הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

צינור מרקחת ליצירת יחידות טקסונומיות תפעוליות מולקולריות (MOTUs) בקרב חיפושיות גדות ומימיות

914 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/68323

⸱

11 ביולי 2025

 ,  , 
1Ateneo Biodiversity Research Laboratory, Department of Biology, School of Science and Engineering, Higher Education Cluster, Ateneo de Manila University, 2Ateneo Institute of Sustainability, Ateneo de Manila University, 3Ateneo School of Medicine and Public Health, Higher Education Cluster, Ateneo de Manila University

במאמר זה

סיכום

הפרוטוקול המוצג כאן נועד להדריך את המשתמשים בעיבוד מבוסס מחשב של רצפי גנים של תת-יחידה I (COI) של ציטוכרום c אוקסידאז שנוצרו מחיפושיות, כך שניתן ליצור את השערת אשכולות המינים הנקראת יחידות טקסונומיות תפעוליות מולקולריות (MOTUs) מ-DNA.

תקציר

הירידה במגוון הביולוגי מתרחשת בשיעורים בלתי נתפסים, אך ניטור המגוון הביולוגי נפגע על ידי שפע של גורמים, כולל מלאי חלקי של מגוון בסיסי והאוכלוסייה המתמעטת של טקסונומים מיומנים. גישור על מכשול זה במלאי מינים של "טקסונים כהים", או קבוצות מגוונות במיוחד שלעתים קרובות אינן נחקרות בטקסונומיה, הוא חיוני במיוחד באזורים הטרופיים המתמודדים עם לחצים סביבתיים בלתי עבירים. בעוד שטקסונומיה אלפא מבוססת מורפולוגיה נותרה תקן הזהב בזיהוי מינים, שיטות מבוססות DNA הראו פוטנציאל אדיר בהאצת תיחום וגילוי מינים. כאן, אנו מתארים צינור מרקחת ליצירת יחידות טקסונומיות תפעוליות מולקולריות (MOTUs) הכוללות שש גישות תיחום מינים מולקולריות המיושמות על שני סוגים מאוד לא בולטים של חיפושיות, כלומר Byrrhinus Motschulsky, 1858 ממשפחת Limnichidae ו-Anacaena Thomson, 1859 ממשפחת Hydrophilidae, מהפיליפינים. מכיוון שפרוטוקול זה מתמקד בעיבוד ברקודי DNA ובהתחשב בכך שניתן להשיג נתונים גנטיים אלה על ידי ריצוף או על ידי הורדה ממאגרי מידע מקוונים, נקודת ההתחלה של הפרוטוקול המתואר כאן היא רצפי ה-DNA. בהתחשב בברקודי COI, הצינור משתמש בשילוב של שלוש גישות תיחום מינים מולקולריות מבוססות סף, כלומר TaxonDNA, K2P ו-ASAP, המשתמשות ביישור רצף כנתוני קלט. בנוסף, הצינור ממשיך עם שלוש גישות מבוססות התלכדות, כלומר PTP-ML, PTP-BI ו-mPTP, הדורשות קובץ עץ כנתוני קלט. גישות מסוימות כרוכות בשימוש בשרתי אינטרנט, בעוד שאחרות משתמשות בתוכנה מקומית. עם בחירת השיטות האלגוריתמיות המוצגות, ניתן לזהות MOTUs, בין אם בקונצנזוס ובין אם על ידי רוב. למרבה הפלא, צינור זה תיאר מיני חיפושיות כמעט בולטים מהפיליפינים, אפילו כאלה שתועדו מאותם יישובים או סמוכים.

מבוא

עם השיעורים חסרי התקדים של ירידה במינים בעולם על פני טקסונים מגוונים 1,2,3,4, הדחף ליצירת מלאי מגוון ביולוגי מקיף, הכולל מינים שלא התגלו בעבר ולא תוארו, הופך למירוץ נגד הזמן 2,5. ראשית, שימור המגוון הביולוגי הגיוני רק לאור ידע טקסונומי נכון 6,7. לפיכך, זיהוי המגוון הביולוגי ברמת המין הוא הכרחי, בהתחשב בכך שלמינים קרובים אך שונים עשויים להיות נישות בסיסיות ייחודיות8.

בסיסטמטיקה של חיפושיות, טקסונומיה אלפא או טקסונומיה מסורתית היא תקן הזהב בזיהוי מינים בדומה לרובקבוצות בעלי החיים, אם לא כולן. גישה זו מסתמכת על מאפיינים מורפולוגיים כדי לסווג אורגניזמים בטקסונומיה גבוהה יותר ולספק זיהוי ברמת המין10,11. במקרים רבים, זיהוי משפחה12 או אפילו זיהוי ברמת הסוג13 יכול להיעשות באמצעות מאפיינים מורפולוגיים חיצוניים בלבד, כגון צורת גוף והתאמות מיוחדות. בינתיים, זיהוי ברמת המין בחיפושיות נעשה בדרך כלל באמצעות השוואה של הפרטים המבניים של ה-aedeagus או איברי המין הזכריים 14,15,16.

למרות הקבלה הרחבה של טקסונומיה אלפא מבוססת מורפולוגיה זו, גישה זו לגילוי מינים נפגעת על ידי 'מכשולים טקסונומיים' רבים6,17,18, במיוחד בקרב חסרי חוליות19. בסיסטמטיקה של חיפושיות, זיהוי ו/או גילוי מינים באמצעות טקסונומיה אלפא מתמודד עם האתגרים של מספר מוגבל של טקסונומים מיומנים20,21, של תיאורים מוקדמים קצרים ובקושי אינפורמטיביים22, ושל בעיות לוגיסטיות הקשורות לגישה לספרות ולדגימות סוג23.

זה אפילו מחמיר כאשר הטקסון המדובר מסתורי או מאוד לא בולט. מינים קריפטיים מתייחסים לקבוצת מינים מאותו סוג, או אפילו לסוגים שונים, שלא ניתן לתחום בקלות על ידי מורפולוגיה השוואתית, בהתחשב בהבדלים פנטיים בין-ספציפיים עדינים24. כמה טקסונים קריפטיים, הנחשבים ל'טקסונים אפלים'25,26,27, סובלים בנוסף מהיותם מגוונים יתר על המידה אך אינם נחקרים בכבדות. למרבה הצער, זה לא נדיר בחיפושיות גדות ומימיות 8,28. כישלון לטפל בתיחום מינים בין טקסונים כהים קריפטיים מאיים על המגוון הביולוגי כאמצעי שימור אחד שמתאים לכולם ניתן לאורגניזמים בעלי נישות שונות ודרישות אקולוגיות שונות 8,29.

