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Articolo metodologico

Infuso stereotassico di Oligomeric amiloide-beta nelle Hippocampus mouse

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DOI:

10.3791/52805

⸱

17 giugno 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology and Cell Biology, Columbia University Medical Center, 2The Taub Institute for Research on Alzheimer's Disease and the Aging Brain, Columbia University Medical Center, 3Department of Neurology, Columbia University Medical Center

In questo articolo

Sommario

Qui, presentiamo un protocollo per l'infusione diretta stereotassica cerebrale di amiloide-beta. Questa metodologia fornisce un modello murino alternativo in vivo per affrontare gli effetti a breve termine dell'amiloide-beta sui neuroni cerebrali.

Abstract

Malattia di Alzheimer è una malattia neurodegenerativa che colpisce la popolazione. Una caratteristica neuropathological fondamentale della malattia è l'eccessiva produzione di beta-amiloide e la deposizione di beta-amiloide placche nelle regioni del cervello degli individui afflitti. Nel corso degli anni gli scienziati hanno generato numerosi modelli del mouse della malattia di Alzheimer che tentano di replicare il beta-amiloide patologia. Purtroppo, i modelli di topo solo selettivamente imitano le caratteristiche della malattia. La morte neuronale, un effetto importante nel cervello dei pazienti con malattia di Alzheimer, è notevolmente carente in questi topi. Quindi, noi ed altri abbiamo impiegato un metodo di infondere direttamente solubili specie oligomeriche di beta-amiloide - forme di beta-amiloide, che hanno dimostrato di essere più tossico per i neuroni - stereotaxically nel cervello. In questo rapporto utilizziamo maschi C57BL / 6J per documentare questa tecnica chirurgica di aumentare i livelli di beta-amiloide in una selezione regione del cervello. Ilbersaglio infusione è il giro dentato dell'ippocampo perché questa struttura cerebrale, insieme al proencefalo basale che è collegata dal circuito colinergico, rappresenta una delle aree di degenerazione nella malattia. I risultati di elevare beta-amiloide nel giro dentato tramite infusione stereotassica rivelano aumenti di perdita di neuroni nel giro dentato entro 1 settimana, mentre vi è un concomitante aumento della morte cellulare e la perdita di neuroni colinergici nel ramo verticale della banda diagonale di Broca del proencefalo basale. Questi effetti sono stati osservati fino a 2 settimane. I nostri dati suggeriscono che il beta-amiloide modello infusione attuale prevede un modello alternativo del mouse per affrontare regione specifica morte dei neuroni in una base a breve termine. Il vantaggio di questo modello è che amiloide-beta può essere elevato in modo spaziale e temporale.

Introduzione

Depositi di placca amiloide, che sono composti di beta-amiloide (A? 1-42), sono un elemento chiave della patologia della malattia di Alzheimer (AD). Numerosi studi hanno dimostrato che i livelli elevati o tossici di ricombinante oligomeri Ap 1-42 suscitare morte neuronale, sinaptica la distrofia, perdita e disfunzioni; così come apprendimento e memoria deficit 1-4. Regioni cerebrali colpite sono l'ippocampo, la corteccia, e le strutture sottocorticali, come prosencefalo basale e il 5,6 amigdala. Ad oggi, ci sono più modelli di topi transgenici che tentano di simulare l'Ap 1-42 patologia di AD. A seconda del ceppo questi animali rivelarsi utile in esame selezionare caratteristiche patologiche di AD. Purtroppo, con l'eccezione di 2 linee transgeniche, APP23 e 5XFAD, questi topi non replicano completamente perdita neuronale, un aspetto fondamentale di AD. Anche con la perdita neuronale osservata in APP23 e 5XFAD, l'osser morte neuronaleved era sottile, l'età dipendente, e isolato di un paio di regioni selezionate 7,8.

