Articolo metodologico

Procedure per l'identificazione Infettive prioni dopo il passaggio attraverso l'apparato digerente di una specie aviaria

DOI:

10.3791/50853

⸱

6 novembre 2013

 ,  ,  , 
1Animal and Plant Health Inspection Service, Wildlife Services, National Wildlife Research Center, USDA

In questo articolo

Sommario

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Spazzini hanno un potenziale di traslocare infettive trasmissibili prioni dell'encefalopatia spongiforme nelle loro feci in aree indenni. Abbiamo metodi di dettaglio utilizzati per determinare se i prioni scrapie mouse adattati rimangono contagiosi dopo il passaggio se il tratto digestivo di corvi americani (Corvus brachyrhynchos), un consumatore comune di animali morti.

Abstract

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Prionica infettiva (PrP Res) materiale è probabile che la causa della fatale, neurodegenerative l'encefalopatia spongiforme trasmissibile (TSE) malattie 1. Trasmissione di malattie TSE, quali sindrome del dimagrimento cronico (CWD), si presume essere da animale ad animale 2,3 così come da fonti ambientali 4-6. Spazzini e carnivori hanno un potenziale di traslocare il materiale PrP Res attraverso il consumo e l'escrezione di carogne CWD contaminati. Studi recenti hanno documentato il passaggio di materiale PrP Res attraverso il sistema digestivo di corvi americani (Corvus brachyrhynchos), un nordamericano tesoro comune 7.

Descriviamo procedure utilizzate per documentare il passaggio del materiale PrP Res attraverso corvi americani. Crows sono stati gavaged con RML-ceppo di topi-adattato scrapie e le loro feci sono stati raccolti 4 ore dopo sonda gastrica. Feci Crow sono stati poi riuniti e iniettato per via intraperitoneale inTopi C57BL / 6. I topi sono stati monitorati giornalmente finché non espressi segni clinici di topo scrapie e sono stati successivamente sottoposti a eutanasia. Topi asintomatici sono stati monitorati fino a 365 giorni dopo l'inoculazione. Western blot è stata condotta per confermare lo stato di malattia. I risultati hanno rivelato che i prioni rimangono contagiosi dopo aver viaggiato attraverso il sistema digestivo di corvi e sono presenti nelle feci, causando la malattia nei topi di prova.

Introduzione

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Encefalopatie spongiformi trasmissibili (TSE) sono fatali disturbi infettivi neurodegenerative che colpiscono la fauna selvatica, animali domestici, e gli esseri umani. L'agente infettivo delle malattie TSE sembra essere isoforme mal ripiegate o patogeni (PrP Res) di proteine ​​prioniche 1. Malattie TSE animale includono sindrome del dimagrimento cronico (CWD) in cervo mulo (Odocoileus hemionus), cervi dalla coda bianca (Odocoileus virginianus), alce (Cervus elaphus), e alce (Alces alces); scrapie in ovini e caprini; encefalopatia spongiforme bovina ( BSE) nel bestiame domestico; encefalopatia visone in visone d'allevamento; encefalopatia spongiforme felina nei gatti; esotico encefalopatia spongiforme ungulati in zoo esotico rumina della famiglia dei bovidi, e l'encefalopatia spongiforme nei primati non umani 8. Il singolo malattia TSE umana, malattia di Creutzfeldt-Jakob variante è rara e pensato per essere acquisita da consumare PrP Res-Contamincibo ated 9. Allo stesso modo, la BSE può infettare l'uomo se manzo contaminato è consumato 10. Di tutte le malattie TSE, scrapie e CWD sono gli unici due con epidemie autosufficienti e fonti per l'infezione si presume essere da animale ad animale 2,3,11 così come da fonti ambientali 4-6. La ricerca suggerisce che la maggior parte delle malattie EST richiedono notevoli tempi di incubazione lunghi di esposizione eventi naturali di PrP Res alla manifestazione dei segni clinici 2-4,6,8 e delle specie apparenti ostacoli minimizzano, ma non eliminano il rischio di trasmissione interspecie 12-14 .

