Articolo metodologico

La combinazione di coloranti lipofili, In situ Ibridazione, Immunoistochimica e Istologia

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DOI:

10.3791/2451

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17 marzo 2011

 ,  ,  , 
1Department of Biology, University of Iowa, 2Molecular Targeting Technologies, Inc.

In questo articolo

Sommario

Una combinazione di tecniche differenti per massimizzare la raccolta dati dal tessuto del mouse è presentato.

Abstract

Andando oltre la funzione del gene singolo a tagliare più in profondità reti gene regolatore richiede mutazioni multiple combinate in un singolo animale. Tale analisi di due o più geni devono essere integrate con ibridazione in situ di altri geni, o immunoistochimica delle loro proteine, sia in interi organi o parti montate sviluppo per la risoluzione dettagliata delle alterazioni dell'espressione cellulare e dei tessuti. La combinazione di alterazioni del gene più richiede l'uso di cre o flipase per eliminare in modo condizionale evitare geni e letalità embrionale. Sistemi di allevamento richiesto aumentare drammaticamente sforzo e costo proporzionale al numero di geni mutati, con un risultato di animali molto pochi, con il repertorio completo di modificazioni genetiche desiderato. Ammortizzare la grande quantità di sforzo e tempo per ottenere questi pochi esemplari preziosi che sono portatori di mutazioni multiple richiede l'ottimizzazione dei tessuti. Inoltre, indagando su un singolo animale con tecniche diverse rende più facile mettere in relazione i difetti delezione del gene con profili di espressione. Abbiamo sviluppato una tecnica per ottenere un'analisi più approfondita di un determinato animale, con la capacità di analizzare diversi diverse strutture istologicamente riconoscibile come espressione dei geni e delle proteine ​​tutti dal campione stesso in entrambi gli organi tutto montato e sezioni. Anche se i topi sono stati utilizzati per dimostrare l'efficacia di questa tecnica può essere applicata a una vasta gamma di animali. Per fare questo abbiamo combinare lipofile colorante tracciamento, montare tutto ibridazione in situ, immunoistochimica, istologia e per estrarre la massima quantità possibile di dati.

Protocollo

1. Lipofili iniezione Dye

Preparazione del tessuto:

Tutte le dissezioni dei tessuti e le manipolazioni sono effettuati su animali fissate in 4% paraformaldeide (PFA) in tampone fosfato 0,1 M (pH 7,4) da perfusione transcardial utilizzando pompe peristaltiche con aghi di dimensioni appropriate. Tessuti possono essere memorizzati in 4% PFA in frigorifero per un massimo di 6 mesi. Tutti i preparati e le manipolazioni sono condotte nello 0,4% o superiore PFA fino montaggio con glicerolo per l'imaging. Questa quantità di PFA elimina efficacemente RNasi e preserva l'RNA per l'ibridazione in situ.

Dye di stoccaggio:

Tutti i coloranti devono essere conservate in un vano chiuso scuro per ridurre al minimo la circolazione dell'aria e l'esposizione a luce diurna, in quanto sono fotosensibili. Per evitare la contaminazione crociata, un gruppo separato di strumenti devono essere utilizzati per gestire ogni colorante.

