועדים מראש לרכישה ואופטימיזציה של טכניקות כירורגיות, מכרסמים מגיעים עם היתרון המובהק של תקופות הריון קצרות. לכן, מודלים של מכרסמים עדיפים על שיקולים מעשיים, כלכליים ואתיים9. עם זאת, האתגר העיקרי של UTx בעכברים הוא האנטומיה הקטנה, כאשר הניתוח התובעני מאוד קשור ליכולת השחזור הנמוכה של UTx10. לעומת זאת, חולדות נגישות יותר מבחינה כירורגית ושומרות על היתרונות של זמני הריון קצרים. ככזו, החולדה הפכה למודל המועדף עלUTx 9. Wranning et al. הציגו את מודל החולדות של UTx אורתוטופי בשנת 2008, ובאמצעות מודל זה, לידת החי הראשונה לאחר UTx והזדווגות טבעית דווחה11,12,13. מחקרים מאוחרים יותר תרמו תרומה קריטית ליישום UTx בבני אדם9.

עם זאת, UTx נשאר מאתגר בחולדות, ורק קבוצות מעטות עדיין שלטו בטכניקה כירורגית זו. אחד המכשולים הרלוונטיים להתפשטות UTx של חולדות בקרב החוקרים הוא היעדר תיאור מדויק של השלבים המיקרוכירורגיים הבודדים, המלכודות והמדדים לפתרון בעיות14. פרוטוקול זה נועד לספק מדריך מפורט להליך מיקרוכירורגי מורכב מאוד זה כדי להקל על יישום מודל בעלי חיים זה במחקר עתידי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל הניסויים בבעלי חיים בוצעו בהתאם לתקנות הפדרליות השווייצריות לבעלי חיים ואושרו על ידי המשרד הווטרינרי של ציריך (n° 225/2019), תוך הבטחת טיפול בבני אדם. נקבות חולדות לואיס בתולות (משקל גוף של 170-200 גרם) ונקבות חולדות וירג'ין בראון נורווגיה (170-200 גרם) שימשו כתורמות/מושתלות רחם, ואילו חולדות לואיס זכריות (300-320 גרם) שימשו להזדווגות. גילן של החולדות היה 12-15 חודשים. בעלי החיים התקבלו ממקורות מסחריים (ראו טבלת חומרים) ושוכנו בתנאים מבוקרים ובסביבה מועשרת עם גישה חופשית למים ולמזון סטנדרטי.

1. שאיבת רחם

הערה: לפרטים על הנוהל, עיין בדוחות12,13,15 שפורסמו בעבר.