L'infusione diretta di oligomerica Ap 1-42 nel cervello di topo wild-type fornisce un'eccellente modello in vivo che riproduce l'aspetto morte neuronale di amyloidopathy 1,9,10. A differenza dei modelli di topo transgenico comunemente utilizzate il oligomerica Ap 1-42 modello infusione è ideale per acutamente elevare Ap 1-42 livelli in modo spaziale e temporale. Il vantaggio di utilizzare topi wild-type per questo modello evita di compensazione o collaterali potenziali effetti delle mutazioni introdotte nelle linee di topi transgenici. Studi precedenti hanno mostrato che l'infusione livelli tossici di Ap 1-42 nell'ippocampo provoca la morte dei neuroni in prossimità del sito di iniezione entro 1 settimana 1. Inoltre, in linea con l'osservazione che Ap 1-42 è tossica per i neuroni colinergici 11 del prosencefalo basalecolinergici neurone (BFCN) Popolazione quali progetti l'ippocampo è diminuita del 20-50% entro 7-14 giorni seguenti beta-amiloide infusione 1,10 nei topi, in modo efficace che consente per gli esami di isolato circuiti neuronali nel cervello. Dal progetto BFCN ipsilaterale al giro dentato dell'ippocampo 12, per il massimo controllo parte / veicolo e oligomeri Ap 1-42 soluzioni possono essere iniettati su entrambi i lati del cervello che permette di effettuare confronti tra l'emisfero destro e sinistro 1.

In questo rapporto ci fornirà una metodologia chirurgica e iniezione dettagliato per adulti wild-type C57BL / 6J. Questo ceppo di topi è stato scelto a causa del suo largo uso nel campo della ricerca. Tecnicamente, ogni regione del cervello può essere mirata per infusione, ma qui useremo il giro dentato dell'ippocampo, come l'obiettivo di illustrare la tecnica.

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Protocollo

Nota: Per tutti sperimentazione animale, istituzionale e le linee guida nazionali per la cura e l'uso di animali da laboratorio sono stati seguiti.

1. Preparare Strumenti chirurgici e soluzioni per la chirurgia

  1. Autoclavare tutti gli strumenti chirurgici in acciaio inox.
  2. Preparare 70% di etanolo diluendo 200 prova etanolo assoluto con grado molecolare acqua distillata deionizzata sterile.
  3. Attaccare l'ago G 29 alla siringa Hamilton. Pulire l'interno della siringa Hamilton e l'ago attraverso l'elaborazione e l'acqua espulsione Nanopure ripetutamente per 1 min. Ripetere questa procedura con il 70% di etanolo.
    1. Rimuovere il pistone e l'ago dalla siringa Hamilton. Asciugare le parti in una cappa O / N a flusso laminare.
    2. Irradiare l'ago e la siringa con la luce ultravioletta per 30 minuti prima dell'uso.
  4. Preparare la soluzione salina sciogliendo NaCl in acqua grado molecolare ad un peso finale di concentrazione in volume del 0,9%. SteriliZE la soluzione filtrandola attraverso 0,2 micron filtro pori.

2. Preparare oligomerica Ap 1-42

  1. Monomerize e risospendere ricombinante umana Ap 1-42 in DMSO a 5 mM esattamente come descritto nella pubblicazione di Fa 'altri 13.
  2. Diluire 5mM Ap 1-42 con sterile (1x) PBS a 100 micron per il giorno prima dell'intervento.
  3. Mescolare bene la soluzione per triturazione.
  4. Incubare Ap soluzione 1-42 per 12 ore a 4 ° C.
    Nota: Le soluzioni di controllo come la diluizione DMSO in PBS o strapazzate / retromarcia Ap 1-42 peptide dovrebbe essere preparato allo stesso modo di Ap 1-42.

3. Determinare coordinate iniezione

  1. Utilizzare i adulto atlante del cervello mouse per determinare l'esatta antero-posteriore (AP), medio-laterale (ML), e dorso-ventrale (DV) coordina per la regione del cervello di interessi 14.
    Note: per illustrare la tecnica abbiamo scelto il giro dentato dell'ippocampo, come l'obiettivo con le seguenti coordinate dal bregma: AP, -2.00 mm; ML, ± 1,3 millimetri; DV, -2.2 mm. Il segno negativo che precede il valore AP indica che 2,00 mm posteriormente del bregma. Il segno che precede il valore ± ML indica la direzione a destra ea sinistra dal centro. Infine, il segno negativo che precede la DV indica si sta muovendo ventralmente dalla superficie del cervello.