Identificare i meccanismi per la diffusione del prione infettivo (PrP Res) materiale è estremamente importante per rispondere alle domande su come le malattie EST muovono attraverso il paesaggio. Indagini sperimentali hanno suggerito che gli insetti 15,16, pollame e suini 17, e corvi americani (Corvus brachyrhynchos) 7,18 sono vettori passivi o dispersori di materiale PrP Res. Passaggio di materiale PrP Res attraverso il sistema digestivo di corvi è stato recentemente documentato, dimostrando il ruolo che possono svolgere in dispersione delle malattie TSE 7. Questi risultati rendono plausibile che i corvi, uno spazzino, potrebbero incontrare, consumano, e trasportano materiale infetto tramite le feci deposizione, in aree indenni.

Le procedure dimostriamo qui sono stati usati per documentare il passaggio del materiale PrP Res attraverso il sistema di digestione di corvi e notevolmente facilitare l'applicazione di questi metodi per altri scavenger e modelli carnivoro specie-specifiche in ricerche future correlate. In questo studio sono stati utilizzati i metodi convenzionali per indagare su un mezzo non convenzionali di traffico di materiale PrP Res, che potrebbe contribuire alla diffusione e gravità complessiva della materia PrP Res.

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Protocollo

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Il nostro protocollo è adattato da quello che abbiamo già pubblicato 7. Tutte le procedure che coinvolgono gli animali sono stati approvati dal Comitato Istituzionale cura degli animali ed uso del Dipartimento dell'Agricoltura degli Stati Uniti (USDA), animale e vegetale servizio di ispezione sanitaria (APHIS), Wildlife Services (WS), National Wildlife Research Center (NWRC).

1. Crow Gavaging

  1. Stima tempo di passaggio di 'materiale cerebrale pseudo' attraverso il tratto alimentare di corvi americani.
    1. Mescolare 5 ml di cotte e strapazzate uovo intero con il colorante blu e sonda gastrica 1 corvo con un 2 a gavage ago (Figura 1).
    2. Controllare corvo ogni 30 minuti fino a quando / feci verde macchiato di blu non sono più escreti.
  2. Ottenere RML (ceppo Chandler)-infetti C57BL / 6 cervelli infetti e malati terminali mouse.
  3. Generare un 20% di peso / volume normale e infetto omogeneizzato mouse cervello in un omogeneizzatore proiettile frullatore con 1xtampone fosfato salino (PBS), e perle di vetro, poi centrifugare a 3000 xg per 1 minuto per rimuovere le particelle più grandi. Rimuovere il surnatante e diluire con un volume uguale di PBS 1x per generare un 10% peso / volume in PBS sterile. Congelare a -80 ° C fino al momento dell'uso.
  4. 17 ore prima del gavage rimuovere il cibo, ma non l'acqua, da penne d'aria.
  5. Casualmente destinare corvi ai gruppi di trattamento e per via orale sonda gastrica ogni corvo con 5 ml di normale o infetto omogeneizzato cervello di topo con un 2 in gavage ago.
  6. Trasferimento corvi di gabbie individuali e di raccogliere tutta feci all'interno di ogni gabbia per 4 ore dopo gavage (Figura 2).
  7. Omogeneizzare feci pool per ogni corvo in un omogeneizzatore proiettile frullatore con perle di vetro fino ad ottenere una consistenza omogenea. * Feci gallina sono più liquidi e possono essere mescolati facilmente.
  8. Per ogni corvo, diluire 500 ml di omogenato fecale in 9,5 ml di PBS 1x per un volume totale di 10 ml.
  9. Centrifugare la homogena fecaleTE per 15 min a 1400 xg ed estrarre il surnatante.
  10. Per minimizzare il rischio di una infezione microbica secondaria, trattare surnatante con 1 ml di 100 unità / ml di penicillina e 100 pg / ml streptomicina (Invitrogen, NY) per 100 ml di omogenato poi posto sotto luce UV a temperatura ambiente per 20 min per ridurre rischio di contaminazione virale e batterica. Dopo l'esposizione ai raggi UV, i campioni Sonicare in un Mp sonicatore 3000 a creare 70 per 30 secondi per distruggere la membrana di eventuali microbi rimanenti.