  1. In primo luogo, un sito di applicazione per il colorante deve essere scelto e tessuti estranei estratte per confermare visivamente il sito prescelto, e l'accesso per il posizionamento del colorante. La scelta del sito di applicazione è il passo più importante in questo processo. La scelta di un buon sito per etichettare la popolazione neuronale in esame e non le strutture estranee può essere impegnativo. La precisione del posizionamento in un dato tratto sotto controllo visivo nell'ambito dissezione richiede un certo livello di comprensione della neuroanatomia in questione. Colorante può essere impostata a livello centrale o periferico di etichettare proiezioni periferico o centrale, rispettivamente come necessari per un determinato progetto (cioè il cervello, nervi periferici, orecchio, occhio). Coloranti Lipophic sarà diffusa in tutti i processi appartenenti ad un dato neurone, sia retrograda e anterogradely, riempire un neurone dato o tutti i neuroni proiettano in una determinata traccia.
  2. NeuroVue colorante da MTTI è pre-caricato su strisce di filtro per una facile applicazione. Dye può anche essere sciolto in 100% DMSO (lavoro sotto il cofano) e capelli sottili possono essere immersi in questa soluzione e successivamente essiccati per piccole applicazioni. Il colorante precaricato carta da filtro viene tagliato in pezzi triangolari di dimensioni adeguate con microscissors. La dimensione del colorante dipenderà dalle dimensioni del campione, le dimensioni della struttura verrebbe introdotta l'etichetta e numero di colori utilizzati contemporaneamente. Assicuratevi di tagliare il più piccolo di un pezzo il più possibile per evitare l'etichettatura altre strutture. Dopo aver utilizzato microsissors per il taglio e pinze per la gestione del colorante agitare gli strumenti in alcool per rimuovere eventuali residui di colorante, poi asciugare completamente, o tamponare con carta. Questo per evitare di contaminare il campione con colorante residuo su strumenti che possono etichetta strutture indesiderate.
  3. Per l'inserimento dei tessuti molli come il cervello il filtro può essere inserito direttamente utilizzando un punto del triangolo filtro per forare il tessuto. Per ulteriori tessuti rigidi fare un'incisione per facilitare l'inserimento di colorante. Non usare un ago da dissezione per spingere filtro in tessuto. Ciò può causare il posizionamento impreciso e disgregazione del tessuto. Inserire lunghezze d'onda si alternano di NeuroVue colorante come necessario per l'etichettatura di ulteriori popolazioni neuronali.
  4. Dopo aver inserito il colorante, e verificando la sua posizione, i campioni sono posti in un flacone ben chiuso con il 4% PFA e incubato a 36 ° C al buio per 2-14 giorni a seconda dell'età e della distanza da coprire diffusione (circa 2 mm per giorni a 36 ° C).
  5. Un ambito dissezione con epiflouresence possono essere utilizzati per valutare se il colorante si è diffusa nella posizione desiderata, e il campione può essere rimesso in incubatrice se la diffusione è ritenuta insufficiente. Utilizzando un normale ambito dissezione senza epifluorescene per rilevare diffusione avverrà sottovalutare la vera lunghezza del colorante è diffusa. Inoltre, se la concentrazione colorante è abbastanza alto per valutare visivamente può causare tempra assorbimento quando si usa la fluorescenza emessa.
  6. Il tessuto di interesse desiderato è sezionato fuori e montato tutto su un vetrino con glicerolo e coperti per l'imaging con un microscopio confocale. Impostazioni confocale sono, come descritto in 1, 2. Se la dimensione dei tessuti inibisce l'intero montaggio su un vetrino, il sezionamento seriale è necessario (vedi sotto). Maggiori dettagli sulla preparazione dei tessuti per l'imaging e la tintura proprietà spettrali sono disponibili all'indirizzo: http://www.mtarget.com/mtti/documents/NeuroVuebrochuremar2010.pdf

Figura 1
Figura 1. Schema di esperimento. L'orecchio è esposta per consentire la visualizzazione di tutte le strutture. Colorante lipofili viene quindi iniettato e il permesso di diffondere. Dopo la diffusione distinte popolazioni neuronali può essere visto etichettati dai coloranti diversi. Successivamente, ibridazione in situ (Sox2) viene eseguito su un orecchio e mRNA etichette espressione. L'immunoistochimica è poi svolta(Myo7, tubulina) di visualizzare l'espressione della proteina. Seguito da sezioni istologiche in cui entrambi ibridazione in situ e immunoistochimica possono essere visualizzati.

2. Ibridazione in situ

Nel caso si voglia iniziare con ibridazione in situ (dopo la quale tracciare con coloranti lipofilici sarà impossibile), fare riferimento alla preparazione dei tessuti nella parte 1. Ogni lavaggio, se non indicato, viene effettuata con 2 ml di soluzione a temperatura ambiente su un inverter / mixer. Assicurati di lavorare in un ambiente pulito e libero RNasi.

