הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

ניטור לחץ עורקי רציף במכרסמים בהכרה באמצעות טלמטריה מושתלת והשוואה לשיטת שרוול הזנב

979 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/69652

⸱

14 בנובמבר 2025

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

במאמר זה

סיכום

פרוטוקול זה מפרט את היישום של טלמטריה מושתלת לניטור לחץ עורקי רציף ואמין במכרסמים בהכרה, המכסה השתלה כירורגית, טיפול לאחר ניתוח, איסוף נתונים והשוואה לשיטת שרוול הזנב.

תקציר

טלמטריית רדיו מאפשרת ניטור אמין ורציף של לחץ דם עורקי (BP) במכרסמים בהכרה בתנאים פיזיולוגיים, תוך מזעור חפצים הקשורים למפעיל. המשדר המושתל כולל קטטר חישת לחץ, והליך ההשתלה משתנה בהתאם למין בו נעשה שימוש ולמטרת המחקר. במכרסמים, הגישות הנפוצות ביותר הן השתלה דרך עורק הצוואר או אבי העורקים הבטני. גישת עורק הצוואר מועדפת לעתים קרובות בשל הנתיב הישיר שלה לקשת אבי העורקים, מה שמקל על מדידת לחץ מרכזי מדויקת, בעוד שגישת אבי העורקים הבטני נמצאת בשימוש נרחב גם למחקרים כרוניים. בהשוואה לשיטות לא פולשניות כגון שרוול זנב, טלמטריה מושתלת מספקת מדידות מדויקות ועקביות יותר, מה שהופך אותה לשימושית במיוחד עבור מחקרי יתר לחץ דם הדורשים ניטור לחץ דם מדויק לטווח ארוך. פרוטוקול זה מפרט הרדמה, טכניקות השתלה כירורגיות וטיפול לאחר הניתוח, כמו גם נהלים לרכישה וניתוח של פרמטרים המודינמיים - סיסטולי, דיאסטולי ולחץ עורקי ממוצע וקצב לב (HR) - יחד עם הערכה השוואתית מול מדידות שרוול הזנב.

מבוא

ניטור מדויק ורציף של לחץ דם עורקי (BP) במכרסמים מודעים חיוני למחקר לב וכלי דם, במיוחד במחקרי יתר לחץ דם שבהם שינויים המודינמיים דינמיים דורשים מדידה מדויקת 1,2,3. שיטות מסורתיות לא פולשניות, כגון שיטת שרוול הזנב, נמצאות בשימוש נרחב אך מוגבלות על ידי דגימה לסירוגין, חפצים הקשורים למתח ואי לכידת וריאציות לחץ דם צירקדיות 4,5. בעיות אלה פוגעות בדיוק וביכולת השחזור, ומגבילות את השימוש בהן במחקרים המודינמיים ארוכי טווח6.

מערכות טלמטריית רדיו מציעות מדידות לחץ דם מדויקות ועקביות יותר. הוא מאפשר ניטור רציף ואיכותי של לחץ דם בבעלי חיים הנעים בחופשיות, ומבטל שונות מטיפול המפעיל ולחץ הנגרם מריסון 7,8,9,10. גישה זו שימושית במיוחד במחקר יתר לחץ דם, שבו חשוב ללכוד את ההתחלה, הגודל והיציבות של עליית לחץ הדם, כמו גם דפוסים צירקדיים 11,12,13. בנוסף, טלמטריה רציפה מאפשרת זיהוי תנודות חולפות במהלך התקדמות המחלה ומספקת הערכה מפורטת של התערבויות פרמקולוגיות, יתרונות ששיטות מסורתיות של שרוול זנב אינן יכולות להציע14.

מערכת טלמטריית הרדיו משתמשת במשדר מושתל עם קטטר חישת לחץ, הממוקם בניתוח באתרים אנטומיים שנבחרו על סמך המין ותכנון המחקר. בעכברים, הצנתר מוחדר בדרך כלל דרך עורק הצוואר לקשת אבי העורקים כדי להבטיח אותות יציבים9. עבור ניסויים מסוימים, כגון מחקרים ארוכי טווח בעכברים מבוגרים או כבדים יותר, ייתכן שעדיף מיקום באבי העורקים הבטני. בחולדות, אבי העורקים הבטני הוא האתר הסטנדרטי לתיעוד אמין לטווח ארוך15. אסטרטגיות השתלה אלו מאפשרות מדידה מדויקת של לחצים סיסטוליים, דיאסטוליים ועורקיים ממוצעים, כמו גם קצב לב (HR), מה שהופך את מערכת הטלמטריה לכלי רב ערך לפנוטיפ מודלים של יתר לחץ דם ולהערכת התערבויות טיפוליות16.

פרוטוקול זה מתאר נהלים מפורטים להרדמה, השתלה כירורגית (כולל אפשרויות מיקום צנתר), טיפול לאחר הניתוח ואיסוף וניתוח נתונים, לצד הערכה השוואתית בשיטת שרוול הזנב.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל הליכי הניסוי אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) של אוניברסיטת שיאן ג'יאוטונג (No. XJTUAE2025-2784) ונערכו בהתאם להנחיות מוסדיות ולאומיות לטיפול ושימוש בחיות מעבדה. בניסויים נעשה שימוש בחולדות זכרות עם יתר לחץ דם ספונטני (SHRs) ועכברים C57BL/6.