  1. יש להשרות הרדמה עם איזופלורן וחמצן בתוך מיכל פרספקס סגור (14 ס"מ x 25 ס"מ x 13 ס"מ) למשך 1-2 דקות (איזופלורן 5% נפח ב-O2).
    1. מתן buprenorphine תת עורית (0.05 מ"ג / ק"ג) ו bupivacaine (0.5%, 8 מ"ג / ק"ג) תת עורית באזור החתך הבטני המתוכנן 30 דקות לפני הניתוח.
    2. לגלח את כל עור הבטן של החולדה עם מכונת גילוח חשמלית.
    3. השתמש בקלטות כדי לשמור על בעל החיים קבוע על צלחת חימום במהלך הניתוח. יש למרוח משחת עיניים על שתי העיניים.
    4. יש לשמור על הרדמה במהלך ההליך עם איזופלורן 2-4% נפח בחמצן על ידי מתן רציף דרך חרוט אף קטן.
    5. יש לעקוב אחר עומק ההרדמה לפי פרמטרים קליניים ללא כלים ייעודיים (קצב נשימה של ~70-120/דקה - ירידה איטית של 50% מקובלת במהלך ההרדמה; בדיקת עומק ההרדמה עם צביטת בוהן; צבע הריריות צריך להיות ורוד, לא כחול או אפור)16, ולהתאים את ריכוז האיזופלורן בהתאם.
      הערה: אופציונלי: ניטור נשימה תכוף במהלך הניתוח אפשרי בעזרת עוזר.
    6. יש לוודא את עומק ההרדמה על ידי ביצוע צביטת בוהן.
    7. נקו את עור הבטן בתנועה מעגלית עם שלושה מקלונים מתחלפים של תמיסת חיטוי ו-70% אלכוהול. הניחו לייבוש.
    8. מניחים וילון סטרילי (ראו טבלת חומרים) עם חלון בטן מעל החיה.
  2. לבצע laparotomy חציוני.
    1. פתח את הבטן דרך חתך באורך 6-8 ס"מ בקו האמצע, החל 0.5 ס"מ מתחת לקסיפסטרנום לכיוון ההיפוגסטריום. השתמש אזמל מס '10 עבור חתך העור מספריים קטנים וחדים עבור חתך linea alba. אין לפגוע בכבד או בשלפוחית השתן.
    2. הוציאו את המעיים מחוץ לחלל הבטן באמצעות צמר גפן, כסו אותם בעדינות בגזה רטובה במי מלח סטריליים, והגנו עליהם בשקית ניילון סטרילית לבידוד טוב יותר.
    3. הכנס retractors או קליפסים (ראה טבלה של חומרים) בתיקיות דופן הבטן השמאלית והימנית כדי לשמור על שריר הצפק בצד ואת הבטן פתוחה, כדי לקבל גישה אופטימלית ונראות של הרחם וכלי הדם הקשורים. תקן את הקליפים / retractors עם קלטות.
    4. החל מלוחים שחוממו מראש כדי לשמור על אזור הניתוח ואת המעיים לחים ולמנוע התייבשות של הקרביים.
  3. קצרו את קרן הרחם הימנית עם חלל הרחם וצוואר הרחם המשותף בתוספת פדיקור כלי דם, כולל הרחם הימני, הפנימי וכלי הדם האיליאק המשותף.
    1. Ligate (4/0 polyglactin; ראה טבלת חומרים), לצרוב ולנתק את קרן הרחם השמאלית הצמודה להסתעפות מחלל הרחם המשותף.
    2. הסר עודפי שומן סביב הרחם והנרתיק.
      הערה: שמור את השומן סביב מערכת הרחם-כלי הדם.
    3. לנתח את שלפוחית השתן בחיבורה לצוואר הרחם עם צריבה של כל כלי שלפוחית השתן ניקוז והזנה. במהלך הצריבה, לשמור על מרחק מספיק בין צוואר הרחם לבין הנרתיק כדי למנוע צריבה unncecessary על שני מבנים אלה. אחרת, הסיכון לנמק השתל עולה.