  1. Disidratano e poi reidratare i campioni attraverso una serie graduata metanolo.
    1. 100% di 1 ora per notte @ 4 ° C (opzionale: conservare i campioni a -20 ° C a 100% metanolo)
    2. 75 x% 5 min. @ 4 ° C
    3. 50% x 5 min. @ 4 ° C
    4. 25% x 15 min. @ 4 ° C (o fino a quando affonda tessuto)
    5. Trasferire campioni ad un tubo di 2 ml Eppendorf (RNasi gratuito).
  2. Lavare tre volte in PBS (PBS 1x) e girare il fornetto per un uso futuro (60 ° C).
    1. PBS x 5 min.
    2. PBS x 5 min.
    3. PBS x 5 min.
  3. Tessuto digerire con 2 ml di 20 mg / mL magazzino proteinasi K (Ambion Cat # AM2546) in 2.0 ml PBS fresco.
    Il tempo effettivo di digestione PK dipende dall'età dell'embrione. La seguente è una stima approssimativa dei tempi. Digestione devono essere attentamente monitorati come deproteination è un passo critico. Under digestione si tradurrà in scarsa penetrazione della sonda, mentre troppo la digestione si tradurrà in una perdita di integrità strutturale. Un buon indicatore di digestione è un cambiamento nel tessuto da opaca a trasparente quasi.
    Tabella 1. Proteinasi K tempo di digestione sul tessuto del mouse.
    ETA '(giorno embrionale) TEMPO (minuti)
    E8.5 6
    E9.5 10
    10,5 13
    E11.5 15
    E12.5 17
    E14.5 18
    E16.5 + 20 +
  4. Interrompere la digestione incubando i campioni in PFA 4% per 5 min.
  5. Lavare in PBS.
    1. PBS x 1 min.
    2. PBS x 5 min.
    3. PBS x 5 min.
    4. PBS x 5 min.
  6. Eliminare PBS con particolare attenzione per eliminare il più possibile.
  7. Prehybridize campioni: Incubare a 60 ° C su inverter a 1,8 mix di ibridazione ml per almeno 1 ora. Imposta sul blocco termico Isotemp a 85 ° C per un uso futuro.
    1. Come un'ora si avvicina, denaturare il DNA dello sperma di salmone (Invitrogen Cat. No. 15632-011) da incubazione a 85 ° C per 10 min. Imposta sul ghiaccio fino al momento dell'uso.
  8. Dopo almeno 1 ora di prehybridization, aggiungere 200 microlitri ssDNA denaturato e circa 100 ng di DIG-etichettati riboprobe per ogni campione. Ibridare la notte a 60 ° C in forno di ibridazione.
  9. Sostituire il mix di ibridazione con 2 mL 2X SSC. Impostare blocchi di calore Isotemp a 37 ° C e 70 ° C per un uso futuro.
    1. Lavare con SSC 2X x 10 min. @ 60 ° C in forno di ibridazione.
    2. Lavare con SSC 2X x 10 min. @ 60 ° C in forno di ibridazione.
    3. Lavare con SSC 2X x 10 min. @ 60 ° C in forno di ibridazione.
    4. Lavare con SSC 2X x 60 min. @ 70 ° C in blocco calore Isotemp.
    70 ° C rimuove qualsiasi attività endogena fosfatasi alcalina. Questo è forse il passo più importante verso la riduzione di fondo. Parte (d) può essere suddiviso in due 30 min. lavaggi per ridurre al minimo i danni ai tessuti.
  10. Lavare con PBS x 5 min. Disgelo Un enzima in ghiaccio per uso futuro RNasi.
  11. Sostituire PBS e aggiungere 1,0 ml di RNasi un enzima (Fermentas EN0531 10 mg / mL) x 60 min. @ 37 ° C in blocco termico Isotemp (a 90 min. Periodo di incubazione è preferibile se la sonda è altamente concentrato).
  12. Eliminare PBS / RNase A e lavare 4 volte.
    1. Soluzione di lavaggio 1X x 10 min.
    2. Soluzione di lavaggio 1X x 10 min.
    3. Soluzione di lavaggio 1X x 10 min.
    4. Soluzione di lavaggio 1X x 60 min. @ 70 ° C in blocco calore Isotemp.
  13. Incubare in 1X tampone di blocco per 1 ora.
    1. A questo punto, preparare 2,0 ml di buffer di blocco e di 1 ml (1:2000) anticorpi anti-digossigenina per campione. Invertire brevemente e lasciate riposare a 4 ° C fino all'utilizzo.
  14. Dopo 1 buffer di blocco scartare un'ora e aggiungere 2,0 ml di pre-assorbito buffer del blocco + anticorpi campioni.
  15. Incubare per una notte.
  16. Scartare la soluzione del blocco.
  17. Lavare con tampone di lavaggio 1X.
    1. 1X tampone di lavaggio x 5 min.
    2. 1X tampone di lavaggio x 5 min.
    3. 1X tampone di lavaggio per 1 ora x 5-6 modifiche.
  18. Lavare con tampone di lavaggio 1X durante la notte.
  19. Sciacquare con 1X detection tampone per 10 min.
  20. Trasferimento dei campioni nel buffer di rilevamento per pozzetti.
  21. Eliminare la soluzione tampone e di individuare con BM Viola (Roche 11442074001) fino a quando la potenza del segnale desiderato è ottenuto (con più sonde questo può significare una notte). BM viola è la luce sensibile coprire con un foglio o una scatola.
    • Mescolare BM Viola bene prima dell'uso.
    • Assicurarsi che i campioni sono flottanti libere e non attaccato alla pozzi.
    • Controllare il segnale dopo 1 ora.
  22. Sciacquare campioni con tampone 1X rilevamento in pozzi x 5 min.
  23. Immagine o conservare i campioni in PFA 4% a 4 ° C.