1. הכנת בעלי חיים

  1. תנאי דיור: לשכן את כל בעלי החיים בחדרים מבוקרים סביבתיים. שמור על טמפרטורת סביבה של 21 מעלות צלזיוס ולחות יחסית של 60%. הגדר מחזור אור של 12 שעות / 12 שעות חושך. ספק צ'או מעבדה סטנדרטי ומים אד ליביטום.
  2. משקל מומלץ להשתלת טלמטריה: בחר עכברים במשקל 20-35 גרם כדי להבטיח אורך השתלת קטטר הולם ולהתאים לגודל משדר הטלמטריה (HD-X11: 33 x 33 x 14 מ"מ; HD-S10: 42 x 42 x 18 מ"מ). בחר עכברים של 20 גרם ומעלה לצנתור עורק הצוואר והשתמש בעכברים של כ -30 גרם להשתלת אבי העורקים הבטני. עבור חולדות, בחר בעלי חיים במשקל ≥ 170 גרם כדי להבטיח התאמה נכונה ולמזער סיבוכים כירורגיים. השתמש בגישת השתלת אבי העורקים הבטני לחולדות.
    הערה: טווח משקל זה מאזן בין היתכנות כירורגית לבין שיקולי רווחת בעלי חיים לניטור טלמטריה כרוני.

2. הכנה טרום ניתוחית

  1. אימות דגם שתל טלמטריה: עבור עכברים, השתמש במשדר HD-X11. עבור חולדות, השתמש במשדר HD-S10. אשר את מספר הדגם והקידוד על המשדרים (איור 1).
  2. הכנה אספטית כירורגית: לפני הניתוח, יש לחטא היטב את אזור הניתוח ולעקר את כל המכשירים על ידי חיטוי בטמפרטורה של 121 מעלות צלזיוס למשך 20 דקות (איור משלים 1A). הכן וילונות סטריליים, מי מלח כירורגיים וריאגנטים נדרשים (טבלת חומרים). ללבוש ציוד מגן אישי מתאים (כפפות, מסכה וכובע) ולסדר מכשירים על מגש סטרילי, המאשר מחווני סטריליות לפני השימוש. שמרו על טכניקה אספטית קפדנית לאורך כל ההליך. לאחר הניתוח, יש להקפיד על סילוק נכון של חומרים מזוהמים ועיקור מהיר של מכשירים לשימוש חוזר.
  3. טיפול מקדים במשדרים
    1. קלף לאחור את מכסה האריזה הלבן ממגש הפלסטיק השקוף כדי לפתוח את האריזה הסטרילית.
    2. הרם את מכסה המגש השקוף, הציף את תעלת הצנתר במי מלח סטריליים והחלף מיד את המכסה. הימנע ממגע עם המשדר או המגש הפנימי כדי לשמור על סטריליות.
    3. הנח את החבילה בצד ואפשר לצנתר להתייבש למשך 15 דקות לפני העברתו לשדה הסטרילי. ודא שקצה הצנתר נראה שקוף באופן אחיד ומלא בג'ל. יש לזהות קצוות אטומים או לבנים כלא רוויים מספיק ולהתייבש לפני שתמשיך.
    4. שמור על הכיסוי הלבן (מכיל נתוני כיול) ועל האריזה הסטרילית (להחזרה פוטנציאלית).
      הערה: הקפידו על הידרציה נאותה של הצנתר בגלל תכונותיו ההידרופיליות. השתלה במצב לא לחות גורמת לקטטר לספוג מים מהדם, מה שמוביל להתרחבות. התרחבות זו גורמת לנסיגת ג'ל ולהיווצרות חללים בקצה הצנתר, ובכך מגדילה את הסיכון להיווצרות פקקת.
  4. אינדוקציה להרדמה
    1. הרדמה אינהלציונית: הנח את בעל החיים בתא אינדוקציה והרדים עם איזופלורן 5% בחמצן בקצב זרימה של 0.5 ליטר לדקה. לאחר אובדן רפלקס היישור, העבירו את החיה לפלטפורמה כירורגית מבוקרת טמפרטורה (37 מעלות צלזיוס) ושמרו על הרדמה על ידי אף המספק 2% איזופלורן עם זרימת חמצן של 0.5 ליטר לדקה לאורך כל ההליך17.
    2. הרדמה בהזרקה: להרדים את העכברים על ידי הזרקה תוך שרירית של תערובת זולטיל-קסילזין (1:2 v/v) במינון של 20 מיקרוליטר לכל 20 גרם משקל גוף18.
    3. השתמש במשחה וטרינרית על העיניים כדי למנוע יובש בזמן הרדמה.
  5. הכנת אתר ניתוח: תקן את הגפיים עם סרט והסר שיער צוואר באמצעות קרם אפילציה, ולאחר מכן נגב את האזור נקי. יש לחטא את מקום החתך בבנזלקוניום ברומיד באמצעות שלושה קרצוף עגול, ואחריו שני קרצוף עם פובידון-יוד לאחר הנחת וילון סטרילי.

3. השתלת משדר טלמטרי כירורגי

הערה: בצע את ההשתלה הכירורגית דרך עורק הצוואר או צנתור אבי העורקים הבטני (איור 2).