      הערה: רוב המניפולציות הכירורגיות אמורות להשפיע על שלפוחית השתן. משוך או משוך את שלפוחית השתן באופן קאודלי עם מהדק כלי דם (ראה טבלת חומרים) כדי לקבל תצוגה טובה יותר של excavatio vesicouterina.
    4. לצרוב ולנתק את כלי הרחם היורדים בגובה השופכן דיסטלי ככל האפשר לצוואר הרחם.
      הערה: יש לשמור על מיקרו-סירקולציה סביב הנרתיק וצוואר הרחם ככל האפשר במהלך החלוקה.
    5. יש להפריד את החלק הצווארי/נרתיקי של השתל העתידי מהחיבור הרקטלי ומהרצועות הפארא-וגינליות והפארא-צוואריות.
      הערה: הימנע מכל צריבה על נרתיק השתל.
    6. בזהירות לנתח את הנרתיק באמצעות diathermy סביב 2-3 מ"מ caudal של צוואר הרחם.
      הערה: לא נראה וילי (צוואר הרחם) בתוך לומן הנרתיק.
    7. אתר הן את עורק הרחם והן את הווריד במקורותיהם. Ligate (8/0 polyamide; ראה טבלה של חומרים), לצרוב ולנתק את כלי הדם gluteal ואת כל כלי הדם caudal של כלי הרחם.
      הערה: קשירה ישירה של הווריד האיליאק המשותף לווריד הרחם אפשרית בדרך כלל.
    8. על ידי דיסקציה קהה, שחררו את כלי הדם האיליאק המשותפים זה מזה, מהפיצול של אבי העורקים והווריד קאווה עד לחלוקת כלי הרחם.
      הערה: ניתן לקבל גישה כירורגית טובה יותר לאזור על ידי הסרת בלוטת לימפה אחת או שתיים סמוכות.
    9. הבלו את קרן הרחם הימנית 3 מ"מ מן החצוצרה, לאחר צריבת הפדיקור הרחם-שחלתי באותה רמה. זה מאפשר אנסטומוזה של קרן הרחם השתל לחלק העליון של קרן הרחם המקבלת.
    10. מניחים ליגטורות (8/0 פוליאמיד) ישירות סביב העורק האיליאק המשותף הימני ווריד, פרוקסימלי לביפורקציות אבי העורקים והקאוול. יש לבצע חתך קטן (0.5-1 מ"מ) בעורק האיליאק המשותף הימני הסמוך לביפורקציה, ולהחדיר מחט 30 גרם כפופה וקהה או מחט 25 גרם ישרה וקהה לתוך הלומן (לשטיפה). אבטח אותו עם ליגטורה (6/0 פוליאמיד).
      הערה: אפשרות נוספת היא אבטחה נוספת עם מהדק בולדוג כדי למנוע תזוזה של המחט ו / או כלי.
    11. יש לנתח את וריד האיליאק המשותף בצורה קאודלית של הרצועה בווריד האיליאק המשותף הימני כדי לאפשר יציאה במהלך השטיפה.
  4. יש לשטוף את השתל לפי השלבים הבאים.
    1. יש לשטוף את הרחם ידנית באמצעות מזרקים של 3 מ"ל עם כ-9 מ"ל של תמיסת רינגר קרה (RHX: רינגר בתוספת 50 IU/mL הפרין ו-0.4 מ"ג/מ"ל קסילזין) בקצב זרימה של 6 מ"ל/דקה. יש לשטוף שוב עם 6 מ"ל של תמיסת שימור איברים בתוספת הפרין (50 IU/mL) וקסילזין (0.4 מ"ג/מ"ל) (ראו טבלת חומרים).
      הערה: הימנע מלחץ שטיפה גבוה וודא מיקום מחט תקין.
    2. הסר את ההשתלה כאשר רקמת הרחם הפכה חיוורת. חותכים את העורק האיליאק המשותף בצורה קאודלית של הרצועה בהתפצלות של אבי העורקים הבטן.
  5. הכניסו את ההשתלה לתמיסת שימור איברים מקוררת (4°C) להכנת שולחן אחורי ואחסון לפני ההשתלה.
  6. לאחר הסרת השתל, הרדימו את בעל החיים על ידי הפיכת הגדרת האיזופלורן למקסימום ולאחר מכן גרימת דלקת ריאות דו-צדדית ואחריה exsanguination17.