* I campioni possono essere esposte in questa fase e / o dopo la fase di immunoistochimica è aggiunto (Parte 3).

Soluzioni:

  • Acqua priva di nucleasi: Miscelare 1 ml DEPC (Sigma), con 1 litro di acqua ultrapura sterile. Autoclave.
  • PBS 1X: Mix 1 PBS pacchetto (Sigma) in acqua priva di nucleasi 1L e filtro sterilizzare.
  • La soluzione di lavaggio 1X: Mescolare 450 ml di acqua priva di nucleasi + 50 ml soluzione di lavaggio 10x e filtro sterilizzare.
  • Ibridazione Mix: Formammide 50% in volume (25 ml); 2X SSC 50% in volume (25 ml); 6% di destrano solfato in massa (3g).
  • 1X buffer di rilevamento: Mix buffer di 50 mL di rilevazione 10X con 450 mL di acqua priva di nucleasi e filtro sterilizzare.
  • 1X buffer di blocco: 5 mL di tampone 10X acido maleico (Roche set di tamponi); 40 ml nucleasi acqua libera; Buffer 5 Block ml 10X.
  • 2X SSC: Mescolare 50 ml di SSC 20x con 450 mL di acqua priva di nucleasi e filtro sterilizzare.
  • Metanolo Graded: Diluire 100% metanolo con l'acqua priva di nucleasi al 75%, 50% e 25% delle concentrazioni.

3. Immunoistochimica

Punti 1 e 2 possono essere omessi se 2 Parte è stato completato. In tal caso, assicurarsi che tutti glicerolo o altro supporto di montaggio è lavato via. Si noti che non tutti gli anticorpi sarà ancora in grado di rilevare la loro epitopo dopo digestione proteinasi K. Abbiamo una breve lista di anticorpi che possono essere utilizzati in combinazione con ibridazione in situ nei tessuti dei mammiferi in quanto conservano la loro specificità (vedi Tabella 2).

  1. Serie graduata di etanolo per liberare i tessuti di coloranti lipofili (se non completato per effetto nella Parte 2):.. 5min etanolo al 50%, 70% etanolo 5 min, 95-100% etanolo durante la notte o quando necessario fino a effetto desiderato, etanolo al 70% 5 min., 5min etanolo al 50%.
  2. Reidratare incrementale aggiungendo PBS in 5-10 minuti.
  3. Blocco di tessuto per 1 ora a 2,5% siero di capra normale (NGS) e 0,5% Triton X-100 @ RT su agitatore.
    (1:1 NGS 5%: 1,0% TritonX-100 in 1x PBS)
  4. Incubare con l'anticorpo primario (s) diluito in soluzione di blocco 48-72 ore a 4 ° C su agitatore.
  5. Lavare con PBS per 1 ora x 3 cambi.
  6. Blocco come al punto 3.
  7. Incubare con anticorpo secondario (s) diluito in soluzione di blocco per 24 ore @ 12-4 ° C su agitatore (Alexa Fluor coloranti ® sono stati utilizzati da Invitrogen).
  8. Lavare come al punto 5. (Opzione:.. Macchia contatore con Hoechst nucleare macchia come primo lavaggio diluita 10 mg / mL magazzino 1:2000 in PBS Seguire con 1 ora lavaggi in PBS x 2-3 cambi @ RT su agitatore)
  9. Imaging: I campioni possono essere esposte a questo passo sia con la trasmissione e la microscopia epifluorescente, preferibilmente utilizzando un sistema di imaging confocale per la risoluzione aggiunto. Per fare questo abbiamo regolarmente orecchie montare tutto in glicerolo con coprioggetto come distanziatori per evitare un'eccessiva compressione dei tessuti. In aggiunta o in sostituzione di questa immagine tutto il montaggio, i campioni possono essere incorporati nella resina epossidica e sezionato in serie per aggiungere dettagli istologici. Per beneficiare del combinato tutto mount / sezione di analisi, evitare di sbiancamento il segnale fluorescente nella fase di imaging confocale.