  1. השתלת עורק הצוואר
    1. בצע חתך של 1-1.5 ס"מ לאורך קו האמצע של העור מתחת לסנטר וצור חללים תת עוריים דו צדדיים באמצעות דיסקציה קהה.
    2. החזר בעדינות את בלוטות הפרוטיד והתת-לסת באמצעות מכשירים קהים כדי לחשוף את שרירי קנה הנשימה. זהה את עורק הצוואר השמאלי הסמוך לקנה הנשימה באמצעות דיסקציה קהה (איור 3A).
    3. שחרר את עורק הצוואר מהרקמות שמסביב. נתח בזהירות את עצב הנרתיק הנלווה, גדיל לבן מובהק, הרחק מדופן העורק על פני קטע של 10 מ"מ כדי לחשוף את ההסתעפות.
      הערה: נתח בזהירות את עצב הנרתיק ללא מתיחה כדי למנוע פגיעה תפקודית, מכיוון שהוא חיוני לוויסות אוטונומי.
    4. העבירו שלושה תפרים 6-0 ספוגים במי מלח ובלתי נספגים מתחת למקטע עורק הצוואר המבודד ומקמו אותם במקומות הגולגולת, הזנב והאמצע, בהתאמה (איור 3B). הרם בזהירות את הכלי כדי למנוע פגיעה בכלי הדם.
    5. הנח את התפר הקדמי יותר בסמוך להתפצלות הצוואר ולאחר מכן קשר היטב את הכלי בקשר קבוע. התפר הזנבי מספק חסימה זמנית של כלי הדם, בעוד שהתפר האמצעי יוצר לולאה רופפת לייצוב הצנתר לאחר ההחדרה. הרם את שני קצוות התפרים בעזרת מהדקי כלי דם כדי להרחיב את הכלי (איור 3C).
      הערה: הפיצול של עורקי הצוואר הפנימיים והחיצוניים משמש כנקודת ציון חשובה לקביעת אורך ההחדרה המתאים של הצנתר המושתל.
    6. כופפו את קצה מחט המזרק של 1 מ"ל לכ-100 מעלות ונקבו בזהירות את דופן העורק ליד קשירה הגולגולתית. השתמש במחט כמדריך כדי לקדם את הקטטר לתוך העורק, החלק אותו בעדינות לאורך כלי הדם בעזרת מלקחיים המחזיקים את הצנתר (איור משלים 1B-C).
    7. משוך את המחט ביד יציבה והחלף אותה במלקחיים עדינים כדי לקדם בעדינות את הקטטר עמוק יותר לתוך הכלי. עקוב אחר סמני העומק בצנתר, הפסק את ההחדרה לאחר הגעה למיקום שנקבע מראש (איור משלים 2A-B). הדק את התפר האמצעי כדי להדק את הקטטר במקומו. קושרים היטב את התפר הדיסטלי לקיבוע נוסף. סובב את התפר הפרוקסימלי סביב החלק החיצוני של הצנתר וקשר אותו כדי למנוע תזוזה. חותכים את קצות התפרים קצרים ככל האפשר (איור 3D).
    8. אשר את עומק הצנתר באמצעות הסמן וודא שהוא מגיע לקשת אבי העורקים. בדוק אם יש דליפת דם או בעבוע במקום הניקוב או סביב הצנתר. החל פעולה מתקנת מיד אם מתרחשת דליפה. משוך בעדינות את הקטטר כדי להבטיח שהוא יישאר במקומו היטב על ידי תפרים או דבק.
    9. בעזרת מלקחיים קהים יוצרים כיס תת עורי מהחתך לכיוון אגף הבטן השמאלי. הזריקו 200 מיקרוליטר של מי מלח מחוממים מראש (37 מעלות צלזיוס) כדי להרחיב את החלל, ואז הכניסו את משדר הטלמטריה לכיס ומקמו אותו תת-עורית באזור הבטן השמאלית (איור 4A-C).
    10. אופציונלי: בצעו שלב זה בעת שימוש בשתלים עם מוליכי אק"ג (HD-X11). מקם את חוט עופרת האק"ג חסר הצבע באופן תת עורי מעל שריר החזה הימני ואבטח את חוט העופרת האדום בחלל התת עורי של הבטן התחתונה השמאלית. סגור את החתך עם תפרים קטועים כדי למנוע התפרקות פצע (איור 4D-E).
      הערה: ההליך המוצג בוצע בבעל חיים שעבר המתת חסד. כל ניתוחי ההישרדות נערכו בתנאים אספטיים קפדניים עם עטיפות סטריליות כדי להבטיח את רווחת בעלי החיים והצלחת הניסוי.
    11. שמור על החתך הסגור נקי ומסודר. בדוק אם יש דימום תת עורי פעיל, כגון נפיחות מהירה, היווצרות המטומה או דם מחלחל דרך קו התפרים.
  2. השתלת אבי העורקים בבטן
    1. מקם את החיה בכיוון שכיבה כשהראש מופנה הרחק מהמנתח.
    2. בצע חתך בעור הבטן בקו האמצע של 3-4 ס"מ, ואחריו חתך קהה בין העור לדופן הבטן.
    3. חותכים את הלינאה אלבה לאורך קו האמצע ומושכים בעדינות את המעיים בעזרת גזה לחה כדי לחשוף את החלל הרטרופריטוניאלי.