בהתחשב באתגרים אלה, 'טקסונומיה אינטגרטיבית'23, או הגישה של צימוד טקסונומיה אלפא עם קו ראיות אחר, צברה אחיזה כאמצעי להקמת מינים חדשים בשני העשורים האחרונים 30,31,32. קו ראיות אחד כזה המשמש במחקרים טקסונומיים אינטגרטיביים על חיפושיות 33,34,35,36,37,38,39 וסדר חרקים אחר 40,41,42,43,44,45 הוא רצף DNA. בפרט, הגן המיטוכונדריאלי ציטוכרום c אוקסידאז תת-יחידה I (COI) משמש לברקוד קבוצה מגוונת של בעלי חיים בשל אופיו השמרני למדי 46,47,48. בעוד ש-658bp-5′-end (COI-5′), הידוע גם בשם 'שבר ברקוד' או 'שבר פולמר', הוצע כרצף 'אבחון'49, נעשה שימוש גם ב-COI-3′ באורך 723 bp בשל סט חזק של פריימרים עבור 3′-end 50,51,52.

בעוד שברקוד DNA באמצעות COI תוכנן לזיהוי ברמת המינים, הוא מוגבל על ידי מאגר רצפים אפריורי 53, כגון GenBank54 ו-BOLD55, גישות תיחום מינים מולקולאריות קובעות מגבלות מינים באמצעות רצפי ה-DNA המסופקים בלבד ללא מאגר מוקדם56. ישנן שתי קבוצות של גישות תיחום מינים מולקולריות המבוססות על קובץ הקלט. ראשית, באמצעות יישור רצף כקלט, גישות מבוססות סף משתמשות בערכי חיתוך כדי לקבוע סטייה בין ובתוך מינים 48,57,58. כשיטות מבוססות מרחק, גישות אלה מסתמכות על מרחק תוך-ספציפי מקסימלי שנצפה של 3% עבור חרקים, המכונה 'פער הברקוד'51,59. חלק מהגישות מבוססות הסף הן SpeciesIdentifier המיושמת ב-TaxonDNA60, מרחק גנטי באמצעות Kimura 2-parameter (K2P)61, ו-Assemble Species by Automatic Partitioning (ASAP)62.

שנית, תוך שימוש בעץ כקובץ הקלט, גישות מבוססות התלכדות מזהות גבולות מינים וממיינים שושלות עצמאיות על ידי קביעת שינוי בקצב הסתעפות השושלת 63,64,66. לעתים קרובות מסתמכים על מושג מינים פילוגנטיים67, גישות מבוססות התלכדות כוללות תהליכי עץ פואסון (PTP)68 והווריאציה שלהם, PTP מרובה קצב69. בכל מקרה, האשכולות הנוצרים על ידי גישות תיחום המינים המולקולריים מכונים באופן קולקטיבי יחידות טקסונומיות תפעוליות מולקולריות (MOTUs).

כאן, אנו מציגים שיטות לצינור מרקחת ליצירת MOTUs הכוללים שלוש גישות מבוססות סף ושלוש גישות מבוססות התלכדות (איור 1). הצינור נבדק על שני מערכי נתונים, כלומר (1) רצפי COI-3′ של חיפושיות הגדה Byrrhinus Motschulsky, 1858, המורכב משני מינים שפורסמו35 שהוקמו בעבר באמצעות טקסונומיה אינטגרטיבית ורצפים נוספים ממינים לא מתוארים, ו-(2) רצפי COI-5′ של חיפושיות Anacaena Thomson, 1859, המורכב מרצפים משני מינים שפורסמו70 הוקם בעבר באמצעות טקסונומיה אלפא ורצפים נוספים ממינים לא מתוארים.

figure-introduction-1
איור 1: תרשים זרימה של צינור המרקחת ליצירת MOTUs. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

חומרי המוצא לצינור מרקחת זה הם רצפי DNA, אותם ניתן להוריד ממאגרים מקוונים (למשל, BOLD, GenBank) או להפיק מריצוף Sanger71. טבלה 1 וטבלה 2 מפרטות את מספרי ההצטרפות למערכי הנתונים שתוצאותיהם המייצגות מוצגות במאמר זה.

1. שלב הכנה לגישות מבוססות סף: יישור רצף

  1. רצפי טעינה ב-MEGA X72.
    הערה: ניתן להוריד את MEGA X מ-https://www.megasoftware.net/
    1. לחץ על ישר כדי לפתוח תפריט נפתח. לחץ על ערוך/בנה יישור ובחר צור יישור חדש. לחץ על אישור כדי לאשר בחירה זו. בחר DNA כסוג הנתונים ליישור.
    2. העבר את העכבר מעל הכרטיסיה עריכה ובחר הוסף רצף מקובץ. נווט לספרייה עם הרצפים ובחר אותם לטעינה ל-MEGA.
  2. יישר רצפים על ידי לחיצה על יישור, ולאחר מכן יישר על ידי ClustalW73. המשך עם הגדרות ברירת המחדל ולחץ על אישור.
  3. ערוך את הרצפים באופן ידני על-ידי חיתוך שני הקצוות ועל-ידי ניקוי הוספות או מחיקות.
    1. כדי למחוק תוספות, לחץ על הבסיסים ו/או המיקומים שהוכנסו ולחץ על Delete במקלדת.
    2. כדי לתקן מחיקות, לחץ על המיקום שאמור היה להימחק כפי שמסומן ב-"-". מחק את ה-"-" והקלד את הבסיס המיועד.
    3. מצא את המיקום המוקדם ביותר שבו לכל הרצפים יש תו. לחץ על התיבה הריקה בכותרת השורה של המיקום משמאל למיקום שנקבע, וגרור עד לבחירת המיקומים העודפים עבור כל הרצפים עד לבחירת הסוף ההתחלתי. הקש Delete כדי לחתוך.
    4. חזור על שלב 1.3.3 על-ידי חיפוש המיקום האחרון שבו לכל הרצפים יש תו. לחץ על התיבה הריקה בשורת הכותרת של המיקום מימין למיקום שנקבע, גרור עד למיקומים העודפים עבור כל הרצפים עד לבחירת קצה המסוף. הקש Delete.
      הערה: איור 2A מראה יישור טוב של רצפי DNA. מערך הנתונים הסופי הוא מטריצה של רצפים באורך שווה; לפיכך, אורך הרצף אינו גורם המשפיע על תוצאות המחקר. רצפי הייחוס משמשים בסיס לאורך הסופי של מטריצת היישור.
  4. תרגם את הרצף כדי לבדוק אם יש קודוני עצירה, בהתחשב בכך ש-COI הוא רצף מקודד חלבון.
    1. בחר את כל הרצפים ולאחר מכן לחץ על הכרטיסייה רצפי חלבונים מתורגמים .
    2. כאשר תתבקש, אמת את הקוד הגנטי כמיטוכונדריה חסרת חוליות. אם הקוד הגנטי שונה, לחץ על לא, ויופיע תפריט המאפשר לסמן את התיבה עבור הקוד הגנטי המיטוכונדריאלי של חסרי חוליות .
    3. אם קודוני עצירה, כפי שמסומנים בכוכביות בגוף היישור, קיימים עבור עמודה שלמה, לחץ על רצפי DNA ומחק את המיקום הראשון עבור כל הרצפים.
    4. חזור על השלב הקודם אם קודוני עצירה עדיין קיימים ברצף כלשהו.
    5. אם קודוני עצירה עדיין קיימים, שחזר את המיקומים שנמחקו בעבר. בחר את כל הרצפים, ולאחר מכן העביר את העכבר מעל הכרטיסייה נתונים ולחץ על הפוך.
    6. חזור על שלב 1.4.1. אם קודוני עצירה עדיין קיימים, חזור על שלבים 1.4.3 ו-1.4.4.
      הערה: איור 2B מראה יישור טוב של קודונים.
  5. לחץ על רצפי DNA, ושמור את יישור הרצף ל-.mas/x. ייצא את הרצף לסוגי קבצים רלוונטיים אחרים, כגון קובץ .meg וקובץ .fasta.
    הערה: גישות מסוימות לתיחום מינים מולקולריים עובדות טוב יותר ללא קבוצת החוץ. לפיכך, שיקול אפשרי הוא יצירת עותק של קובץ היישור ללא קבוצת החוץ.