Soluzioni

  • Soluzioni di etanolo: etanolo al 100% Diluire in acqua distillata per concentrazioni finali del 50% e 70%.
  • Blocca Soluzione: 1:1 NGS diluizione 5%: 1,0% TritonX-100 in PBS 1x (finale concentrazioni di lavoro: 2,5% NGS; 0,5% TritonX-100).
  • PBS 1X: Mix 1 PBS pacchetto (Sigma) in 1 litro di acqua distillata.
  • NGS 5%: 2,5 NGS Scongelate mL e miscelare con 47,5 ml di PBS 1x. Conservare a 4 ° C.
  • 1,0% TritonX-100: Mix 49,5 ml 1x PBS con 0,5 ml TritonX-100 (lasciare su agitatore @ RT di mescolare per 1 ora). Conservare a 4 ° C.
  • Hoechst soluzione macchia magazzino: sciogliere 10 mg di colorante Hoechst per millilitro di 1x PBS.
Tabella 2. Gli anticorpi che funzionano con il tessuto proteinasi K digerito.
Cat # Voce Vender
25-6790 Anti-miosina VII-policlonale Proteus Biosciences
25-6791 Anti-miosina-VI policlonale Proteus Biosciences
9661 Spaccati Caspase-3 policlonale Cell Signaling
T7451 Anti-acetilati tubulina Monoclonal Sigma
PRB-238C Policlonali Prox1 Covance

4. Istologia

Istologia può essere introdotto dopo parte 1 per aumentare la risoluzione del colorante lipofile analisi in spessore monta tutto come i cervelli giovanile o dopo il completamento delle parti 2 o 3. Per le sezioni di cervello di serie si consiglia il VF-700 Compresstome microtomo (Precisionary Instruments Inc., Greenville, Carolina del Nord) per ottenere uno spessore uniforme sezione. Sezioni congelate sono meno ottimali a causa della maggiore perdita colorante durante il processo di sezionamento 3. Preparazione di sezioni seriali e montaggio in glicerolo 4 è il metodo preferito di preparazione dei tessuti quando monta intero o supporti di superficie non permettono la visualizzazione adeguata delle regioni tessuto di interesse. Tessuti possono anche essere successivamente inglobati in resina epossidica e tagliare a 1-2 micron di spessore con coltelli di vetro o di diamante per TEM. Quando si utilizza questa tecnica più immunofluorescenza rimane ed è ancora più stabile dopo inclusione, tuttavia, tutti lipofili tracciamento sarà perso interamente in questa fase, si sciolgono in alcool e resina epossidica. Prendere precauzioni come campioni sarà sensibile alla luce fino a quando non sono incorporati.

Per Compresstome VF-700 sezionamento microtomo, seguire le raccomandazioni del Precisionary Instruments Inc.

Epossidica Incorporare / sezionamento:

  1. Fissazione: 2,5% gluteraldehyde / 1% PFA in 0.1M tampone fosfato (pH 7,4) a 1 ora durante la notte.
  2. In un tessuto di vetro disidratano fiala campione: 30% di etanolo (5min.), 50% di etanolo (5min.), il 70% di etanolo (5min. per tutta la notte), il 95% di etanolo (10 minuti 5 volte ciascuno.) Ed etanolo assoluto (10min 5x . ciascuno).
  3. Transitorie solvente: 1:1 etanolo assoluto: ossido di propilene (PO) per 5 min.
  4. Solvente: PO 10min solo 5x. ciascuno.
  5. Infiltrazione di resina:
    1. 01:01 PO: pernottamento in resina shaker.
    2. Versare la soluzione con il campione (s) in forma embedding piatto e lasciare sul bancone 4-6 ore per far evaporare PO. In alternativa, rimuovere il tappo del flacone e lasciare in agitazione per 4 ore (funziona bene con i più grandi del tessuto).
    3. Trasferimento dei campioni al 100% resina per 4 ore.
  6. Incorpora in resina a forma finale con etichetta. Polimerizzare incubando a 60 ° C per 24-48 ore.
  7. Tagliare blocco con una lama di rasoio come necessario per ridurre al minimo resina estranei. Lasciare 1-2 sezioni um seriale su un Ultramicrotomo (una e Ultracut Reichert-Jung è stato utilizzato). Montaggio e l'immagine usando la microscopia epifluorescente.
    Opzionale: Macchia una parte delle sezioni con macchie istologiche (cioè Stevenel di blu) se lo si desidera (realizzare immunofluorescenza non sarà sostenuto in queste sezioni).