2. השתלת רחם סינגנית

הערה: לפרטים על הנוהל, עיין בדוחות12,13,15 שפורסמו בעבר.

  1. יש להשרות הרדמה ולהכין את בעל החיים כאמור בשלב 1.1.
    1. מתן משככי כאבים יעילים (כמתואר בשלב 1.1.1) והפרין במשקל מולקולרי גבוה של 200 IU/kg 30 דקות לפני הניתוח.
  2. לבצע laparotomy חציוני.
    1. פתח את הבטן דרך חתך קו אמצע באורך 6-8 ס"מ החל 0.5 ס"מ מתחת לקסיפיסטרנום לכיוון ההיפוגסטריום. השתמש אזמל מס '10 עבור חתך העור מספריים קטנים וחדים עבור חתך linea alba. אין לפגוע בכבד ובשלפוחית השתן.
    2. העבירו את המעי הדק אל מחוץ לחלל הבטן באמצעות צמר גפן, עטפו אותם בגזה סטרילית ולחה וכסו אותם בשקית ניילון סטרילית לבידוד טוב יותר.
    3. הכנס retractors או קליפסים בתיקיות דופן הבטן השמאלית והימנית כדי לשמור על שריר הצפק בצד ואת הבטן פתוחה, כדי לקבל גישה אופטימלית ונראות של הרחם וכלי הדם הקשורים. תקן את הקליפים / retractors עם קלטות.
    4. החל מלוחים שחוממו מראש כדי לשמור על אזור הניתוח ואת המעיים לחים ולמנוע התייבשות של הקרביים.
  3. לבצע כריתת רחם עם דיסקציה וניוד של השליש העליון של הנרתיק מן פי הטבעת ואת שלפוחית השתן.
    1. צרוב את כלי הדם סביב הרחם, צוואר הרחם והנרתיק. לחתוך ולהפריד את הרחם מן המבנים הסובבים קרוב לאיבר כדי להגן על microcirculation של הרחם מרושע.
    2. הסר רקמת שומן מהסביבה.
    3. לקטוע את הקרן השמאלית על ידי צריבה. בצד ימין, לשמר קטע 7-8 מ"מ של החלק העליון של הרחם עבור אנסטומוזה מאוחרת יותר לשתל הרחם.
  4. לבצע השתלת רחם.
    1. לגייס ולהפריד את כלי הדם האיליאק המשותפים הימניים, ממוצא כלי הרחם ועד לביפורקציה של אבי העורקים/קוול.
    2. מקם את השתל בחלל הבטן. עטפו את השתל בגזה ספוגה בתמיסת שימור איברים קרה.
      הערה: השתל צריך להישמר קר במהלך אנסטומוזיס.
    3. הניחו מהדקי כלי דם א-טראומטיים על וריד האיליאק המשותף הימני בכל צד, תוך מסגור אתר האנסטומוזה העתידי.
      הערה: הורידו את כמות ההרדמה לאיזופלורן של 1-1.5 וולט כדי להסתגל לירידה הפתאומית בהעמסת הלב המוקדמת וללחץ הדם הנובע מכך.
    4. חותכים חריץ מעט גדול יותר מפתח וריד השתל לתוך וריד האיליאק המשותף.
    5. מקם את וריד השתל.
    6. הניחו תפר שהייה אחד (10/0 פוליאמיד; ראו טבלת חומרים) בכל פינה של החריץ בווריד האיליאק המשותף הימני.
      הערה: שמור על קשר התפרים בפינה הקאודלית רופף לכוונון טוב יותר ולמניעת השפעות של חוטי ארנק.
    7. יש לשטוף באופן קבוע את אזור האנסטומוזיס עם RHX מקורר במהלך ההליך כדי למנוע פקקת.
    8. אנסטומוז צד אחד של וריד השתל לווריד המקבל עם שש עד שמונה לולאות של תפר רציף (איור 1).
      הערה: התחל עם תפר השהייה הגולגולתי (10/0 פוליאמיד) ותחילה אנסטומוזה את החלק הנכנס של כלי הדם.