4. stereotassico Impostazione cornice

  1. Indossare una maschera chirurgica faccia, camice da laboratorio pulito, e guanti chirurgici sterili.
  2. Pulire strumento stereotassico e l'adattatore di mouse con il 70% di etanolo.
  3. Adagiare sterile telo chirurgico sul bancone.
  4. Posizionare lo strumento stereotassico con adattatore mouse sulla parte superiore del telo chirurgico sterile.
  5. Pulire il rilievo di riscaldamento di mouse con il 70% di etanolo. Posizionare il pad riscaldamento sopra il letto telaio stereotassico. Utilizzare labora general purposetory nastro con etichette su nastro lungo la piastra elettrica sul letto adattatore del mouse.
    1. Fissare la piastra elettrica alla pompa ricircolatore acqua calda secondo le istruzioni del produttore.
    2. Accendere la pompa ricircolatore acqua calda e impostare la temperatura a 37 ° C, e poi attendere fino a raggiungere la temperatura.
  6. Fissare la siringa da 50 microlitri Hamilton con un ago G 29 sul telaio stereotassico avvitandolo sull'albero iniezione verticale motorizzato secondo le istruzioni del produttore.
  7. Accendere lo sterilizzatore tallone e attendere fino a raggiungere la temperatura preimpostata del produttore.
    Nota: Questo è usato per la sterilizzazione degli strumenti in acciaio inossidabile tra animali. Prende strumenti 20 sec di contatto con i granuli di sterilizzazione.
  8. Accendere piastra calda e impostarlo a 42 ° C e posizionare una gabbia vuota pulito in cima.
  9. Mentre la siringa Hamilton è fissato sul telaio stereotassico utilizzare il stereotassica i motorizzatonjector di elaborare la soluzione Ap 1-42.
    Nota: Elaborare più di 4 ml di soluzione nella siringa e quindi utilizzare l'iniettore stereotassica per impostare il volume d'iniezione. Azionare l'iniettore secondo le istruzioni del produttore.

5. Preparazione degli animali

  1. Determinare il peso del mouse usando la scala pesare.
  2. Anestetizzare mouse con ketamina / xilazina cocktail a 100 mg / kg ketamina e 10 mg / kg xilazina iniettando per via intraperitoneale (IP). Monitorare la profondità dell'anestesia dalla perdita di pinch toe reflex.
  3. Dopo che il mouse è sedato prendere il tagliatore di capelli e radersi la testa per esporre la pelle sopra il cranio.
  4. Posizionare il mouse sulla parte superiore del pad riscaldamento sulla cima del letto stereotassico.
  5. Utilizzare la spatola per aprire la bocca e posizionare i denti incisivi dentro la guardia denti. Fissare il revolver sulla faccia del mouse. Fissare con delicatezza e non troppo stretto.
  6. PosiTion traverse orecchio bilaterali in meato uditivo per fissare la testa. Spostare ogni traversina fino a raggiungere il cranio, e poi girare la vite per bloccarlo.
    1. Per assicurarsi che la testa è assicurato usa il dito indice per spingere delicatamente sulla testa. Se la testa è correttamente protetto, non darà fuori o muoversi quando viene premuto.
  7. Applicare una goccia di crema per gli occhi o collirio per gli occhi per mantenerli umidi. Assicurarsi che gli occhi sono umidi durante tutta la procedura chirurgica.
  8. Per disinfettare il sito chirurgico utilizzare tamponi di cotone sterili per applicare la soluzione betadine per la pelle sopra il cranio, seguito dal 70% di etanolo. Eseguire la betadine alternata e il 70% di pulizia 2 volte etanolo.

