Articolo metodologico

Congelamento dei nematodi: un metodo per esporre i tessuti interni dei vermi per la colorazione

30 aprile 2023

In questo articolo

Abstract

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Fonte: Zhang, N., et al. L'intestino di C. elegans come modello per la morfogenesi del lume intercellulare e la biogenesi della membrana polarizzata in vivo a livello di singola cellula: etichettatura mediante colorazione degli anticorpi, analisi della perdita di funzione dell'RNAi e imaging. J. Vis. Exp. (2017).

Questo video descrive il freeze-cracking, un metodo per rendere i tessuti di C. elegans accessibili per la colorazione degli anticorpi distruggendo la cuticola.

Protocollo

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Questo protocollo è un estratto da Zhang et al, The C. elegans Intestino come modello per la morfogenesi del lume intercellulare e la biogenesi della membrana polarizzata in vivo a livello di singola cellula: etichettatura mediante colorazione degli anticorpi, analisi della perdita di funzione dell'RNAi e imaging, J. Vis. Exp. (2017).

Colorazione degli anticorpi dell'intestino di C. elegans

  1. fissazione
    1. Prendi un vetrino pulito e usa la poli-L-lisina per generare una pellicola sottile su cui i vermi possono attaccarsi. Posizionare 30 μL di poli-L-lisina allo 0,1-0,2% sul vetrino e posizionare un secondo vetrino sulla goccia di poli-L-lisina per fare un "sandwich". Quindi strofinare delicatamente le diapositive un paio di volte per bagnare l'intera superficie di entrambe e lasciarle asciugare all'aria per 30 minuti. Etichettare il lato smerigliato delle diapositive con pencil.
      NOTA: aliquote di poli-L-lisina allo 0,2% di 200 μL sono state prodotte sciogliendo la polvere in dH2O; questo può essere conservato a -20 °C. Utilizzare poli-L-lisina ad alto peso molecolare per una migliore adesione dei vermi. Anche la concentrazione di poli-L-lisina è fondamentale. Concentrazioni troppo basse non permetteranno ai vermi di attaccarsi, ma concentrazioni troppo alte possono generare un segnale di fondo di fluorescenza. Una pellicola troppo spessa può allentarsi nella sua interezza.
    2. Posizionare saldamente un blocco metallico piatto sul fondo di un contenitore (ad es. un contenitore di polistirolo) riempito con azoto liquido.
      NOTA: Si può usare invece il ghiaccio secco, ma l'azoto liquido mantiene un blocco di metallo più stabile sul fondo del contenitore e si raffredda bene.
    3. Raccogli i vermi lavandoli via dai loro piatti con M9 o raccogli diversi vermi da stadio (uova, vermi da stadio larvale L1, L2, L3 o L4) su ogni vetrino. In genere, scegli ~ 100 larve ed embrioni o ~ 20 adulti per ogni vetrino. Posizionare 10 μL di vermi lavati via al centro del vetrino o raccogliere le uova/vermi in 10 μL di M9 o 10 μL di 1x PBS (soluzione salina tamponata con fosfato).
      1. Utilizzare una pipetta per distribuire un gran numero di vermi per evitare la formazione di grumi.
        Nota: le popolazioni miste di vermi lavati via, a causa dell'affollamento e del diverso spessore degli stadi, non aderiscono bene e sono meno efficacemente congelati (vedi sotto), quindi la raccolta di vermi specifici per stadio (o popolazioni sincronizzate) dà risultati superiori. Le larve si attaccano meglio degli adulti e si possono posizionare più animali per scivolo.
      2. Prima di prelevare i vermi sui vetrini, trasferirli su una piastra NGM (Nematode Growth Medium) priva di batteri OP50. Anche l'eccesso di batteri aderenti ai vermi può interferire con l'adesione. Fare attenzione che i vermi non si secchino.
    4. Posizionare delicatamente (far cadere) un vetrino coprioggetti da 22 mm × 22 mm a croce sopra i vermi raccolti in modo che i suoi bordi pendano su almeno un lato del vetrino. Premere delicatamente ma con decisione con una o due dita sul vetrino coprioggetti. Evitare il taglio che danneggerebbe l'integrità dei tessuti.
    5. Trasferire immediatamente e delicatamente il vetrino sul blocco metallico in azoto liquido e lasciarlo riposare per circa 5 minuti a congelare. Quindi "sfiora" il vetrino coprioggetti con una sola mossa rapida utilizzando il bordo sporgente.
      NOTA: Questo passaggio deve essere eseguito con decisione e mentre il vetrino è congelato per ottenere la "fessurazione" della cuticola. Attenzione: Si prega di seguire le linee guida sui DPI (Dispositivi di Protezione Individuale) quando si lavora con azoto liquido.
    6. Immergere i vetrini liofilizzati in un barattolo di vetro Coplin pieno di metanolo per 5 minuti a -20 °C. Quindi trasferire in un barattolo di vetro Coplin pieno di acetone per altri 5 minuti a -20 °C.
      NOTA: Il metanolo e l'acetone devono essere conservati a -20 °C per almeno 30 minuti prima dell'uso. Dopo il fissaggio, i vetrini possono essere conservati a -20 °C.
      ATTENZIONE: il metanolo e l'acetone sono tossici.
    7. Rimuovere i vetrini dal barattolo e lasciarli asciugare all'aria a temperatura ambiente (RT) prima dell'uso.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Colorazione dell'anticorpo
poli-L-lisinasigmaP5899
MetanoloFisher ScientificoA452-4
AcetoneFisher ScientificoA949SK-4
PermountFisher ScientificoSP15-100
Vetrini per microscopioFisher Scientifico4448
Vetrini coprioggetti per microscopio (22x22-1)Fisher Scientifico12-542-B
M9 MedioFatto in laboratorio
OP50 batteriCGC

Ristampe e permessi

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