    9. אנסטומוס את הצד השני של הכלי באותו אופן, הפעם החל מבחוץ.
    10. קושרים קשר בתפר השהייה הגולגולתי, ולאחר מכן קשר בתפר השהייה הקאודלי (10/0 פוליאמיד), לאחר סיום האנסטומוזות משני הצדדים.
      הערה: הדקו את התפרים הרציפים רק במידה הדרושה כדי למנוע השפעות של חוטי הארנק.
    11. הניחו מהדקי כלי דם א-טראומטיים על העורק האיליאק המשותף הימני בכל צד, תוך מסגור אתר האנסטומוזה העתידי.
    12. בצע את האנסטומוזה העורקית (ארטריה איליאק משותפת ימנית [RCIA] באמצעות 8-10 לולאות באמצעות תפרים קטועים (10/0 פוליאמיד).
      הערה: קל יותר לשלוט בתפרים קטועים מאשר בתפרים רציפים (אופציונלי בטכניקת "פה הדג")18. שטיפה מתמדת של אזור האנסטומוזיס עם RHX מקורר במהלך ההליך מסייעת במניעת פקקת. בעת שימוש בתפרים רציפים, בצע שלב זה המקביל לאנסטומוזה ורידית.
  5. בצע פרפוזיה של השתל.
    1. כאשר שני אתרי האנסטומוזה מופיעים כפטנט וכל דימום נעצר, שחררו את מהדקי כלי הדם על כלי הדם של השתל (איור 2).
    2. בדוק את השתל עבור סימנים של reperfusion, כגון אדמומיות, מילוי של הווריד, או פעימה בעורק השתל.
    3. חבר את השרוול הנרתיקי של ההשתלה לקמרון הנרתיק של המושתל באמצעות שישה עד שבעה תפרים קטועים תוך לומינליים (6/0 פוליגלקטין).
      הערה: התחל עם תפר יחיד במצב השעה 12 תחילה, ומקם את התפרים הבאים במצב 10 ו -1. שני התפרים בעמדות 9 ו -3 צריכים להיות קשורים לאחר התפרים בשורה הראשונה19,20.
    4. Anastomose קרן הרחם השתל מקצה לקצה למקטע הרחם הגולגולתי הנותר של הרחם המקבל באמצעות חמישה עד שבעה תפרים קטועים (7/0 פוליאמיד).
      הערה: אין לתפור דרך הלומן.
  6. סגור את הבטן בתפר רציף. השתמש 4/0 polyglactin לתפירת שכבת השריר, ו 6/0 פוליאמיד או קליפסים פצע כירורגי עבור העור.
  7. תנו לבעל החיים להתאושש בכלוב מחומם לאחר השלמת ההשתלה. הישארו עם בעל החיים עד שחזר ליכולת השכיבה של עצם החזה, ושמרו על דיור יחיד עד להחלמה המלאה שלו. לספק טיפול משככי כאבים psotopertaive על ידי מתן תת עורי buprenorphine (0.05 מ"ג / ק"ג) ו NSAID מתאים, אבל לא לפני 4-8 שעות לאחר המנה הראשונה של הרדמה. לספק רציף עם buprenorphine באמצעות מי שתייה (1 מ"ג / ק"ג, דרך הפה, 5 מ"ל buprenorphine ב 160 מ"ל מי שתייה (0.3 מ"ג / מ"ל)) במשך שלושה ימים לאחר הניתוח.
  8. תפר העור מוסר 10-14 ימים לאחר הבדיקה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מוצגות תוצאות משתי קבוצות של חולדות. UTx בוצע לפני (קבוצה 1, n = 8) ואחרי (קבוצה 2, n = 8) התאמת פרוטוקול (טבלה 1) כדי להדגים את ההשפעות של השינויים שלנו (אנא עיין בדיון לקבלת הסבר על השינויים שלנו)12,15,21.