figure-protocol-1
איור 2: יישור רצף ב- MEGA X. (A) יישור רצף ה-DNA הסופי שנוקה ידנית ו-(B) יישור רצף החלבון המתורגם של מערך הנתונים של Byrrhinus ללא הכנסות, מחיקות ופערים. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

2. תיחום לפי מודול DNA טקסון במזהה מינים 1.8

הערה: ניתן להוריד את מזהה המינים מ-https://taxondna.sourceforge.net/

  1. פתח את TaxonDNA. לחץ על ייבוא ולאחר מכן לחץ על FASTA. העלה את היישור בפורמט .fasta.
  2. לחץ על מודולים ולחץ על אשכול. הגדר את הסף ל-3%. לאחר מכן, סמן את צור מידע על אשכול בודד (איור 3).
  3. לחץ על צור אשכולות עכשיו!. שמור את התוצאות על ידי צילום מסך.

figure-protocol-2
איור 3: חלון TaxonDNA במזהה מינים 1.8 המציג את הסף המזוהה על ידי המשתמש של 3% לתיחום. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

3. תיחום על ידי Kimura 2 פרמטר (K2P) ב- MEGA X

  1. ב-MEGA, פתח את קובץ ה-.meg על ידי לחיצה על קובץ ולאחר מכן פתח קובץ/הפעלה. לחץ על מרחק ולאחר מכן לחץ על חישוב מרחקים זוגיים. אשר את קובץ ה- .meg לתיחום.
  2. העבר את העכבר מעל התיבה הצהובה לצד דגם/שיטה ולאחר מכן לחץ על החץ שמופיע בצד שמאל של התיבה.
  3. בחר מודל 2 פרמטרים של Kimura מהתפריט הנפתח. לחץ על אישור כדי להפעיל את התוכנית. פתח את חלון פלט הנתונים (איור 4).
  4. לחץ על קובץ ולאחר מכן על ייצוא/מרחקי הדפסה.
  5. פתח את התפריט הנפתח לצד פורמט פלט ובחר XL: חוברת עבודה של Microsoft Excel. עבור מקומות עשרוניים, בחר 4.
  6. שמור את הגיליון האלקטרוני שנוצר ב- Microsoft Excel. השתמש בעיצוב מותנה כדי לסמן עיצוב עם מרחק של פחות מ- 0.03 (או 3%).
    הערה: בניגוד לגישות האחרות שנדונו במאמר זה, K2P אינו מספק את האשכולות באופן מיידי מכיוון שהוא תלוי בסף המזוהה על ידי המשתמש. צינור זה עובד על ההנחה שהסף הוא 3%, כלומר כל זוג רצפים שהמרחק הגנטי שלהם נמוך מ-3% שייך לאותו צביר מולקולרי.

figure-protocol-3
איור 4: חלון המתקבל ב- MEGA X המציג את התוצאות של פרמטר Kimura-2. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

4. תיחום על ידי הרכבת מינים על ידי חלוקה אוטומטית (ASAP)

  1. עבור אל שרת האינטרנט בהקדם האפשרי: https://bioinfo.mnhn.fr/abi/public/asap/asapweb.html
  2. העלה את היישור על ידי לחיצה על התיבה הכתומה שכותרתה בחר קובץ... ובחירת קובץ ה- .fasta. לחלופין, גרור את קובץ ה- .fasta לתיבה הכתומה. גלול מטה ולחץ על Go.
  3. כדי להוריד את האשכולות, לחץ על הרשימה עבור השורה עם ציון ה-ASAP הנמוך ביותר ודירוג ה-p-val הגבוה ביותר (איור 5).
    הערה: פלט התוצאה הוא קובץ .txt, המציג תת-קבוצות של האשכולות המולקולריים.

figure-protocol-4
איור 5: חלון המתקבל בהקדם האפשרי המציג את התיחומים האפשריים. התוצאה הראשונה (תיבה כחולה) מתקבלת בגלל ניקוד ה-ASAP הנמוך ביותר (תיבה אדומה) ודירוג ה-P-val הגבוה ביותר (תיבה צהובה). אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