2. Topo inoculazione

  1. Casualmente destinare topi per i seguenti gruppi di trattamento (Tabella 1):
    1. Gruppo 1 - topi trattamento positivo inoculati per via intraperitoneale (IP) di 1 ml di omogenato fecale da corvi oralmente gavaged con 5ml infettato cervelli del mouse.
    2. Gruppo 2 - Negativo topi inoculati trattamento IP con 1 ml di omogenato fecale da corvi oralmente gavaged con 5ml normali cervelli del mouse.
    3. Diluire infected e normale omogeneizzato cervello di topo per i gruppi 3 e 4 a 1:100 w / v in PBS 1x.
    4. Gruppo 3 - topi di controllo positivi inoculato IP con 1 ml di omogenato infetto topo-cervello.
    5. Gruppo 4 - Negativo topi di controllo inoculati IP con 1 ml di omogenato normale mouse del cervello.
Gruppo di trattamento Numero di animali
Gruppo 1 Scrapie + Crow Feci 100
Gruppo 2 Scrapie - Crow Feci 25
Gruppo 3 Cervello Scrapie + mouse 10
Gruppo 4 Scrapie - cervello di topo 5

. Tabella 1 Stato Scrapie di inoculo (+ positivo, negativo -) e il numero di animali utilizzati 7.

  1. Intraperitoneale inoculare il mouse:
    1. Scruff mouse dorsale collo di pelliccia con il pollice e l'indice e delicatamente ruotare per esporre lato ventrale.
    2. Elevare estremità posteriore del mouse in modo testa è leggermente inferiore.
    3. Inserire 25 ago G 1 centimetro attraverso la pelle, 1 centimetro laterale della linea mediana, e di 1-2 cm anteriormente alla sacroiliaca usando una siringa-ago di bloccaggio.
    4. Iniettare 1 ml trapiantare lentamente nel topo cavità del corpo.

3. Monitoraggio mouse

  1. Controllo topi ogni giorno fino esprimono segni clinici di topo scrapie. I segni clinici possono includere: cifosi, atassia, coda rigida, la mancanza di governare, deperimento, e letargia.
  2. Punteggio topi per ognuno dei 6 segni clinici quando segni visibili sono evidenti, in cui 0 = nessuna visibile, 1 = moderato, e 2 = grave.
  3. Eutanasia topi quando punteggi totali giornalieri per ogni segno raggiungere ≥ 8 per 1 giorno, ≥ 6 ininterrottamente per 3 giorni, oa 365 giorni dopo l'inoculazione (dpi).
  4. Cervelli raccolto subito dopo euthanasia e conservare a -70 ° C.
  5. Per confermare una diagnosi di scrapie, digerire campioni di cervello con 3 ml di un 50 mg / ml di soluzione di proteinasi-K (PK) diluito come segue: 3.1. microlitri PK, 12.5 ml di EDTA 500 mM, pH 8, 109.39 ml di PBS 1x per 30 min a 45 ° C, poi inattivare il PK aggiungendo 8 microlitri tampone di caricamento e incubando i campioni a 95 ° C per 5 min. Campioni caricare su un 12% SDS-PAGE gel, elettroforesi e trasferimento su membrana di PVDF e Immobilon blocco con 5% di latte scremato in 0,2% di Tween 20 in PBS per 1 ora a temperatura ambiente. Poi sonda con Bar224 anti-PrP anticorpo monoclonale coniugato con perossidasi di rafano, diluita in Superblocco, per 1 ora a temperatura ambiente. Risciacquare membrana per 1 ora con PBS-0.2% Tween 20. Per visualizzare, incubare Western Blot 5 minuti con il substrato chemiluminescente e immagine su un sistema di documentazione gel G-box.

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Risultati

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Le procedure utilizzate dimostrano che il sistema digestivo dei corvi non elimina PrP Res infettività 4 ore dopo la sonda gastrica di omogenato cerebrale scrapie 7. Tutti i venti corvi che sono stati gavaged con materiale PrP Res successivamente trasmessi materiale PrP Res tramite le feci di topi. Topi malati sono stati identificati dalla manifestazione di segni topo-scrapie clinici e conferma malattia è stata completata da analisi Western Blot.