6. Chirurgia e Infusion

  1. Utilizzare un bisturi per fare un'incisione 2-3 mm sulla linea mediana del cuoio capelluto, e quindi utilizzare un dritto forbici multa di estendere la linea di incisione di 1,0-1,5 cm per esporre la sutura sagittale, bregma e lambda del cranio, punto di riferimentos che le coordinate stereotassica si basano su. Utilizzare micro pinze per mantenere la pelle a parte.
    Nota: Le posizioni bregma e lambda sono spiegati nel topo cervello atlante "Il cervello di topo in stereotassico coordinate" 14.
  2. Prendete un batuffolo di cotone, immergerlo in soluzione salina sterile, e usarlo per pulire il cranio. Quindi, utilizzare un tampone di cotone pulito e asciutto per asciugare il cranio.
  3. Utilizzare una penna a punta fine sterile per segnare un punto sulla bregma. Utilizzare il micromanipolatore stereotassica per posizionare la siringa Hamilton modo che la punta dell'ago tocca appena il punto sulla bregma.
    1. Registra la coordinata DV.
    2. Per verificare se l'asse AP del cranio è livello di spostare la siringa Hamilton posteriormente in modo che la punta dell'ago tocca il punto lambda.
    3. Registrare la posizione di DV. Assicurarsi che coordina il DV per bregma e lambda sono entro 0,5 mm.
      Nota: L'obiettivo è di ridurre al minimo la differenza tra il DV bregma e lambda.
  4. Usaliicromanipulator per tornare alla punta siringa Hamilton torna al punto bregma.
  5. Registrare la posizione di partenza di AP.
  6. Calcolare la posizione di AP fine sottraendo 2,00 millimetri dalla AP partire coordinate.
  7. Utilizzare il micromanipolatore per riposizionare l'ago della siringa Hamilton alla finale AP coordinate.
  8. Registra la coordinata corrente ML.
  9. Calcolare sinistra e destra termina ML coordinate aggiungendo o sottraendo 1,3 millimetri dalla partire ML coordinate.
  10. Utilizzare il micromanipolatore per spostare l'ago della siringa Hamilton sia coordinata ML finale.
    1. Toccare la punta dell'ago sulla superficie del cranio su entrambi terminano coordinate ML e registrare le coordinate DV e assicurarsi che i valori sono entro 0,5 mm.
      Nota: L'obiettivo è di ridurre al minimo la differenza DV tra i due termina coordinate ML.
    2. Mentre a un finale coordinata tirare l'ago su 0,5-1 cm sopra il cranio. Prendete una penna a punta fine sterile per segnare un punto su the superficie del cranio. Ripetere questa operazione per il lato controlaterale del cranio.
  11. Ruotare la siringa Hamilton chiara fuori strada.
  12. Fissare 0,8 millimetri testa di perforazione per il trapano. Prendere il trapano con entrambe le mani, impostare gomiti sulla superficie del tavolo per la stabilità, e posizione leggermente la testa di perforazione sopra il punto sharpie sulla sinistra o destra ML coordinate. Attivare il trapano, abbassare la punta della fresa sulla superficie del cranio di introdurre un foro nel cranio. Ripetere questa operazione per il lato controlaterale.
    Nota: Alcuni sanguinamento può avvenire dai fori di nuova introduzione. Se c'è sanguinamento quindi utilizzare un batuffolo di cotone pulito e asciutto per tamponare il sangue.
  13. Spostare la siringa Hamilton di nuovo in posizione su uno dei due fori ML di nuova introduzione. Abbassare l'ago Hamilton appena passato il cranio. A questo punto fare attenzione a non forare il cervello. Per assicurarsi che l'ago è passato il cranio prendere il dito indice e spingere delicatamente l'ago contro il cranio per fare sure l'ago non uscire dal buco.
  14. Registra la coordinata DV partenza.
  15. Calcola la coordinata DV fine sottraendo 2,2 millimetri dal DV partire coordinate.
  16. Abbassare l'ago verso il DV fine di coordinate.
  17. Attivare la pompa iniettore stereotassica per pompare 4 ml di Ap 1-42 nel giro dentato ad una velocità di 0,5 ml / min.
  18. Quando l'infusione è completo lasciare l'ago rimanga in vigore per un ulteriore 1 min per ridurre al minimo il riflusso di soluzione fuori del sito di iniezione.
  19. Spostare l'ago verso l'altro lato del cervello e ripetere i passaggi 6,13-6,18.

7. Rimozione animali e Cura postoperatoria

  1. Allentare le barre orecchio e guardia faccia / naso. Rimuovere il mouse dall'apparecchio.
  2. Utilizzare uno studente pinza modello standard per tirare chiudere il cuoio capelluto e quindi sigillare la ferita con sutura.
  3. Iniettare 1 ml di soluzione salina sterile nel mouse tramite IP per l'idratazione.
  4. Ingetto buprenorfina (0,1 mg / kg) per via sottocutanea per alleviare il dolore.
  5. Mantenere il mouse nella gabbia vuota pulito sulla cima di 42 ° C piastra fino a quando non si sveglia, per poi tornare alla sua gabbia alloggiamento con abbondante acqua e cibo.
  6. Somministrare buprenorfina per via sottocutanea ogni 12 ore per 3 giorni per alleviare il dolore.

8. sutura rimozione

  1. Anestetizzare il mouse con ketamina / xylazina cocktail a 100 mg / kg di ketamina e 10 mg / kg xlyazine da IP. Nota: Questo viene fatto 7-10 giorni dopo l'intervento chirurgico.
  2. Utilizzare uno studente pinza modello standard e diritte forbici sottili per rimuovere la sutura.
  3. Iniettare 1 ml di soluzione salina sterile nel mouse tramite IP per l'idratazione.
  4. Mantenere il mouse in una gabbia vuota pulito sulla cima di 42 ° C piastra fino a quando non si sveglia, e poi tornare alla sua gabbia alloggiamento con abbondante acqua e cibo.