Soluzioni

  • Soluzioni di etanolo: Diluire 100% di etanolo in acqua distillata al 30%, 50%, 70% e 95% le concentrazioni.
  • Fissazione soluzione: Mescolare 2,5 ml Gluteraldehyde 50%, 5 ml di paraformaldeide al 10%, e 42,5 mL di tampone fosfato 0.1M pH 7.4 (concentrazioni finali: 2,5% gluteraldehyde, 4% PFA). Conservare a 4 ° C.
  • Resina epossidica: Fai in base alle istruzioni fornite con Poly / Letto 812 Incorporare Media/DMP-30 Kit (Polysciences, Inc. # 08792-1). Conservare a -20 ° C.

5. Rappresentante Risultati

Figura 2
Figura 2. Lipofili posizionamento tintura e di imaging in un embrione di topo. Tre coloranti diversa lunghezza d'onda lipofile sono stati iniettati e incubate per consentire la visualizzazione del nervo trigemino (TN), nervo glossofaringeo (GN) e del nervo vago (VN), proiezioni centrali. A) il posizionamento colorante lipofili nelle porzioni periferiche di tre nervi cranici per consentire la diffusione del tronco cerebrale per la visualizzazione dei loro processi centrali. Il TN è etichettato con NeuroVue Rosso, GN: Maroon NeurVue, e VN: Jade NeuroVue. B) del mouse stesso come in (A), dopo incubazione. Alcuni diffusione può essere visto al microscopio campo chiaro. C) del mouse stesso come in (A e B). Il romboencefalo è stato sezionato e piatto montato. Alcuni etichettatura dei processi centrali dei tre nervi marcata può essere visto con il microscopio campo chiaro. D) Immagine confocale di (C). Con l'uso dei neuroni confocale specifico può essere visto, e l'uso di tre tinte differenti consente la valutazione della distribuzione di ciascuna popolazione in relazione agli altri. Tinture erano ripreso in sequenza. Jade NeuroVue stato fotografato ad una eccitazione di 488 nm ed emissione 500-550 nm. NeuroVue Rosso è stato fotografato ad una eccitazione di 535 nm ed emissione 550-600 nm. Maroon NeuroVue è stato fotografato ad una eccitazione di 643 nm ed emissione a 650-700 nm.

Figura 3
Figura 3. Schema di esperimento. L'orecchio è esposta per consentire la visualizzazione di tutte le strutture. Colorante è lipofilapoi iniettato e il permesso di diffondere. Dopo la diffusione distinte popolazioni neuronali può essere visto etichettati dai coloranti diversi. Successivamente, ibridazione in situ (Sox2) viene eseguito su un orecchio e mRNA etichette espressione. L'immunoistochimica è poi svolta (Myo7, tubulina) di visualizzare l'espressione della proteina. Seguito da sezioni istologiche in cui entrambi ibridazione in situ e immunoistochimica possono essere visualizzati.