In...

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Discussione

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Dimostriamo una procedura per documentare il passaggio del materiale PrP Res attraverso il sistema digestivo di corvi. Abbiamo usato metodi convenzionali per determinare se i corvi hanno la possibilità di traslocare il materiale PrP Res per aree geografiche indenni. Altri hanno valutato la resistenza di PrP Res ai ruminanti 19-21 e roditori 22,23 fluidi digestivi, entrambi i quali non è riuscito a eliminarlo. La futura applicazione di queste tecniche dovrebbe essere...

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Dichiarazioni

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Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Ringraziamenti

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Vorremmo ringraziare S. Werner per fornire i corvi utilizzati in questo studio e USDA, APHIS, WS, NWRC personale cura degli animali per la cura degli animali e monitoraggio. Menzione o l'uso di un prodotto non implica l'approvazione USDA. Finanziamento per questo studio è stato fornito da USDA, APHIS, servizi veterinari.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
RML Chandler ceppo scrapie adattata al topoRocky Mountain Laboratories
RC57BL/6 topiHilltop Lab Animals
Corvi americanicatturati
selvatici Pen/StrepInvitrogen15140-122
Soluzione salina tamponata con fosfatoInvitrogen70011-044
SonicatorSoluzione di proteinasi-K di Misonix
Roche3115887001
Tampone di caricamentoInvitrogenNP0007 e 0009
Bis-tris SDS PAGE 12% gelInvitrogenNP0342
Membrana Immobilon PVDFMillipore1SEQ00010
Tween 20Sigma AldrichP2287
Bullet omogeneizzatoremiscelatore Braintree ScientificBBX24B
2,3 mm Perle di zirconia/siliceBioSpec Products11079125Z
Bar224 anticorpo monoclonale anti-PrPCayman Chemical10009035
SuperblockThermo Scientific37517
substrato chemiluminescenteMilliporeWBKLS0500
G-box sistema di documentazione su gelSyngene

Riferimenti

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  1. Prusiner, S. B. Novel proteinaceous infectious particles cause scrapie. Science. 216 (4542), 136-144 (1982).
  2. Miller, M. W., Williams, E. S., et al. Epizootiology of chronic wasting disease in free-ranging cervids in Colorado and Wyoming. Journal of Wildlife Diseases. 36 (4), 676-690 (2000).
  3. Miller, M. W., Williams, E. S. Horizontal prion transmission in mule deer. Nature. 425 (6953), 35-36 (2003).
  4. Sigurdson, C. J., Adriano, A. Chronic Wasting Disease. Biochimica et Biophysica Acta. 1772 (6), 610-618 (2007).
  5. Miller, M. W., Williams, E. S., Hobbs, N. T., Wolfe, L. L. Environmental sources of prion transmission in mule deer. Emerging Infectious Diseases. 10 (6), 1003-1006 (2004).
  6. Mathiason, C. K., Hays, S. A., et al. Infectious prions in pre-clinical deer and transmission of chronic wasting disease solely by environmental exposure. PLoS ONE. 4 (6), e5916(2009).
  7. VerCauteren, K. C., Pilon, J. L., Nash, P. B., Phillips, G. E., Fischer, J. W. Prion remains infectious after passage through digestive system of American crows (Corvus crachyrhunchos). PLoS ONE. 7 (10), e45774(2012).
  8. Imran, M., Mahmood, S. An overview of animal prion diseases. Virology Journal. 8 (493), (2011).
  9. Watts, J. C., Balachandran, A., Westaway, D. The expanding universe of prion disease. PLoS PATHOGENS. 2 (3), e26(2006).
  10. Bruce, M. E., et al. Transmissions to mice indicate that 'new variant' CJD is caused by the BSE agent. Nature. 389 (6650), 498-501 (1997).
  11. Ryder, S., Dexter, G., Bellworty, S., Tongue, S. Demonstration of lateral transmission of scrapie between sheep kept under natural conditions using lymphoid tissue biopsy. Research in Veterinary Science. 76 (2004), 211-217 (2004).
  12. Collinge, J. The risk of prion zoonoses. Science. 335 (6067), 411-413 (2012).
  13. Beringue, V., Vilotte, J. L., Laude, H. Prion agent diversity and species barrier. Veterinary Research. 39 (47), (2008).
  14. Harrington, R. D., Baszler, T., et al. A species barrier limits transmission of chronic wasting disease to mink (Mustela vison). The Journal of General Virology. 89 (4), 1086-1096 (2008).
  15. Wisniewski, H. M., Sigurdarson, S., Rubenstein, R., Kascsak, R. J., Carp, R. I. Mites as vectors for scrapie. Lancet. 347 (9008), 1114(1996).
  16. Post, K., Riesner, D., Walldorf, V., Mehlhorn, H. Fly larvae and pupae as vectors for scrapie. Lancet. 354 (9194), 1969-1970 (1999).
  17. Matthews, D., Cooke, B. C. The potential for transmissible spongiform encephalopathies in non-ruminant livestock and fish. Revue Scientifique Et Technique-Office International Des Epizooties. 22 (1), 283-296 (2003).
  18. Jennelle, C. S., Samuel, M. D., Nolden, C. A., Berkley EA, Deer carcass decomposition and potential scavenger exposure to chronic wasting disease. Journal of Wildlife Management. 73 (5), 655-662 (2009).
  19. Scherbel, C., Pichner, R., et al. Degradation of scrapie associated prion protein (PrPSc) by the gastrointestinal microbiota of cattle. Veterinary Research. 37 (5), 695-703 (2006).
  20. Jeffrey, M., Gonzaález, L., et al. Transportation of prion protein across the intestinal mucosa of scrapie susceptible and scrapie-resistant sheep. Journal of Pathology. 209 (1), 4-14 (2006).
  21. Nicholson, E. M., Richt, J. A., Rasmussen, M. A., Hamir, A. N., Lebepe-Mazur, S., Horst, R. L. Exposure of sheep scrapie brain homogenate to rumen-simulating conditions does not result in a reduction of PrP(Sc) levels. Letters in Applied Microbiology. 44 (6), 631-636 (2007).
  22. Motes C, M. aluquerde, Grassi, J., et al. Excretion of BSE and scrapie prions in stools from murine models. Veterinary Microbiology. 131 (1-2), 205-211 (2008).
  23. Kruger, D., Thomzig, A., Lenz, G., Kampf, K., McBride, P., Beekes, M. Faecal shedding, alimentary clearance and intestinal spread of prions in hamsters fed with scrapie. Veterinary Research. 40 (1), 4(2009).
  24. Mathiason, C. K., Nalls, A. V., et al. Susceptibility of domestic cats to chronic wasting disease. Journal of Virology. 87 (4), 1947-1956 (2013).
  25. Bjorndal, K. A. Flexibility of digestive responses in two generalist herbivores, the tortoises Geochelone carbonaria and Geochelone denticulate. Oecologia. 78 (3), 317-321 (1989).
  26. Clark, R. G., Gentle, G. C. Estimates of grain passage time in captive mallards. Canadian Journal of Zoology. 68 (11), 2275-2279 (1990).
  27. Dierenfeld, E. S., Koontz, F. W. Feed intake, digestion and passage of proboscis monkey (Nasalis larvatus) in captivity. Primates. 33 (3), 399-405 (1992).
  28. Thompson, A. K., Samuel, M. D., Van Deelen, T. R. Alternative feeding strategies and potential disease transmission in Wisconsin white-tailed deer. Journal of Wildlife Management. 72 (2), 416-421 (2008).
  29. Pulford, B., Spraker, T. A., et al. Detection of PrPCWD in feces from naturally exposed Rocky Mountain elk (Cervus elaphus nelsoni) using protein misfolding cyclic amplification. Journal of Wildlife Diseases. 48 (2), 425-433 (2012).
  30. Hicks, R. E. Guano deposition in an Oklahoma crow roost. Condor. 81 (3), 247-250 (1979).
  31. Aldous, S. E. Winter habits of crows in Oklahoma. Journal of Wildlife Management. 73 (4), 290-295 (1944).

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