    4. זהה את אבי העורקים הבטני הפועם הסמוך לווריד הנבוב התחתון, ולאחר מכן נתח בזהירות את רקמת השומן/החיבור שמסביב בעזרת צמר גפן כדי לחשוף את מקטע אבי העורקים מווריד הכליה השמאלי (עליון) להתפצלות הכסל (נחות), תוך ניקוי כל רקמת פני הגחון (איור 5A).
      הערה: וריד הכליה השמאלי החוצה את פני השטח של אבי העורקים הגחוני משמש כנקודת ציון קריטית לגיוס אבי העורקים הפרוקסימלי.
    5. העבירו שני תפרים 4-0 לא נספגים לחים במי מלח מתחת לאבי העורקים הבטני המבודד. הנח את תפר הגולגולת במעבר אבי העורקים של וריד הכליה השמאלי ואת התפר הזנב בהתפצלות הכסלית. הדק זמנית את שני התפרים כדי לחסום את זרימת הדם (איור 5B).
    6. כופפו את קצה מחט המזרק של 5 מ"ל ל-100 מעלות בערך, ולאחר מכן נקבו בזהירות את דופן אבי העורקים ממש מתחת לעורק המזנטרי הזנבי. בעזרת המחט כמדריך, קדם את הקטטר לתוך אבי העורקים דרך אתר הכניסה עם מלקחיים מיוחדים המחזיקים את הצנתר, והחלק אותו בעדינות לאורך הכלי.
    7. משוך את המחט וקדם בזהירות את הצנתר בגולגולת עד שהקצה הדיסטלי שלו נתקל בהתנגדות קלה בתפר החסימה הקדמי (איור 5C ואיור משלים 2C-D).
    8. מרחו טיפה אחת של דבק רקמות על מקום כניסת הצנתר ואפשרו לו להתרפא במשך 30 שניות. שחרר בהדרגה את תפר המתיחה הזנבית תוך מעקב צמוד אחר כל דימום באתר ההחדרה (איור משלים 3A). ודא שקצה הצנתר ממוקם גולגולת לווריד הכליה השמאלי.
    9. הכן מדבקת ממברנה סיבית בגודל 5 מ"מ x 3 מ"מ ומקם אותה מעל אתר החדרת הצנתר (איור משלים 3B), ולאחר מכן אבטח אותה עם דבק תואם ביולוגית כדי לייצב את הצנתר (איור 5D).
    10. בהדמיה ברורה, בדוק אם יש דליפת דם פעילה ממקום הניקוב או סביב הצנתר. יש להפסיק מיד אם מופיעים בעבוע או חלחול ולהפעיל פעולה מתקנת. משוך בעדינות את הקטטר כדי להבטיח שהוא יישאר במקומו היטב על ידי התפרים ו/או הדבק.
      הערה: בעת ביצוע הליכים בבעלי חיים עם יתר לחץ דם, התחל עם מלחציים אטראומטיים. החזר את הלחץ בהדרגה באמצעות פרוטוקול שחרור מהדק בשלבים: שחרר תחילה את המהדק הדיסטלי כדי לבדוק את האיטום בלחץ נמוך, ולאחר מכן שחרר את המהדק הפרוקסימלי רק לאחר אישור המוסטזיס.
    11. הסר את כל גזה הבטן ומקם מחדש בעדינות את המעיים. יש לשטוף את חלל הבטן במי מלח מחוממים מראש (37 מעלות צלזיוס) ולאחר מכן לאשר את המוסטזיס במקום כניסת הצנתר.
    12. הנח את המשדר תוך בטני בין לולאות המעי ואבטח אותו לצפק הקודקודי באמצעות 6-0 תפרים בלתי נספגים (איור 6A).
    13. אופציונלי: בצעו שלב זה בעת שימוש בשתלים עם מוליכי אק"ג (HD-X11). הכנס מחט 18 גרם דרך דופן הבטן ליד החתך הצדדי הימני (הצד הימני של החיה) לחלל הצפק, הימנע מאיברים פנימיים. השחילו את העופרת השלילית (קטטר שקוף) דרך המחט והוציאו אותה מהבטן. משוך את המחט תוך שמירה על מיקום עופרת. חזור על ההליך בצד הנגדי כדי להוציא את המוליך החיובי (קטטר אדום) (איור 6B-C).
    14. סגירת דופן הבטן: תפר את דופן הבטן באמצעות דפוס קטוע פשוט עם תפרים 5-0 או 6-0 שאינם נספגים.
    15. הכנת עופרת ומיקומה: חתוך אורך עופרת עודף, והשאיר סליל קטן; הסר ~1 ס"מ של סיליקון מסוף כדי לחשוף חוטים ולאבטח צינורות עם תפרים 5-0/6-0. מנהרה את העופרת החיובית לצלע הזנב השמאלית ואת המובילה השלילית לשריר החזה הימני, תוך עיגון כל אחד עם תפרי שהייה (איור 6D).
    16. סגור את החתך עם תפרים קטועים כדי למנוע התפרקות פצע (איור 6E).
      הערה: מחקר זה מבצע את ההליך על בעל חיים שעבר המתת חסד לצורך הדגמה. בצע את כל ניתוחי ההישרדות בתנאים אספטיים מחמירים עם עטיפה סטרילית כדי להבטיח את רווחת בעלי החיים והצלחה פרוצדורלית.