5. שלב הכנה לגישות מבוססות התלכדות: הערכת עצים

  1. פתח את קובץ ה- .meg על ידי לחיצה על נתונים, ולאחר מכן פתח קובץ/הפעלה. בדוק את מודל ההחלפה המתאים ביותר.
    1. לחץ על מודלים ולאחר מכן מצא את דגמי ה-DNA/חלבון הטובים ביותר (ML). אשר את קובץ ה- .meg לניתוח.
    2. לחץ על אישור בתפריט העדפות ניתוח (איור 6A). שימו לב למודל הטוב ביותר המשתמש בערך ה-BIC וה-AICc הנמוך ביותר (איור 6B).
      הערה: זה בדרך כלל הראשון ברשימת הדגמים בחלון שנוצר. עיין בשמות המלאים של שמות הדגמים המקוצרים בחלק התחתון של החלון שנוצר.
  2. צור את העץ.
    1. לחץ על פילוגנטיה ולאחר מכן בנה/בדוק עץ סבירות מקסימלית.
    2. השתמש במודל החלפת הנוקלאוטידים המתאים ביותר. עשה זאת על ידי לחיצה על התיבה הצהובה לצד דגם/שיטה. בחר את הדגם מהתפריט הנפתח.
    3. אם למודל החלפת הנוקלאוטידים המתאים ביותר יש '+G' או '+I' או שניהם, לחץ על התיבה לצד תעריפים בין אתרים ובחר את הפרמטרים (G, I, G + I) מהתפריט הנפתח (איור 6C).
    4. תחת מבחן פילוגניה, לחץ על התיבה לצד מבחן פילוגנזה ובחר שיטת אתחול מהתפריט הנפתח. לחץ על התיבה לצד "לא. של שכפולי Bootstrap" וסוג 1000 (איור 6C). לחץ על אישור כדי להריץ את הניתוח.
  3. לאחר פתיחת חלון המכיל את העץ שנוצר (איור 6D), שמור את הפעלת העץ כ- .mts/x. שמור את הפלט כקובץ .nwk. שמור גם את העץ כקובץ תמונה .png.

figure-protocol-5
איור 6: הערכת עצים ב- MEGA X כשלב הכנה לגישות מבוססות התלכדות. (A) הגדרה לקביעת מודל החלפת הנוקלאוטידים המתאים ביותר. (B) עבור מערך הנתונים של Byrrhinus , המודל המתאים ביותר הוא GTR + I בשל ערכי ה-BIC וה-AICc הנמוכים ביותר (תיבה אדומה). (C) בהרצת עץ הסבירות המקסימלית, GTR (תיבה צהובה) + I (תיבה כחולה) הוגדרו כפרמטרים. (ד) עץ ה-ML הגולמי שנוצר שישמש בניתוחים הבאים. אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

6. תיחום על ידי תהליכי עץ פואסון (PTP)

הערה: השלבים שלהלן יניבו את התוצאות של PTP-ML ו-PTP-BI.

  1. עבור אל שרת האינטרנט של PTP: https://species.h-its.org/ptp/
  2. העלה קובץ newick על ידי לחיצה על בחר קובץ. תחת העץ שלי הוא, בחר שורש (איור 7A).
  3. הזן את הפרמטרים לניתוח. תחת דורות MCMC מס', קלט 100000. תחת דילול, הזן 100. תחת צריבה, הזן 0.1. מתחת לזרע, קלט 123.
  4. הזן את קבוצת החוץ על-ידי הקלדת שם העצות בתיבה תחת שמות טקסונים של קבוצת חוץ (אם קיימים). הוראות לעיצוב קלט מופיעות משמאל לתיבת הקלט.
  5. הזן כתובת דואר אלקטרוני בשדה המתאים ולחץ על שלח. בחלון תוצאות תיחום מיני PTP, לחץ כאן כדי לפתוח את חלון התוצאות.
  6. תחת פתרון הסבירות המקסימלית, הורד את התוצאות של PTP-ML על ידי לחיצה על הורד תוצאות תיחום (איור 7B).
  7. תחת הפתרון הנתמך על-ידי בייסיאן, הורד את התוצאות של PTP-BI על-ידי לחיצה על הורד תוצאות תיחום.
    הערה: התוצאות יצביעו על קבוצות של רצפים במחיצות. אלה יסומנו כמינים ממוספרים ואחריהם ערך תמיכה, שבו 1.000 הוא אידיאלי.

figure-protocol-6
איור 7: תיחום מינים מולקולרי על ידי תהליכי עץ פואסון. (A) חלונות המציגים את פרמטרי הקלט. (B) חלון שנוצר בשרת האינטרנט PTP, עם קישור המכיל תוצאות תיחום (תיבה אדומה). אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

7. תיחום על ידי תהליכי עץ פואסון מרובי קצב (mPTP)

  1. עבור לשרת האינטרנט mPTP: https://mptp.h-its.org/#/tree
  2. העלה את קובץ הנוויק על ידי גרירתו על המלבן האפור או לחיצה על המלבן. לאחר טעינת הנתונים באותו עמוד, לחץ על המשך לבחירת קבוצה חיצונית (איור 8A).
  3. בדף מפרט קבוצת חוץ , בחר את קבוצת החוץ על-ידי לחיצה על התיבה לצד תוויות הטקסונים של דגימות קבוצת חוץ. לחץ על האפשרות Crop Outgroup בתחתית הרצף. לחץ על בחירת דגם.
  4. לחץ על MPTP ולאחר מכן לחץ על אפשרויות הדמיה. בדף אפשרויות תצוגה חזותית , קבל את הגדרות ברירת המחדל.
    הערה: לחלופין, ניתן להתאים את גודל התמונה הכולל על-ידי הזנת ערך (בפיקסלים) מתחת לרוחב SVG. ניתן להתאים את הגופן ואת הריווח של הטקסט על ידי הזנת הגדלים הרצויים (בפיקסלים) תחת גודל גופן SVG, רווח בין עצות, שוליים שמאליים, שוליים ימניים, שוליים עליונים ושוליים תחתונים.
  5. לחץ על פרטי קשר. הזן את כתובת הדוא"ל לעיון עתידי בתוצאות (אופציונלי).
  6. לחץ על סקירה כללית. הקפד לבדוק את מספר קלט הטקסונים ואת קבוצות החוץ שנבחרו.
  7. לחץ על שלח. לחץ באמצעות לחצן העכבר הימני על הקבצים תחת קבצים הניתנים להורדה (איור 8B) ובחר שמור בשם... כדי לשמור את התוצאות.
    הערה: קובץ טקסט הפלט יציין את המספר הכולל של מינים מופרדים בתחילת התוצאות. לאחר מכן הוא יציג אילו רצפים נופלים תחת כל אחד מהאשכולות. אשכולות אלה והרצפים המתאימים מסודרים באופן דומה לעץ שנוצר בקובץ .svg. קובץ ה-mPTP SVG יציג את אשכולות הרצפים. אשכולות מוצגים על ידי קבוצות של רצפים המחוברים על ידי ענפים אדומים לאורך העץ. כל קבוצה מבודדת של ענפים אדומים מצביעה על MOTU יחיד.

figure-protocol-7
איור 8: תיחום מינים מולקולרי על ידי תהליכי עץ פואסון מרובי קצבים. (A) חלונות שמציגים את המידע שנקרא ב-mPTP לגבי העץ שהועלה. (B) חלון שנוצר בשרת האינטרנט mPTP, עם קישור המכיל תוצאות תיחום (תיבה אדומה). אנא לחץ כאן לצפייה בגרסה גדולה יותר של איור זה.