9. Animal sacrificio e Tissue Processing

  1. Anestetizzare il mouse e perfuse con 4% paraformaldeide 15, rimuovere il cervello, ed elaborare per criosezionamento 16.
    Nota: I tempi di sacrificio animale dipende sperimentatore. Tuttavia, per i nostri studi abbiamo scelto 7 e 14 giorni dopo l'intervento chirurgico.

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Risultati

L'attuale metodo di preparazione umana ricombinante oligomeric Ap 1-42 produce specie oligomeriche solubili costituiti da monomeri, dimeri, trimeri e tetrameri (Figura 1A). Questi a basso peso molecolare Ap 1-42 specie, ma non le fibrille e placche, sono state esposte in numerose impostazioni per essere più tossico per i neuroni 1,4,9,17-19. Per determinare se oligomerica Ap 1-42 induce la morte dei neuroni nel cervello di topo Ap 1-42 (4 ml di ...

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Discussione

Per ottenere un successo Ap 1-42 iniezione lo sperimentatore o chirurgo deve: 1) utilizzare una tecnica asettica; 2) identificare correttamente la regione del cervello di interessi con coordinate precise; 3) essere in grado di rendere sicure le mouse nella telaio stereotassico con il cervello livellato sull'asse AP e ML; 4) avere la capacità di operare il micromanipolatore con precisione; 5) assicurare una corretta assistenza post-operatoria. Osservando tali passaggi chiave il mouse dovrebbe sopravvivere ...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institute of Neurological Disorder and Stroke concedere NS081333 (CMT), Alzheimer sovvenzione dell'Associazione NIRG-10-171.721 e Istituto Nazionale di Salute Mentale concessione MH096702 (UH), e National Institute on Aging, finanziato la ricerca sulle malattie di Alzheimer Center presso la Columbia University di sovvenzione pilota AG008702 (a YYJ e JB).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Ketamina HCl (100 mg/ml)Henry Schein Medical1049007100 mg di ketamina per 1 kg di
xilazina animale (20 mg/ml)Henry Schein Medicalnon disponibile10 mg di xilazina per 1 kg di
buprenex (0,3 mg/ml)Henry Schein Medical12177930,1 mg di buprenex per 1 kg di
A&beta animale; 1-42David Teplow/UCLAnon disponibile100 μ M; Questa amiloide è stata utilizzata nell'articolo
Aβ 1-42BachemH-1368Può essere utilizzato al posto dell'amiloide dal laboratorio Teplow
Aβ 1-42American Peptide62-0-80BPuò essere utilizzato al posto dell'amiloide proveniente dal laboratorio Teplow
Scrambled Aβ 1-42American Peptide62-0-46BPuò essere utilizzato come peptide di controllo per confrontare Aβ 1-42
Anticorpo NU4 (anticorpo amiloide oligomerico)Dono di William Klein/Northwestern U.non disponibileDiluizione 1:2.000
Anticorpo oligomerico anti-amiloide  (Coniglio policlonale)EMD MilliporeAB9234Può essere utilizzato al posto di Nu4; deve essere testato dall'utente finale
6E10 Anticorpo (topo monoclonale) (anticorpo amiloide)Biolegendsig-39320Diluizione 1:1.000
Anticorpo ChAT (capra policlonale)MilliporeAB144PDiluizione 1:100
DeadEnd Sistema TUNEL fluorimetricoPromegaG3250Seguire le indicazioni del produttore per utilizzare
il reagente antisbiadimento Prolong Gold con DAPIInvitrogenP36935Utilizzare quando si scivolano i vetrini
FluorogoldFluorochrome, LLCnon disponibilesoluzione al 2%
Etanolo assoluto (200 proof)Fisher ScientificBP2818-4Per produrre etanolo al 70% per la sanificazione e la disinfezione del
gel di tricina Novex 10-20%Life TechnologiesEC6625BOXPer separare Aβ 1-42
Novex Tricine SDS Running Buffer (10X)Life TechnologiesLC1675Per l'esecuzione di gel di tricina al 10-20% Tampone
di trasferimento Novex Tris-glicina (25X)Life TechnologiesLC3675Per il trasferimento di gel di tricina al 10-20% SuperSignal
Western Blot EnhancerThermo Scientific46640Per migliorare Aβ segnale 1-42; seguire il protocollo del produttore
Protran BA79 Membrana per tamponamento alla nitrocellulosa, 0,1 μ mGE Healthcare Life Sciences10402088Per il trasferimento del 10-20% di gel di tricina
Xcell SureLock Mini-CellLife TechnologiesEI0001Elettroforesi aparato per l'esecuzione di gel di tricina al 10-20%
GenTeal Lubricant Eye GelNovartisnon disponibilePer mantenere gli occhi del topo umidi durante l'intervento chirurgico; può essere trovato nei negozi di farmacia locale
 
[header]
Refresh Optive Lubrificante CollirioAllergannon disponibilePer mantenere umidi gli occhi del topo durante l'intervento chirurgico; può essere trovato nelle farmacie locali; Può essere utilizzato al posto di GenTeal
BetadineStoelting50998Per igienizzare e disinfettare
la spatola rotonda/conica.VWR82027-490Per l'apertura della bocca di un animale
Bulldog Serrefines Clamps (Dim. ganascia 9X1,6 mm; Lunghezza 28 mm)Strumenti per le scienze fini18050-28Opzionale; Per tenere la pelle del cuoio capelluto separata durante l'iniezione
Forbici dritte e fini (tagliente 25 mm; Lunghezza 11,5 cm)Fine Science Tools14060-11Per tagliare il cuoio capelluto
#3 Manico per bisturiFine Science Tools10003-12
#11 Lama chirurgicaFine Science Tools10011-00Per eseguire l'incisione del cuoio capelluto
Student Standard Pattern Forcep (Tip Dims. 2,5x1,5 mm; Lunghezza 11,5 cm)Fine Science Tools91100-12Per tenere chiuso il cuoio capelluto durante la sutura
Kit combinato rifinitoreKentScientific CL9990-1201Per la rasatura dei capelli
T/Pump Ricircolatore d'acqua calda Kent Scientific TP-700Per riscaldare l'animale durante l'intervento chirurgico
Tappetino da guerra riutilizzabile (5" x 10")Kent Scientific TPZ-0510FEAPer collegarlo al ricircolo dell'acqua calda T/Pump per riscaldare l'animale durante l'intervento chirurgico
Micro trapano a batteriaStoelting58610Utilizzare frese in acciaio da 0,8 mm per praticare fori nel cranio
Strumento stereotassico standard da laboratorio con mouse e Adattatore per ratto neonataleStoelting51615
Solo per lo strumento stereotassico del topoStoelting51730Può usarlo al posto di Stoelting Cat. #51615
Quintessential Stereotassico IniettoreStoelting53311
Sterilizzatore per perline di vetro seccoStoelting50287Per la sterilizzazione di strumenti in acciaio inossidabile
Telo chirurgico sterile (18 "x 26")Stoelting50981
Hamilton Siringa 50 ml, modello 705 RN SYR, NDLHamilton Company7637-01Per iniezione cerebrale; utilizzare siringhe diverse per soluzioni diverse
29 G Ago, mozzo piccolo RN NDLHamilton Company7803-06Per il collegamento alla siringa Hamilton per iniezione cerebrale
1 ml BD Siringhe per tubercolinaVWRBD309659Per la somministrazione di anestesia e soluzione salina
Ago da 30 g (0,5")VWRBD305106Per la somministrazione di anestesia e soluzione salina
Bilancia elettronica portatile serie CS (Ohaus)VWR65500-202Per pesare gli animali per determinare la dose di anestesia
Piastra riscaldante (Dim. piastra superiore 7,25x7,25 pollici)VWR47751-148Per il riscaldamento degli animali dopo l'intervento chirurgico
Sutura in seta di seta Sofsilk Taglio C-1 3/8, 12 mmCovidienS1173Per la chiusura della ferita
Vetbond Adesivo tissutale (3M)Santa Cruz Biotechnologysc-361931Opzionale: per facilitare la chiusura della ferita; Utilizzare con sutura.
Applicatori sterili con stelo in legno con punta in cotoneFisher scientific22-029-488Per la pulizia e l'asciugatura di ferite chirurgiche
Fisherbrand Superfrost Plus Vetrini per microscopioFisher Scientific 12-550-15Per la raccolta di sezioni cerebrali
VWR Micro Cover Glass 24 X 50 mmVWR48393241Per il montaggio di vetrini per microscopio
Thermo Scientific Nalgene Filtro per siringa 0,2 μ mFisher Scientific194-2520Per la sterilizzazione della soluzione salina
Marcatori cutanei sterili a doppia punta di Viscot MedicalMedlineVIS1422SRL91Per la marcatura delle coordinate sul cranio

Riferimenti

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