Discussione

In questo video, dimostriamo un metodo per combinare quattro tecniche al fine di massimizzare la raccolta di dati e la coesione, correlando i dati all'interno di un determinato animale (figura 3). Questa soluzione consente di ridurre la quantità di allevamento e quindi il tempo necessario per ottenere i dati pubblicabili migliorando al tempo stesso informazioni sui co-localizzazione e gli effetti correlativo di mutanti. Anche se sono stati utilizzati topi embrionale in questo mouse video, adulti, nonché gli altri animali come il pollo, Xenopus, zebrafish e possono essere analizzati utilizzando queste tecniche pure. Quando si utilizzano altre specie proteinasi k digestione aver bisogno di essere modificato. Qui usiamo diversi coloranti fluorescenti NeuroVue di etichettare in particolare fino a tre popolazioni neuronali di interesse. Il vantaggio di questi coloranti è che possono essere utilizzati in topi mutanti, che può essere problematico quando si può contare solo sulla immunoistochimica che possono o non possono essere influenzate dalle mutazioni da analizzare, e che etichetta i neuroni retrogrado e anterogradely 5. Un recente studio ha anche aumentato il numero delle popolazioni di neuroni che possono essere etichettati contemporaneamente a sei 2. Dopo, il colorante lipofile tracciamento dello stesso tessuto di interesse possono poi essere analizzati mediante ibridazione in situ, per l'analisi della trascrizione genica e possono essere successivamente analizzati mediante immunoistochimica per la distribuzione delle proteine. Quest'ultima analisi può essere completata da esame istologico dettagliato che può aggiungere alla caratterizzazione fenotipo 6. Questa analisi multifattoriale ha il potenziale per acquisire nuove conoscenze attraverso l'analisi correlativa entro lo stesso animale che potrebbero altrimenti essere improbabile o per lo meno hanno bisogno di protocolli più ampi e l'allevamento del mouse.

Dichiarazioni

Tessuto del mouse sono stati raccolti secondo le linee guida e regolamenti stabiliti dall'Università di Animal Care Iowa e del Comitato Istituzionale Usa (ACURF 0804066).

Ringraziamenti

Confocale immagini sono state ottenute presso la University of Iowa Carver Center for Imaging. Il finanziamento è stato fornito da una sovvenzione SBIR (MH079805) a sostegno BF aggiuntivo per l'allevamento dei topi per questo progetto è stato fornito dal dell'NIDCD (5R01DC00559007) a BF

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
in situ Ibridizzazione:
Set di tampone per lavaggio e blocco PC DIGGruppo Roche1585762
Tampone SSC 20x premiscelatoGruppo Roche1666681
Proteinasi K 20 mg/mlAmbionAM2546
Diethyl pirocarbonato (DEPC) Research Products International Corp.D43060
FormammideSigma-AldrichF9037
Destrano solfatoResearch Products International Corp.D20020
BM Purple Roche Group11442074001
Frammenti Fab anti-Dig-APGruppo Roche11093274910
Enzima RNase A 10 mg/mlFermentasEN0531
RNase AwayResearch Products International Corp.7003
DNA di sperma di salmone 10 mg/mlInvitrogen15632-011
Stericup Filter Unit 0,22μm; 500 mlEMD MilliporeSCGVU05RE
Dischi filtranti 0,2μm; 25 mmWhatman, GE Healthcare6780-2502
Sacchetti di soluzione salina tamponata al fosfato pH 7,4Sigma-AldrichP-5368
Immunohistochimica
Siero di capraSigma-AldrichG9023
Triton X-100Sigma-AldrichT8532
H–chst ColorantePolysciences, Inc.9460
Istologia:
Poly/Bed 812 Mezzo di inclusione/DMP-30 Kit Polysciences, Inc.08792-1
Ossido di propileneSigma-Aldrich110205
Soluzione di glutaraldeide al 50%Fisher ScientificG151
DPX come mezzo di montaggioFluka44581
RockerMidSci55D1114
Blocco riscaldanteFisher Scientific11-715-125D
RotatoreThermo Fisher Scientific, Inc.400110Q
Incubatrice impostata a 60°Fisher Scientific11-690-625D
Tracciamento con colorante
MicroforbiciGeuderG-19775
Pinzette finiE.M.S.72680-F
NeuroVue colorante: Marrone, Rosso, GiadaMTTIFS-100(1,2,6)
1X soluzione salina fosfato (PBS)Sigma-AldrichP-5368
Ambito di analisiLeica MicrosystemsM205 FA
Incubatrice impostata a 36°Fisher Scientific11-690-506DQ
Microscopio confocaleLeica MicrosystemsLSM 510
VetriniSurgipath00240
CoverslipSurgipath00106
RPIGliceroloG22025-0,5
Paraformaldeide (4% e 0,4%)Fisher ScientificT353-500

Riferimenti

  1. Jensen-Smith, H., Gray, B., Muirhead, K., Ohlsson-Wilhelm, B., Fritzsch, B. Long-distance three-color neuronal tracing in fixed tissue using NeuroVue dyes. Immunol Invest. 36, 763-789 (2007).
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