8. דור מוטו

  1. פתח את העץ באמצעות תוכנת עורך תמונות או באמצעות PowerPoint.
  2. צור סרגל כדי לייצג את התוצאות של כל גישת תיחום מינים מולקולרית (ראה איור 9 ואיור 10 לדגימות). ודא שכל סרגל בודד מתיישר עם הרצפים שהוא כולל באשכול המולקולרי שלו.
  3. קבע את ה-MOTU על ידי אחת משתי הגישות הללו74
    1. אם כל הגישות מייצרות תוצאות זהות עבור צביר מולקולרי נתון, הקים את הצביר המולקולרי כ-MOTU בהסכמה.
    2. אם רוב הגישות מייצרות תוצאות זהות עבור צביר מולקולרי נתון, הקים את הצביר המולקולרי כ-MOTU על ידי הרוב.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מאמר זה יישם צינור תיחום מינים מולקולרי, הכולל את TaxonDNA, K2P, ASAP, שתי וריאציות של PTP ו-mPTP, לחיפושיות ימיות וגדות מים. התוצאה של כל אחת משש הגישות מכונה 'אשכולות מולקולריים', בעוד שהסיכום מכונה 'יחידות טקסונומיות תפעוליות מולקולריות' או MOTUs75.

צינור המרקחת נבדק על שני מערכי נתונים. מערך הנתונים הראשון (טבלה 1, איור 9) מורכב מ-24 רצפי COI-3' של חיפושיות הגדה Byrrhinus Motschulsky, 1858 שנאספו מהפיליפינים, ע...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

בעוד שניתן להשוות רצפי DNA, במיוחד COI49, לרצפי ייחוס 22,53,78 במאגרים ציבוריים מקוונים 54,55,79,80 עבור מערכת זיהוי ביולוגי 46, גישה כזו מוגבלת על ידי הרצפים המופקדים הזמינים. נהפוך הוא, השימוש בתיחום מינים מולקולרי יכו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

אין לנו מה לחשוף.

תודות

אנו מודים ללשכת הדיג ומשאבי המים (BFAR) וליחידות השלטון המקומי הנוגעות בדבר על שהעניקו לנו הסכמה מדעת מראש לבצע דגימת מגוון ביולוגי. אנו מודים לד"ר הנדריק פרייטג על הדרכתו בעבודה טקסונומית. אנו מודים גם לסוקרים ולעורכים על הערותיהם המועילות והבונות. לבסוף, אנו מביעים את תודתנו העמוקה למענק הפרויקט הגדול של מועצת המחקר האוניברסיטאית (URC 2022-09) ולמענק הפרסום בגישה פתוחה של אוניברסיטת אטנאו דה מנילה, קרן המחקר והפיתוח של הסטודנטים SC Johnson למנהיגות סביבתית של מכון המחקר Ateneo למדע והנדסה, ו-LinnéSys: קרן המחקר הסיסטמטית של האגודה הלינאית של לונדון ואיגוד הסיסטמטיקה על מימון מחקר זה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
בהקדם האפשרי סייר Sparthttps://bioinfo.mnhn.fr/abi/public/asap/asapweb.html
מחשבכל יחידת עיבוד
מגה אקס תוכנת מגהhttps://www.megasoftware.net/
שרת אינטרנט mPTPhttps://mptp.h-its.org/#/tree
שרת אינטרנט PTPמכון היידלברג ללימודים תיאורטיים (HITS)https://species.h-its.org/ptp/
מזהה מינים   https://taxondna.sourceforge.net/