התוצאה של UTx חולדה קשורה לשלושה שלבים מרכזיים. השלב הראשון הוא התאוששות מוצלחת מ- UTx. בדרך כלל, הנמענים צריכים להתאושש בתוך 2 הימים הראשונים לאחר הניתוח. השלב ה...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

הפרוטוקול המוצג כאן מציע הוראות מפורטות לגישה הניתוחית מאחורי השתלת רחם בחולדות. הפרוטוקול עבר אופטימיזציה כדי להגדיל את הסיכויים ללידות חי לאחר UTx וההזדווגות שלאחר מכן. הפרוטוקול המקורי נלקח מקבוצת Brännström 12,13, בהשראת עבודת העכבר של Akouri et al.10, ושונה בהתבסס על חוויות המחברים בשנים האחרונות. ככאלה, השינויים הונעו על ידי עקומות למידה אמיתיות המשקפות את ההתפתחות מהשתלות כושלות לתוצאות הניתנות לשחזור.

שי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים מצהירים כי אין להם אינטרסים מתחרים.

תודות

מחקר זה נתמך על ידי הקרן הלאומית השוויצרית למדע (מענק פרויקט מס' 310030_192736). ברצוננו להודות לד"ר פראוקה סיהוסן מהמכון לפתולוגיה וטרינרית של אוניברסיטת ציריך על תמיכתה ההיסטופתולוגית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מספריים זוויתיים לצד 5 מ"מFST15008-08
מהדק נייר גדוללא ספציפימשמש כמפסק
מחט כיפוף קהה G30Unimed SA
Bupivacain 0.5%Sintetica
Buprenorphine 0.3 מ"ג/מ"לTemgesic
Dosiernadel G25H.SIGRIST& שותף AG
Dumont #5SF ForcepsFST11252-00
Ethilon 10/0 Ethicon2810G
Ethilon 6/0Ethicon667H
Ethilon 7/0 EthiconEH7446H
Ethilon 8/0 Ethicon2808G
Femal Brown Norway Rats (150-170 g)Janvier
Femal Lewis Rats (150-170 גרם)Charles River Deutschland
מספריים עדינים - SharpFST14060-09כל מספריים קטנים אחרים עובדים מדי
מחזיק מחט מיקרו HalseyFST12500-12כל בעל צורך קטן אחר עובד גם
Heparin Natrium 25000 כלומר / 5 מ"לB. מכון בראון
תמיסת זלוף ז'ורז' לופז ( IGL)מכון ז'ורז' לופזפתרון לשימור איברים   
חולדות לואיס זכר (300-320 גרם)Charles River Deutschland
Micro Serrefines 13 מ"מFST18055-04   
מיקרו סרפינס 16 מ"מ גבוגןFST18055-06
מוליך מהדק מיקרו-סרפין עם נעילה   פ.ס.ט18056-14   
MÖ lnlyncke Op TowelMö lnlyncke800300וילון סטרילי
NaCl 0.9%B.Braun
OcteniseptSchü lke
סרט ניירTesaלתיקון החיה
Philips Avent Schneller Flaschenwä rmer SCF358/02Philips12824216
RingerfundinB.Braun
Rompun 2%BayerXylazine
מחזיקי מחט עם ידית עגולהFST12075-12
מחזיקי מחט עם ידית עגולהFST12075-12
S& מלקחיים מרחיבי כלי T - בזווית 45°F.S.T00276-13
Sacryl NahtKRUUSE152575
Scapel No 10Swann Morton201
מיכלהיסטו קטן כל מיכל היסטו קטן עובד בסדר לאחסון קר של השתל
שקיותכל שקיות ניילון שקופות הן בסדר
ספוגית כותנה סטריליתLohmann-Rauscherכל צמר גפן סטרילי הוא בסדר
גזה סטריליתLohmann-Rauscherכל גזה סטרילית היא בסדר
מספריים ישרים 8 מ"מFST15024-10
מיקרוסקופ כירורגי – SZX9אולימפוסOLY-SZX9-B
סאטר נון סטיק GLISS 0.4 מ"מסאטר78 01 69 SLS
תפר קשירת מלקחיים FST00272-13
מחצלת חימוםThermoLux
לעורכל מלקחיים רקמות הם בסדר
מלקחיים מרחיב כליFS00125-11
Vicryl  בתוספת 4/0EthiconVCP292H
פלסטיק קטנות מלקחיים לרקמות ThermoLux