4. התאוששות כירורגית

  1. הפסקת הרדמה: הפסק את הרדמת הגז והסר את מנגנון המסירה. העבירו את החיה לכרית חימום של 37 מעלות צלזיוס כדי לשמור על הנורמותרמיה עד שהתנועה הספונטנית תתחדש במלואה. אין להשאיר את בעל החיים ללא השגחה עד שהוא חזר להכרה מספקת כדי לשמור על שכיבה על החזה.
  2. משככי כאבים לאחר הניתוח: יש לתת מלוקסיקם תת עורי במינון של 5 מ"ג/ק"ג משקל גוף לשיכוך כאבים לאחר הניתוח 19,20,21,22.
    הערה: כדי למנוע כאב באופן יזום, ניתן לתת משככי כאבים מונעים לפני הניתוח.
  3. ניטור התאוששות: ניטור שיטתי של עכברים לאיתור כאב וזיהום לאחר הניתוח. העריכו כאב ספונטני באמצעות סולם Mouse Grimace Scale (MGS) על ידי ניקוד הידוק מסלול, בליטת האף, בליטת הלחיים, תנוחת האוזן ושינוי השפם. רשום תצפיות קליניות יומיות, כולל ירידה במשקל, צריכת מזון או מים מופחתת, יציבה כפופה, פילוזקציה, ירידה בפעילות ובידוד חברתי. בדוק את אזור הניתוח מדי יום לאיתור אדמומיות, נפיחות, חום או הפרשות (טבלה משלימה 1). יש לתת משככי כאבים או להתייעץ עם וטרינר בהתאם לנקודות קצה הומאניות מוגדרות מראש אם נצפתה התנהגות או מראה חריגים 23,24,25,26,27. לאחר החלמה מלאה (בדרך כלל 10 ימים לאחר הניתוח), יש לשכן עכברים בנפרד בכלובים סטנדרטיים על לוחות מקלט טלמטריה לאיסוף נתונים רציף.

5. רישום וניתוח נתונים

  1. השתלה ותפעול של משדר: שלוט במשדר המושתל באמצעות מגנט חזק כדי להפעיל או לכבות אותו. אשר הפעלה מוצלחת על ידי אימות נוכחות של אות קולי ברדיו FM סמוך.
  2. תצורת משדר ורכישת נתונים
    1. רכוש נתונים באמצעות התוכנה (Ponemah v5.00). עיין בקובץ משלים 1 לאפשרויות תצורה.
    2. פתח את Ponemah v5.00, צור ניסוי חדש או פתח ניסוי קיים. עבור אל תצורה > חומרה ולחץ על ערוך תצורת APR כדי לבחור מקלט ריק.
    3. פתח את חומרה > ערוך תצורת MX2 כדי לחבר את השתל. בחר את המקלט המשויך לשתל והגדר את הפרמטרים הבאים: שם, דגם השתל, סוג האות, קצב הדגימה והמספר הסידורי.
    4. לחץ על חפש שתל HD. הפעל את השתל באמצעות מגנט והנח אותו על לוחית הזיהוי המיועדת עד שהמערכת תזהה את האות. לחץ על שמור כדי לאשר.
    5. הגדר את פרטי הנושא על-ידי הגדרת שם הנושא, המין והמין, ולאחר מכן בחר את פריטי הזיהוי המתאימים לסוג השתל.
    6. בחר משדרי יעד, לחץ ובחר כפתור הפעלה (סמל ראשוני של משולש) כדי להתחיל רכישת אותות. לחץ על אישור כדי לאשר.
    7. לחץ/י על הכפתור ״השהה״ כדי לסיים את ההקלטה.
    8. לאיסוף נתונים ניסיוניים יש לדגום בהתאם לדרישות הניסוי.
  3. ניתוח נתונים
    1. טען נתוני מדידת שימוש. בתוכנה, נווט אל קובץ > טען נתונים. בחר פרמטרי יעד. בחר משדרים מרשימת הטפסים והגדר את מסגרת הזמן לניתוח בהתאם לזמני התחלה/עצירה מוקלטים.
    2. קביעת קיזוז BP: חלץ נתונים מהתקופה של 30 הדקות שקדמה לסיום הדגימה. חישוב ודיווח על ערכים כממוצע ± SEM.
    3. ייצוא פרמטרים קרדיווסקולריים, כולל לחץ דופק, לחץ דם סיסטולי (SBP), לחץ דם דיאסטולי (DBP), לחץ עורקי ממוצע (MAP), דופק וספירת פעילות (איור 7A). השתמש בשיטת שרוול הזנב 5,6,28 (קובץ משלים 2) כדי למדוד לחץ דם בעכברים באמצעות עקרון הקלטת לחץ נפח (VPR) וליצור עקומות לחץ לניתוח (איור 7B).
    4. ניתוח סטטיסטי: בטא נתונים כממוצע ± SEM. בצע ניתוחים סטטיסטיים באמצעות GraphPad Prism 8.0. להעריך את ההבדלים בין הממוצעים הקבוצתיים עם מבחן t של סטודנט לא מזווג, ולנתח נתונים רציפים של 24 שעות על ידי ANOVA דו-כיווני ואחריו מבחן הפוסט-הוק של בונפרוני. ערך p < 0.05 נחשב כמצביע על מובהקות סטטיסטית.

6. אחזור משדרים

  1. המתת חסד של החיה בטכניקות סטנדרטיות. אל תשתמש בפריקת צוואר הרחם, מכיוון שהיא עלולה לגרום נזק לקטטר.
  2. חתכו את הכיס התת עורי המכיל את המשדר במספריים כירורגיות עדינות. התחל בקצה הזנב של הכיס והאריך את החתך בגולגולת, הימנע ממגע עם הקטטר. הוצא את המשדר מהכיס והמשך את החתך בגולגולת לכיוון אזור צוואר הגחון, תוך הקפדה לא לפגוע בצנתר.
  3. שחרר את הקטטר מכל רקמת החיבור. הרם בעדינות את המשדר והנח אותו על שדה הניתוח ליד ראש החיה כדי למנוע מעבר מקרי של הצנתר.
  4. בצע חתך בטן בקו האמצע עם מספריים כירורגיות עדינות והאריך אותו בגולגולת כדי לחתוך את הסרעפת ועצם החזה. צור חתכים דו-צדדיים דרך כלוב הצלעות הצדדי כדי לחשוף את חלל בית החזה במלואו.
  5. זהה את הלב. נתחו בזהירות והסירו את בלוטת התימוס, המופיעה כרקמה לבנה, כדי לדמיין את קשת אבי העורקים. אחוז רק בתימוס במהלך דיסקציה כדי למנוע נזק לכלי הדם הבסיסיים, מכיוון שהקטטר נמצא בתוך קשת אבי העורקים מתחת לתימוס.
  6. אתר את קשת אבי העורקים לאחר הסרת התימוס. בודד אותו בעדינות מהרקמות שמסביב והנח מלקחיים עדינים מתחת לקשת כדי לאתר את קצה הצנתר. חתכו את קשת אבי העורקים באתר זה כדי לחשוף את קצה הצנתר, תוך הקפדה לא לפגוע בקטטר.
  7. עקבו אחר קצה הצנתר וחתכו בזהירות את אבי העורקים לאחור לכיוון עורק הצוואר המשותף עד לאתר תפירת הקשירה. חתוך בעדינות את קשר התפר כדי לחשוף את נקודת ההחדרה ולהוציא את הצנתר כולו.

7. ניקוי ועיקור מחדש של משדרים באתר

  1. הסרת רקמות ופסולת: הכינו תמיסת טרגזים 1%. השרו את המשדר בתמיסה למשך 24 שעות כדי להסיר דם, חלבוני סרום ופסולת רקמות. יש לשטוף היטב תחת מים זורמים.
  2. טיהור: עבדו מתחת למכסה אדים. טבלו את המשדר בגלוטרלדהיד בתוך צינור צנטריפוגה אטום של 50 מ"ל למשך 24 שעות. יש לשטוף היטב במי מלח סטריליים ולאחסן באריזה סטרילית.

8. הכנת מזרק רגל ומילוי קטטר

  1. ללבוש כפפות נקיות. נקה אוויר מהמזרק על ידי הוצאת כמות קטנה של ג'ל מקצה המחט.
  2. עבור HD-S10, הכנס את קצה המחט לתוך הצנתר מבלי לגעת בקצוותיו. קדם אותו מתחת לפני השטח של כל חומר שנותר. יש להזריק ג'ל בלחץ עדין תוך משיכה איטית של המחט עד שהקצה מתמלא במלואו וללא בועות או פסולת.
  3. עבור HD-X11, הימנע מהחדרת מחט. הניחו טיפת ג'ל קטנה על משטח סטרילי. דחוס בעדינות את נורת הקטטר כדי להוציא אוויר או פקקת. צור קשר עם הפתח עם טיפת הג'ל. שחרור כדי לאפשר מילוי לאחור באמצעות פעולה נימית ולחץ שלילי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

רישום טלמטרי רציף של לחץ דם ודופק בעכברי C57BL/6
עכברי C57BL/6 זכרים בני שמונה שבועות חולקו באקראי לעבור השתלת משדר על ידי צינורית עורק הצוואר (CAC) או צינורית אבי העורקים הבטני (AAC). לאחר 10 ימים של התאוששות, נרשם לחץ דם בסיסי. ניטור רציף של 24 שעות אישר אותות יציבים ואמינים עם השעון הביולוגי הצפוי, והראה ערכים ליליים מעט גבוהים יותר מאשר ערכים יומיים. בהשוואה ל-CAC, AAC הביא ל-SBP גבוה יותר (איור 8A), ללא הבדלים ב-DBP (איור 8B), עלייה צנוע...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

שלבים קריטיים בפרוטוקול
טלמטריה מושתלת מוכרת כתקן הזהב לניטור קרדיווסקולרי רציף ובנאמנות גבוהה במכרסמים מודעיםונעים בחופשיות 31,32. שלב קריטי הוא בחירת אתר השתלת הצנתר, עורק הצוואר או אבי העורקים הבטני, על סמך יעדי הניסוי. השתלת עורק הצוואר מציעה פשטות טכנית ומאפשרת התקדמות קטטר לתוך אבי העורקים העולה להקלטות לחץ פועם בנאמנות גבוהה, המתאימות למחקרים אקוטיים או מדידות לחץ מרכזי. עם זאת, גישה זו עשויה להשפיע על ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי הקרן למדעי הטבע של סין (מענק 82230012, 81830015 ל-N. Wang, מענק 91939108 82570478 ל-L. Xiao).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
התייחסות ללחץ סביבתי APR-1מדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)ההתייחסות ללחץ סביבתי APR-1 היא רכיב נדרש בכל מערכת טלמטריה של DSI שבה מדידות לחץ מנוטרות כדי לפצות דינמית על ההשפעות של שינוי הלחץ הברומטרי על מדידות מוחלטות (יחסית לריק) שמתבצעות על ידי שתלי הטלמטריה
ערכת טלאי תאיתמדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)370-0036-001
גלוטראלדהידמטריסיד89132-856
מלקחיים מעוקלים, עם שינייםמדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)11054-10
שתל (HD-S10)מדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)825969
שתל (HD-S10)מדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)910265
שתל (HD-X11)מדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)1315981
שתל (HD-X11)מדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)1315986
איזופלוראןRWD מדעי החייםR510-22-10
לקסר-מספריים לתינוק - ישרה, 10 ס"ממדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)14078-10
Matrix 2.0 (MX2) מדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)ה-Matrix 2.0 (MX2) מנהל את התקשורת בין שתלי טלמטריה PhysioTel ו-PhysioTel HD לבין מחשב הרכישה.
תיק הכלים של מוריהמדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)20311-21
סליין רגילקלונג פארמהC1250213B1
מחזיק מחט Olsen-Hegar - עדין במיוחדמדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)12002-12
פנטוברביטל נתרןסיגמא-אלדריץ'P3761
מקלטי RPC-1מדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)34668מקלט RPC-1 משמש לרוב למעקב אחר בעלי חיים המאוחסנים בכלובים מפלסטיק שניתן להניח על גבי המקלט. מקלט RPC-1 מספק קליטה אמינה של נתונים המועברים באמצעות טלמטריה דיגיטלית ויש לו שתי אנטנות קליטה הממוקמות בזווית ישרה כדי למזער נפילה עקב כיוון דפוס השידור.
מקלטי RPC-1מדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)34669
טרגזיםסיגמא-אלדריץ'Z273287
מלקחי קנולציית כלי דם, באורך 11 ס"ממדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)00608-11
מרחיב כלי - קצה בזווית של 45 מעלות, אורך 13.5 ס"ממדעי הנתונים הבינלאומית (DSI)00276-13
דבק רקמות Vetbondחברת Minnesota Mining and Manufacturing Company (3M)1469SB
זילזין 20סיגמא-אלדריץ'X1251
זולטיל 50מעבדות וירבאק

מקורות

  1. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Montani, J. P. Characteristics of 24 h telemetered blood pressure in enos-knockout and c57bl/6j control mice. J Physiol. 549 (Pt 1), 313-325 (2003).
  2. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  3. Morgan, T. O., et al. Cardiac hypertrophy depends upon sleep blood pressure: A study in rats. J Hypertens. 18 (4), 445-451 (2000).
  4. Kurtz, T. W., Griffin, K. A., Bidani, A. K., Davisson, R. L., Hall, J. E. Recommendations for blood pressure measurement in animals. Arteriosclerosis Thrombosis Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).
  5. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Measuring blood pressure using a noninvasive tail cuff method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 69-73 (2017).
  6. Feng, M., et al. Validation of volume-pressure recording tail-cuff blood pressure measurements. Am J Hypertens. 21 (12), 1288-1291 (2008).
  7. Mancarella, S., Parks, C., Alam, M. A. Long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry. J Vis Exp. (111), e53991(2016).
  8. Butz, G. M., Davisson, R. L. Long-term telemetric measurement of cardiovascular parameters in awake mice: A physiological genomics tool. Physiol Genomics. 5 (2), 89-97 (2001).
  9. Mills, P. A., et al. A new method for measurement of blood pressure, heart rate, and activity in the mouse by radiotelemetry. J Appl Physiol (1985). 88 (5), 1537-1544 (2000).
  10. Huetteman, D. A., Bogie, H. Direct blood pressure monitoring in laboratory rodents via implantable radio telemetry. Methods Mol Biol. 573, 57-73 (2009).
  11. Popova, A., et al. Adaptation to a blood pressure telemetry system revealed by measures of activity, agility and operant learning in mice. J Pharmacol Toxicolog Methods. 85, 29-37 (2017).
  12. Lemmer, B., Mattes, A., Böhm, M., Ganten, D. Circadian blood pressure variation in transgenic hypertensive rats. Hypertension. 22 (1), 97-101 (1993).
  13. El-Mas, M. M., Abdel-Rahman, A. A. Longitudinal studies on the effect of hypertension on circadian hemodynamic and autonomic rhythms in telemetered rats. Life Sciences. 76 (8), 901-915 (2005).
  14. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  15. Kapsdorferová, V., Grešová, S., Švorc, P. Measurement of blood pressure in rats: Invasive or noninvasive methods. Physiol Rep. 12 (17), e70041(2024).
  16. Hilliard, L. M., et al. Gender differences in pressure-natriuresis and renal autoregulation. Hypertension. 57 (2), 275-282 (2011).
  17. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part ii: Anesthetic considerations in preclinical imaging studies. Ilar J. 53 (1), E70-E81 (2012).
  18. Chang, M. Y., et al. A mice model of chlorhexidine gluconate-induced peritoneal damage. J Vis Exp. (182), e63903(2022).
  19. Carbone, E. T., Lindstrom, K. E., Diep, S., Carbone, L. Duration of action of sustained-release buprenorphine in 2 strains of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (6), 815-819 (2012).
  20. Kuchinsky, S., Ascher, J. Postoperative multimodal pain management. Lab Animal. 44 (4), 132-134 (2015).
  21. Busch, U., et al. Pharmacokinetics of meloxicam in animals and the relevance to humans. Drug Metab Dispos. 26 (6), 576-584 (1998).
  22. Bourque, S. L., Adams, M. A., Nakatsu, K., Winterborn, A. Comparison of buprenorphine and meloxicam for postsurgical analgesia in rats: Effects on body weight, locomotor activity, and hemodynamic parameters. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (5), 617-622 (2010).
  23. Oliver, V. L., Pang, D. S. J. Pain recognition in rodents. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 26 (1), 121-149 (2023).
  24. Matsumiya, L. C., et al. Using the mouse grimace scale to reevaluate the efficacy of postoperative analgesics in laboratory mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 42-49 (2012).
  25. Mogil, J. S., Pang, D. S. J., Silva Dutra, G. G., Chambers, C. T. The development and use of facial grimace scales for pain measurement in animals. Neurosci Biobehav Rev. 116, 480-493 (2020).
  26. Le Moëne, O., Larsson, M. A new tool for quantifying mouse facial expressions. eNeuro. 10 (2), (2023).
  27. Jacobsen, K. R., Kalliokoski, O., Teilmann, A. C., Hau, J., Abelson, K. S. Postsurgical food and water consumption, fecal corticosterone metabolites, and behavior assessment as noninvasive measures of pain in vasectomized balb/c mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 69-75 (2012).
  28. Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. J Vis Exp. (27), e1291(2009).
  29. Safar, M., Chamiot-Clerc, P., Dagher, G., Renaud, J. F. Pulse pressure, endothelium function, and arterial stiffness in spontaneously hypertensive rats. Hypertension. 38 (6), 1416-1421 (2001).
  30. Jama, H. A., et al. Rodent models of hypertension. Br J Pharmacol. 179 (5), 918-937 (2021).
  31. Pickering, T. G., et al. Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals: Part 1: Blood pressure measurement in humans: A statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association Council on High Blood Pressure Research. Circulation. 111 (5), 697-716 (2005).
  32. Gunasekaran, D., Turner, J. M. Current and developing technologies for bp monitoring. Curr Cardiol Rep. 25 (10), 1151-1156 (2023).
  33. Faraci, F. M., Heistad, D. D., Mayhan, W. G. Role of large arteries in regulation of blood flow to brain stem in cats. J Physiol. 387, 115-123 (1987).
  34. Santillan, A., et al. Cannulation of the internal carotid artery in mice: A novel technique for intra-arterial delivery of therapeutics. J Neurosci Methods. 222, 106-110 (2014).
  35. Sasaki, T., et al. A novel model of occlusive thrombus formation in mice. Lab Invest. 84 (11), 1526-1532 (2004).
  36. Flores Gerónimo, J., Corvera Poiré, E., Chowienczyk, P., Alastruey, J. Estimating central pulse pressure from blood flow by identifying the main physical determinants of pulse pressure amplification. Front Physiol. 12, 608098(2021).
  37. Rötzer, R. D., et al. Implantation of combined telemetric ecg and blood pressure transmitters to determine spontaneous baroreflex sensitivity in conscious mice. J Vis Exp. (168), e62101(2021).
  38. Mccormick, D., et al. Frequency response of implantable blood pressure telemetry systems. Clin Exp Pharmacol Physiol. 37 (8), 862-869 (2010).
  39. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Blood pressure monitoring using radio telemetry method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 75-85 (2017).
  40. Pichler, G., et al. Pulse pressure amplification and its determinants. Blood Press. 25 (1), 21-27 (2016).
  41. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. Am J Hypertens. 14 (5 Pt 1), 405-408 (2001).
  42. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Med Biol Eng Comput. 47 (2), 131-141 (2009).
  43. Safar, M. E., et al. Central pulse pressure and mortality in end-stage renal disease. Hypertension. 39 (3), 735-738 (2002).
  44. Drüeke, T. B., Devuyst, O. Blood pressure measurement in mice: Tail-cuff or telemetry. Kidney Int. 96 (1), 36(2019).
  45. Cruz-López, E. O., Merkus, D., Danser, A. H. J. Blood pressure monitoring through radiotelemetry: Exploring the viability of its application in multihoused small laboratory animals. Hypertension. 81 (5), 947-950 (2024).
  46. Leung, C. C. Current role of the cardiomems device for management of patients with heart failure. Curr Cardiol Rep. 21 (9), 98(2019).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

מדידת לחץ דםעורק התרדמהאבי העורקים הבטנימחקרי יתר לחץ דםפרמטרים המודינמייםהשתלה כירורגית
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.