מקורות

  1. Ceballos, G., Ehrlich, P. R. Mammal population losses and the extinction crisis. Science. 296 (5569), 904-907 (2002).
  2. Dirzo, R., et al. Defaunation in the Anthropocene. Science. 345 (6195), 401-406 (2014).
  3. Cardoso, P., et al. Scientists' warning to humanity on insect extinctions. Biol Conserv. 242, 108426(2020).
  4. Wagner, D. L., Grames, E. M., Forister, M. L., Berenbaum, M. R., Stopak, D. Insect decline in the Anthropocene: Death by a thousand cuts. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (2), 1-10 (2021).
  5. Steffen, W., Crutzen, P. J., McNeill, J. R. Welcome to the Anthropocene. Ambio. 36 (8), 614-621 (2007).
  6. de Carvalho, M. R., et al. Taxonomic impediment or impediment to taxonomy? A commentary on systematics and the cybertaxonomic-automation paradigm. Evol Biol. 34 (3-4), 140-143 (2007).
  7. Satler, J. D., Carstens, B. C., Hedin, M. Multilocus species delimitation in a complex of morphologically conserved trapdoor spiders (Mygalomorphae, Antrodiaetidae, Aliatypus). Syst Biol. 62 (6), 805-823 (2013).
  8. Arribas, P., Andújar, C., Sánchez-Fernández, D., Abellán, P., Millán, A. Integrative taxonomy and conservation of cryptic beetles in the Mediterranean region (Hydrophilidae). Zool Scr. 42 (2), 182-200 (2013).
  9. Baker, K., et al. Carpooling with ecologists, geographers and taxonomists: Perceptions from conducting environmental research in tropical regions. Biodivers Conserv. 28 (4), 975-981 (2019).
  10. Tan, D. S. H., Ang, Y., Lim, G. S., Bin Ismail, M. R., Meier, R. From "cryptic species" to integrative taxonomy: An iterative process involving DNA sequences, morphology, and behaviour leads to the resurrection of Sepsis pyrrhosoma (Sepsidae: Diptera). Zool Scr. 39 (1), 51-61 (2010).
  11. Tan, M. K., Storozhenko, S. Y., Hwang, W. S., Meier, R. Integrative taxonomy reveals two sympatric species of the genus Eucriotettix Hebard, 1930 (Orthoptera: Tetrigidae). Zootaxa. 4268 (3), 377-394 (2017).
  12. Yule, C. M. Freshwater invertebrates. Freshwater Invertebrates of the Malaysian Region. , 23-31 (2004).
  13. Komarek, A., Jäch, M. A., Ji, L. Hydrophilidae: I. Check list and key to Palearctic and Oriental genera of aquatic Hydrophilidae (Coleoptera). Water Beetles of China. 3, 383-395 (2003).
  14. Rudoy, A., Ribera, I. The macroevolution of size and complexity in insect male genitalia. PeerJ. 4, e1882(2016).
  15. Rudoy, A., Beutel, R. G., Ribera, I. Evolution of the male genitalia in the genus Limnebius Leach, 1815 (Coleoptera, Hydraenidae). Zool J Linn Soc. 178, 97-127 (2016).
  16. Shapiro, A. The lock-and-key hypothesis: Evolutionary and biosystematic interpretation of insect genitalia. Annu Rev Entomol. 34 (1), 231-245 (1989).
  17. Scotland, R., Hughes, C., Bailey, D., Wortley, A. The big machine and the much-maligned taxonomist. Syst Biodivers. 1 (2), 139-143 (2003).
  18. Vinarski, M. V. Roots of the taxonomic impediment: Is the "integrativeness" a remedy. Integr Zool. 15 (1), 2-15 (2020).
  19. Cardoso, P., Erwin, T. L., Borges, P. A. V., New, T. R. The seven impediments in invertebrate conservation and how to overcome them. Biol Conserv. 144 (11), 2647-2655 (2011).
  20. Engel, M. S., et al. The taxonomic impediment: A shortage of taxonomists, not the lack of technical approaches. Zool J Linn Soc. XX, 1-7 (2021).
  21. Tancoigne, E., Dubois, A. Cladistics taxonomy: No decline, but inertia. Cladistics. , 1-4 (2013).
  22. Riedel, A., Sagata, K., Suhardjono, Y. R., Tänzler, R., Balke, M. Integrative taxonomy on the fast track: Towards more sustainability in biodiversity research. Front Zool. 10 (15), 1-9 (2013).
  23. Dayrat, B. Towards integrative taxonomy. Biol J Linn Soc. 85 (3), 407-415 (2005).
  24. Bickford, D., et al. Cryptic species as a window on diversity and conservation. Trends Ecol Evol. 22 (3), 148-155 (2007).
  25. Page, R. D. M. DNA barcoding and taxonomy: Dark taxa and dark texts. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 371 (1702), 20150334(2016).
  26. Morinière, J., et al. A DNA barcode library for 5,200 German flies and midges (Insecta: Diptera) and its implications for metabarcoding-based biomonitoring. Mol Ecol Resour. 19 (4), 900-928 (2019).
  27. Hartop, E., Srivathsan, A., Ronquist, F., Meier, R. Towards large-scale integrative taxonomy (LIT): Resolving the data conundrum for dark taxa. Syst Biol. 71 (6), 1404-1422 (2022).
  28. Fossen, E. I., Ekrem, T., Nilsson, A. N., Bergsten, J. Species delimitation in northern European water scavenger beetles of the genus Hydrobius (Coleoptera, Hydrophilidae). ZooKeys. 564, 71-120 (2016).
  29. Bálint, M., et al. Cryptic biodiversity loss linked to global climate change. Nat Clim Change. 1 (6), 313-318 (2011).
  30. Padial, J. M., De La Riva, I. A response to recent proposals for integrative taxonomy. Biol J Linn Soc. 101 (3), 747-756 (2010).
  31. Andújar, C., Arribas, P., Ruiz, C., Serrano, J., Gómez-Zurita, J. Integration of conflict into integrative taxonomy: Fitting hybridization in species delimitation of Mesocarabus (Coleoptera: Carabidae). Mol Ecol. 23 (17), 4344-4361 (2014).
  32. Schlick-Steiner, B. C., et al. Integrative taxonomy: A multisource approach to exploring biodiversity. Annu Rev Entomol. 55 (1), 421-438 (2010).
  33. Stüben, P. E., Astrin, J. J. Integrative taxonomy, phylogeny, and new species of the weevil genus Onyxacalles Stüben (Coleoptera: Curculionidae: Cryptorhynchinae). Psyche (Lond). 2012, 1-22 (2012).
  34. Hawlitschek, O., et al. Pleistocene climate change promoted rapid diversification of aquatic invertebrates in Southeast Australia. BMC Evol Biol. 12 (142), 1-15 (2012).
  35. Delocado, E. D., Freitag, H. Two new species of Byrrhinus Motschulsky, 1858 (Coleoptera, Limnichidae, Limnichinae) from Negros, Philippines. ZooKeys. 1070, 51-72 (2021).
  36. De Vera, G. C. M., Sia, J. I. L., Freitag, H., Delocado, E. D. The first new species of Leptelmis Sharp, 1888 (Coleoptera, Elmidae) from the Philippines in the last 50 years. Tijdschr Entomol. 166 (2-3), 175-186 (2023).
  37. Seno, C. B. N., Delocado, E. D., Freitag, H. Three new species of Ancyronyx Erichson, 1847 (Coleoptera, Elmidae) from Mindanao, Philippines. Tijdschr Entomol. 72, 61-80 (2022).
  38. López-López, A., Hudson, P., Galián, J. Islands in the desert: Species delimitation and evolutionary history of Pseudotetracha tiger beetles (Coleoptera: Cicindelidae: Megacephalini) from Australian salt lakes. Mol Phylogenet Evol. 101, 279-285 (2016).
  39. Ibarra, J. W. B., Bantiding, F. J. A., Delocado, E. D. First Georissidae (Coleoptera) from the Philippines with description of two new species of Georissus Latreille, 1809. Tijdschr Entomol. , 45-58 (2025).
  40. Boonsoong, B., Sartori, M. Review and integrative taxonomy of the genus Prosopistoma Latreille, 1833 (Ephemeroptera, Prosopistomatidae) in Thailand, with description of a new species. ZooKeys. 825, 123-144 (2019).
  41. Wang, Y., Nansen, C., Zhang, Y. Integrative insect taxonomy based on morphology, mitochondrial DNA, and hyperspectral reflectance profiling. Zool J Linn Soc. 177 (2), 378-394 (2016).
  42. Schutze, M. K., et al. One and the same: Integrative taxonomic evidence that Bactrocera invadens (Diptera: Tephritidae) is the same species as the Oriental fruit fly Bactrocera dorsalis. Syst Entomol. 40 (2), 472-486 (2015).
  43. Schär, S., et al. Integrative biodiversity inventory of ants from a Sicilian archipelago reveals high diversity on young volcanic islands (Hymenoptera: Formicidae). Org Divers Evol. 20, 405-416 (2020).
  44. Ševčík, J., et al. Integrative taxonomy of Central European Planetella (Diptera: Cecidomyiidae) indicates high species diversity, intraspecific variation and low host specificity. Acta Entomol Musei Natl Pragae. 63 (2), 413-450 (2023).
  45. Mengual, X., Ståhls, G., Vujić, A., Marcos-García, M. Á Integrative taxonomy of Iberian Merodon species (Diptera, Syrphidae). Zootaxa. 1377, 1-26 (2006).
  46. Hebert, P. D. N., et al. Biological identifications through DNA barcodes. Proc R Soc B Biol Sci. 270 (1512), 313-321 (2003).
  47. Hebert, P. D. N., et al. Ten species in one: DNA barcoding reveals cryptic species in the neotropical skipper butterfly Astraptes fulgerator. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (41), 14812-14817 (2004).
  48. Hebert, P. D. N., Gregory, T. R. The promise of DNA barcoding for taxonomy. Syst Biol. 54 (5), 852-859 (2005).
  49. Hebert, P. D. N., Ratnasingham, S., DeWaard, J. R. Barcoding animal life: Cytochrome c oxidase subunit 1 divergences among closely related species. Proc R Soc Lond B. 270 (Suppl), S96-S99 (2003).
  50. Simon, C., et al. Evolution, weighting, and phylogenetic utility of mitochondrial gene sequences and a compilation of conserved polymerase chain reaction primers. Ann Entomol Soc Am. 87 (6), 651-701 (1994).
  51. Hendrich, L., et al. Mitochondrial Cox1 sequence data reliably uncover patterns of insect diversity but suffer from high lineage-idiosyncratic error rates. PLoS ONE. 5 (12), e14448(2010).
  52. Balke, M., et al. Suggestions for a molecular biodiversity assessment of Southeast Asian freshwater invertebrates: Lessons from the megadiverse beetles (Coleoptera). J Limnol. 72 (Suppl 2), 61-68 (2013).
  53. Virgilio, M., et al. Comparative performances of DNA barcoding across insect orders. BMC Bioinformatics. 11, 206(2010).
  54. Benson, D. A., et al. GenBank. Nucleic Acids Res. 41 (D1), 36-42 (2013).
  55. Ratnasingham, S., Hebert, P. D. N. BOLD: The barcode of life data system. Mol Ecol Notes. 7, 355-364 (2007).
  56. Pons, J., et al. Sequence-based species delimitation for the DNA taxonomy of undescribed insects. Syst Biol. 55 (4), 595-609 (2006).
  57. Puillandre, N., et al. automatic barcode gap discovery for primary species delimitation. Mol Ecol. 21 (8), 1864-1877 (2012).
  58. Fontaneto, D., Flot, J. F., Tang, C. Q. Guidelines for DNA taxonomy, with a focus on the meiofauna. Mar Biodivers. 45 (3), 433-451 (2015).
  59. Balke, M., et al. New Guinea highland origin of a widespread arthropod supertramp. Proc R Soc B Biol Sci. 276 (1666), 2359-2367 (2009).
  60. Meier, R., et al. DNA barcoding and taxonomy in Diptera: A tale of high intraspecific variability and low identification success. Syst Biol. 55 (5), 715-728 (2006).
  61. Kimura, M. A simple method for estimating evolutionary rates of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences. J Mol Evol. 16 (2), 111-120 (1980).
  62. Puillandre, N., Brouillet, S., Achaz, G. ASAP: Assemble species by automatic partitioning. Mol Ecol Resour. 21 (2), 609-620 (2021).
  63. Wiens, J. J., Penkrot, T. A. Delimiting species using DNA and morphological variation and discordant species limits in spiny lizards (Sceloporus). Syst Biol. 51 (1), 69-91 (2002).
  64. Fujisawa, T., Barraclough, T. G. Delimiting species using single-locus data and the generalized mixed Yule coalescent approach: A revised method and evaluation on simulated data sets. Syst Biol. 62 (5), 707-724 (2013).
  65. Yang, Z., Rannala, B. Unguided species delimitation using DNA sequence data from multiple loci. Mol Biol Evol. 31 (12), 3125-3135 (2014).
  66. Leaché, A. D., Fujita, M. K. Bayesian species delimitation in West African forest geckos (Hemidactylus fasciatus). Proc R Soc B Biol Sci. 277 (1697), 3071-3077 (2010).
  67. Luo, A., et al. Comparison of methods for molecular species delimitation across a range of speciation scenarios. Syst Biol. 67 (5), 830-846 (2018).
  68. Zhang, J., et al. A general species delimitation method with applications to phylogenetic placements. Bioinformatics. 29 (22), 2869-2876 (2013).
  69. Kapli, P., et al. Multi-rate Poisson tree processes for single-locus species delimitation under maximum likelihood and Markov chain Monte Carlo. Bioinformatics. 33 (11), 1630-1638 (2017).
  70. Sanchez, E. G. S., Delocado, E. D., Freitag, H. Two new species of Anacaena Thomson, 1859 (Coleoptera, Hydrophilidae) from the Philippines. ZooKeys. 1112, 11-25 (2022).
  71. Sanger, F., Coulson, A. R. A rapid method for determining sequences in DNA by primed synthesis with DNA polymerase. J Mol Biol. 94 (3), 441-448 (1975).
  72. Kumar, S., et al. MEGA X: Molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms. Mol Biol Evol. 35 (6), 1547-1549 (2018).
  73. Thompson, J. D., Higgins, D. G., Gibson, T. J. CLUSTAL W: Improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice. Nucleic Acids Res. 22, 4673-4680 (1994).
  74. Pentinsaari, M., Vos, R., Mutanen, M. Algorithmic single-locus species delimitation: Effects of sampling effort, variation and nonmonophyly in four methods and 1870 species of beetles. Mol Ecol Resour. 17 (3), 393-404 (2017).
  75. Galimberti, A., et al. Integrated operational taxonomic units (IOTUs) in echolocating bats: A bridge between molecular and traditional taxonomy. PLoS ONE. 7 (6), e40122(2012).
  76. Kundrata, R., Jäch, M. A., Bocak, L. Molecular phylogeny of the Byrrhoidea-Buprestoidea complex (Coleoptera, Elateriformia). Zool Scr. 46 (2), 150-164 (2017).
  77. Komarek, A., Freitag, H. Taxonomic revision of Agraphydrus Règimbart, 1903 V. Philippine species and their first DNA barcodes. Koleopt Rundsch. 90, 201-242 (2020).
  78. Tautz, D., et al. A plea for DNA taxonomy. Trends Ecol Evol. 18 (2), 70-74 (2003).
  79. Altschul, S. F., et al. Basic local alignment search tool. J Mol Biol. 215 (3), 403-410 (1990).
  80. Porter, T., Hajibabaei, M. Over 2.5 million COI sequences in GenBank and growing. bioRxiv. , 353904(2018).
  81. Gómez, R. A., Reddell, J., Will, K., Moore, W. Up high and down low: Molecular systematics and insight into the diversification of the ground beetle genus Rhadine LeConte. Mol Phylogenet Evol. 98, 161-175 (2016).
  82. Kodada, J., et al. Ancyronyx clisteri, a new spider riffle beetle species from Borneo, redescription of A. sarawacensis Jäch including a description of the larva and new distribution data for A. procerus Jäch using DNA barcodes (Coleoptera, Elmidae). ZooKeys. 912, 25-64 (2020).
  83. Hajibabaei, M., Janzen, D. H., Burns, J. M., Hallwachs, W., Hebert, P. D. N. DNA barcodes distinguish species of tropical Lepidoptera. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (4), 968-971 (2006).
  84. Yeo, D., Srivathsan, A., Meier, R. Longer is not always better: Optimizing barcode length for large-scale species discovery and identification. Syst Biol. 69 (5), 999-1015 (2020).
  85. Sabordo, M. R., Delocado, E., Freitag, H. Two new species of the genus Ancyronyx Erichson, 1847 from the island of Negros, Philippines (Insecta, Coleoptera, Elmidae). Tijdschr Entomol. 163 (1), 13-30 (2020).
  86. Astrin, J. J., et al. Exploring diversity in cryptorhynchine weevils (Coleoptera) using distance-, character- and tree-based species delineation. Mol Phylogenet Evol. 63 (1), 1-14 (2012).
  87. Pritchard, J. K., Stephens, M., Donnelly, P. Inference of population structure using multilocus genotype data. Genetics. 155, 945-959 (2000).
  88. Huelsenbeck, J. P., Andolfatto, P., Huelsenbeck, E. T. Structurama: Bayesian inference of population structure. Evol Bioinform. 7, 55-59 (2011).
  89. Hausdorf, B., Hennig, C. Species delimitation using dominant and codominant multilocus markers. Syst Biol. 59 (5), 491-503 (2010).
  90. Fujita, M. K., et al. Coalescent-based species delimitation in an integrative taxonomy. Trends Ecol Evol. 27 (9), 480-488 (2012).
  91. Monaghan, M. T., et al. Accelerated species inventory on Madagascar using coalescent-based models of species delineation. Syst Biol. 58 (3), 298-311 (2009).
  92. Yang, Z., Rannala, B. Bayesian species delimitation using multilocus sequence data. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (20), 9264-9269 (2010).
  93. Ence, D. D., Carstens, B. C. SpedeSTEM: A rapid and accurate method for species delimitation. Mol Ecol Resour. 11 (3), 473-480 (2011).
  94. de Queiroz, K. Species concepts and species delimitation. Syst Biol. 56 (6), 879-886 (2007).
  95. Blair, C., Bryson, R. W. Cryptic diversity and discordance in single-locus species delimitation methods within horned lizards (Phrynosomatidae: Phrynosoma). Mol Ecol Resour. 17 (6), 1168-1182 (2017).
  96. Dellicour, S., Flot, J. F. Delimiting species-poor data sets using single molecular markers: A study of barcode gaps, haplowebs and GMYC. Syst Biol. 64 (6), 900-908 (2015).
  97. Dellicour, S., Flot, J. F. The hitchhiker's guide to single-locus species delimitation. Mol Ecol Resour. 18 (6), 1234-1246 (2018).
  98. Liu, L., et al. Estimating phylogenetic trees from genome-scale data. Ann N Y Acad Sci. 1360 (1), 36-53 (2015).
  99. Lim, G. S., Balke, M., Meier, R. Determining species boundaries in a world full of rarity: Singletons, species delimitation methods. Syst Biol. 61 (1), 165-169 (2012).
  100. Zhou, Z., et al. molecular species delimitation based on COI-5P barcode sequences revealed high cryptic/undescribed diversity for Chinese katydids (Orthoptera: Tettigoniidae). BMC Evol Biol. 19 (1), (2019).
  101. Toussaint, E. F. A., et al. Comparative molecular species delimitation in the charismatic Nawab butterflies (Nymphalidae, Charaxinae, Polyura). Mol Phylogenet Evol. 91, 194-209 (2015).
  102. Carstens, B. C., Dewey, T. A. Species delimitation using a combined coalescent and information-theoretic approach: An example from North American Myotis bats. Syst Biol. 59 (4), 400-414 (2010).
  103. Esselstyn, J. A., et al. Single-locus species delimitation: A test of the mixed Yule-coalescent model, with an empirical application to Philippine round-leaf bats. Proc R Soc Lond B. 279 (1743), 3678-3686 (2012).
  104. Stech, M., et al. Molecular species delimitation in the Racomitrium canescens complex (Grimmiaceae) and implications for DNA barcoding of species complexes in mosses. PLoS One. 8 (1), e53134(2013).
  105. Kekkonen, M., Hebert, P. D. N. DNA barcode-based delineation of putative species: Efficient start for taxonomic workflows. Mol Ecol Resour. 14 (4), 706-715 (2014).
  106. Meier, R., et al. "Dark taxonomy": A new protocol for overcoming the taxonomic impediments for dark taxa and broadening the taxon base for biodiversity assessment. Cladistics. 41, 223-238 (2025).
  107. Ebach, M. C., Holdrege, C. DNA barcoding is no substitute for taxonomy. Nature. 434, 697(2005).
  108. Ebach, M. C., Holdrege, C. More taxonomy, not DNA barcoding. BioScience. 55 (10), 822-823 (2005).
  109. Mora, C., et al. How many species are there on Earth and in the ocean. PLoS Biol. 9 (8), e1001127(2011).
  110. Stork, N. E. How many species of insects and other terrestrial arthropods are there on Earth. Annu Rev Entomol. 63, 31-45 (2018).
  111. Scheffers, B. R., et al. What we know and don't know about Earth's missing biodiversity. Trends Ecol Evol. 27 (9), 501-510 (2012).
  112. Carbayo, F., Marques, A. C. The cost of describing the entire animal kingdom. Trends Ecol Evol. 26 (4), 153-154 (2011).
  113. Walsh, J. C., et al. Trends and biases in the listing and recovery planning for threatened species: An Australian case study. Oryx. 47 (1), 134-143 (2013).
  114. Carrizo, S. F., et al. Freshwater megafauna: Flagships for freshwater biodiversity under threat. BioScience. 67 (10), 919-927 (2017).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

MOTUDNACOIKimura 2 Parameter
צינור מרקחת ליצירת יחידות טקסונומיות תפעוליות מולקולריות (MOTUs) בקרב חיפושיות גדות ומימיות
צור קשר
המלצה לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

2026 © זכויות יוצרים MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.