מקורות

  1. Richards, E. G., et al. Uterus transplantation: state of the art in 2021. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 38 (9), 2251-2259 (2021).
  2. Jones, B. P., et al. Options for acquiring motherhood in absolute uterine factor infertility; adoption, surrogacy and uterine transplantation. The Obstetrician & Gynaecologist. 23 (2), 138-147 (2021).
  3. Brannstrom, M., et al. The first clinical trial of uterus transplantation: surgical technique and outcome. American Journal of Transplantation. 14, 44(2014).
  4. Ejzenberg, D., et al. Livebirth after uterus transplantation from a deceased donor in a recipient with uterine infertility. Lancet. 392 (10165), 2697-2704 (2018).
  5. Lavoue, V., et al. Which donor for uterus transplants: brain-dead donor or living donor? A systematic review. Transplantation. 101 (2), 267-273 (2017).
  6. O'Donovan, L., Williams, N. J., Wilkinson, S. Ethical and policy issues raised by uterus transplants. British Medical Bulletin. 131 (1), 19-28 (2019).
  7. Kisu, I., et al. Long-term outcome and rejection after allogeneic uterus transplantation in cynomolgus macaques. Journal of Clinical Medicine. 8 (10), 1572(2019).
  8. Ozkan, O., et al. Uterus transplantation: From animal models through the first heart beating pregnancy to the first human live birth. Womens Health. 12 (4), 442-449 (2016).
  9. Favre-Inhofer, A., et al. Involving animal models in uterine transplantation. Frontiers in Surgery. 9, 830826(2022).
  10. El-Akouri, R. R., Wranning, C. A., Molne, J., Kurlberg, G., Brannstrom, M. Pregnancy in transplanted mouse uterus after long-term cold ischaemic preservation. Human Reproduction. 18 (10), 2024-2030 (2003).
  11. Sahin, S., Selcuk, S., Eroglu, M., Karateke, A. Uterus transplantation: Experimental animal models and recent experience in humans. Turkish Journal of Obstetrics and Gynecology. 12 (1), 38-42 (2015).
  12. Wranning, C. A., Akhi, S. N., Diaz-Garcia, C., Brannstrom, M. Pregnancy after syngeneic uterus transplantation and spontaneous mating in the rat. Human Reproduction. 26 (3), 553-558 (2011).
  13. Wranning, C. A., Akhi, S. N., Kurlberg, G., Brannstrom, M. Uterus transplantation in the rat: Model development, surgical learning and morphological evaluation of healing. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 87 (11), 1239-1247 (2008).
  14. Brannstrom, M., Wranning, C. A., Altchek, A. Experimental uterus transplantation. Human Reproduction Update. 16 (3), 329-345 (2010).
  15. Diaz-Garcia, C., Akhi, S. N., Wallin, A., Pellicer, A., Brannstrom, M. First report on fertility after allogeneic uterus transplantation. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 89 (11), 1491-1494 (2010).
  16. R, E., Brown, M. J., Karas, A. Z. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. 2nd edn. , Elsevier. (2008).
  17. Donovan, J., Brown, P. Euthanasia. Current Protocols. , Chapter 1, Unit 1 8(2006).
  18. Rutledge, C., Raper, D. M. S., Abla, A. A. How I do it: superficial temporal artery-middle cerebral artery bypass for flow augmentation and replacement. Acta Neurochirurgica. 162 (8), 1847-1851 (2020).
  19. Kuo, S. C. -H., et al. The multiple-U technique: a novel microvascular anastomosis technique that guarantees everted anastomosis sites with solid intima-to-intima contact. Plastic and Reconstructive Surgery. 149 (5), 981(2022).
  20. Magee, D. J., Manske, R. C. Pathology and Intervention in Musculoskeletal Rehabilitation. 2nd edn. , Elsevier. 25-62 (2016).
  21. Diaz-Garcia, C., Johannesson, L., Shao, R. J., Bilig, H., Brannstrom, M. Pregnancy after allogeneic uterus transplantation in the rat: perinatal outcome and growth trajectory. Fertility and Sterility. 102 (6), 1545-1552 (2014).
  22. Canovai, E., et al. IGL-1 as a preservation solution in intestinal transplantation: a multicenter experience. Transplant International. 33 (8), 963-965 (2020).
  23. Habran, M., De Beule, J., Jochmans, I. IGL-1 preservation solution in kidney and pancreas transplantation: A systematic review. PLoS One. 15 (4), 0231019(2020).
  24. Mosbah, I. B., et al. IGL-1 solution reduces endoplasmic reticulum stress and apoptosis in rat liver transplantation. Cell Death & Disease. 3 (3), 279(2012).
  25. Wiederkehr, J. C., et al. Use of IGL-1 preservation solution in liver transplantation. Transplantation Proceedings. 46 (6), 1809-1811 (2014).
  26. Tilney, N. L., Guttmann, R. D. Effects of initial ischemia/reperfusion injury on the transplanted kidney. Transplantation. 64 (7), 945-947 (1997).
  27. de Rougemont, O., Dutkowski, P., Clavien, P. A. Biological modulation of liver ischemia-reperfusion injury. Current Opinion in Organ Transplantation. 15 (2), 183-189 (2010).
  28. Jakubauskiene, L., et al. Relaxin and erythropoietin significantly reduce uterine tissue damage during experimental ischemia-reperfusion injury. International Journal of Molecular Sciences. 23 (13), 7120(2022).
  29. Wang, Y., Wu, Y., Peng, S. Resveratrol inhibits the inflammatory response and oxidative stress induced by uterine ischemia reperfusion injury by activating PI3K-AKT pathway. PLoS One. 17 (6), 0266961(2022).
  30. Kisu, I., et al. Risks for donors in uterus transplantation. Reproductive Sciences. 20 (12), 1406-1415 (2013).
  31. Jones, B. P., et al. Uterine transplantation in transgender women. BJOG: an International Journal of Obstetrics and Gynaecology. 126 (2), 152-156 (2019).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות