La capacità di modellare le infezioni del tratto urinario (UTI) è fondamentale per essere in grado di comprendere la patogenesi batterica e generare lo sviluppo di nuove terapie. L'obiettivo di questo lavoro è dimostrare modelli murini di UTI sperimentali e UTI associate a catetere che ricapitolano e predicono i risultati osservati negli esseri umani.
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Articolo metodologico
Istituzione e caratterizzazione di UTI e CAUTI in un modello murino
In questo articolo
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Sommario
Abstract
Infezioni del tratto urinario (UTI) sono altamente prevalenti, una causa importante di morbilità e sono sempre più resistenti al trattamento con antibiotici. Le femmine sono sproporzionatamente afflitti da UTI: il 50% di tutte le donne avranno un UTI nella vita. Inoltre, il 20-40% di queste donne che hanno un primo UTI subirà una ricorrenza con qualche sofferenza recidive frequenti con un grave deterioramento della qualità della vita, il dolore e il disagio, interruzione delle attività quotidiane, l'aumento dei costi sanitari, e poche opzioni di trattamento diverso di profilassi antibiotica a lungo termine. Uropatogeni Escherichia coli (UPEC) è l'agente eziologico principale di acquisita in comunità UTI. Catetere-associata UTI (CAUTI) è la più comune infezione acquisita in ospedale pari a un milione di eventi negli Stati Uniti ogni anno e costi sanitari drammatici. Mentre UPEC è anche la causa primaria di CAUTI, altri agenti causali sono di maggiore importanza tra cui Enterococcusfaecalis. Qui utilizziamo due modelli murini consolidate che ricapitolano molte delle caratteristiche cliniche di queste malattie umane. Per UTI, un modello C3H / nubilato ricapitola molte delle caratteristiche di virulenza UPEC osservati negli esseri umani, tra cui le risposte di accoglienza, formazione e IBC filamentazione. Per CAUTI, un modello con topi C57BL / 6, che mantengono gli impianti vescica catetere, ha dimostrato di essere sensibili a E. faecalis infezione della vescica. Questi modelli rappresentativi vengono utilizzati per ottenere sorprendenti nuove informazioni sulla patogenesi della malattia UTI, che sta portando allo sviluppo di nuove terapie e strategie di gestione e di prevenzione.
Introduzione
Infezioni del tratto urinario (UTI) sono una delle più comuni infezioni batteriche e possono essere suddivisi in due categorie a seconda del meccanismo di acquisizione, comunità e nosocomiali acquisita UTI. IVU si verificano spesso nelle donne e negli studi altrimenti sane acquisita in comunità hanno dimostrato che circa il 50% delle donne avranno almeno un UTI nella vita 1. Inoltre, la recidiva è un grave problema. Una donna che ha una infezione acuta iniziale ha una probabilità del 25-40% di avere una seconda infezione entro sei mesi, nonostante adeguato trattamento antibiotico e molte donne continuano ad avere recidive frequenti 2. I batteri ....
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Protocollo
Affermazione Etica: Il Comitato Washington University Animal Studies approvato tutte le infezioni del mouse e procedure nell'ambito del numero di protocollo 20120216, che è stato approvato 2013/01/11 e 2016/01/11 scade. Cura generale degli animali era in linea con la guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio da parte del Consiglio Nazionale delle Ricerche e la cura Resource Guide USDA animale. Eutanasia procedure sono in linea con le "linee guida AVMA per l'eutanasia degli animali edizione 2013".
1. UPEC UTI protocollo, inoculazione Ago Preparazione (Figura S1)
- Togliere il tappo del G 30 ago. Infilare circ....
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Risultati
I modelli intravescicali di semplice e catetere IVU associate forniscono piattaforme flessibili per chiarire i meccanismi molecolari della patogenesi batterica, l'impatto di queste malattie sulla tessuto ospite, e lo sviluppo e la sperimentazione di nuovi approcci per gestire queste infezioni comuni e costosi. A seconda del ceppo di topi e patogeno, inoculazione intravesical può essere usato per studiare le interazioni ospite-patogeno per chiarire fattori necessari per avviare o modulante acuta (Figura 1
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Discussione
Comunità Semplice acquisito UTI è un'infezione comune e costosa contabilità per diversi milioni di visite di assistenza primaria ogni anno 46. Inoltre, Cautis sono un sanitario comune infezione acquisita che è diventato estremamente oneroso per gli operatori sanitari, come i Centri di Medicare e Medicaid Services non rimborsa i fornitori per il costo aggiunto di trattamento risultante dall'ospedale acquisito CAUTI 45. I modelli murini di UTI, sia cistite non complicata e CAUTI, descritti in.......
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Dichiarazioni
Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.
Ringraziamenti
Il finanziamento per questo lavoro è stato fornito da ORWH SCOR P50 DK064540, RO1 DK 051.406, RO1 AI 108749-01, F32 DK 101.171, e F32 DK 104516-01.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Materiale per la preparazione del catetere e dell'ago: | |||
| aghi da 30 G | Precision Glide | 305106 | 30 G x ½ (0,3 mm x 13 mm) |
| Tubo in polietilene PE10 | BD | 427400 | Diametro interno -0,011 pollici (0,28 mm); diametro esterno – 0,024 pollici (0,61 mm) |
| RenaSIL 025 tubo in silicone polimerizzato al platino | Braintree Scientific, Inc | SIL 025 | diametro interno-0,012 x diametro esterno 0,025, bobina |
| Materiale per infezioni: | |||
| Isoflourane – Isothesia | Butler Schein | 29405 | |
| Barattolo dritto in vetro trasparente | Kimble Chase | 5413289V 21 | |
| Infusore per tè in acciaio inossidabile | Schefs-Amazon | Premium Infusore per tè sfuso di Schefs - Acciaio inossidabile - Grande capacità - | |
| Batuffoli di cotone non sterili | Fisherbrand | 22-456-880 | |
| Tubi Falcon da 50 ml | VWR | 89039-660 | |
| Isotec 3 -vaporizzatore | Ohmeda | 1224478 | |
| Ear punch | Fisher Scientific | 13-812-201 | (quando necessario) |
| Soluzione Betadine | Soluzione Betadine | 10% Povidie-iodio soluzione topica | |
| Q-tips | Fisher Scientific | 22-037-924 | |
| Pannolini 6 pollici per banco | Fisherbrand | 14206 63 | Sottocuscinetti assorbenti (20" X36" tappetini) |
| Lubrificante chirurgico | Surgilube | 0281-0205-36 | |
| Forbice da dissezione | Strumenti per scienze fini, INC | 14084-08 | |
| Forcipe Micro-Adson | Strumenti per scienze fini, INC | 11018-12 | |
| Siringa da 1 ml | BD | 309659 | Punta antiscivolo per tubercolina |
| Parafilm | Bemis | PM996 | 4 pollici x 125 piedi |
| Eppendorf rack | Fisherbrand | 05-541-1 | |
| Provette Eppendorf | MIDSCI | AVX-T-17-C | |
| Cateteri per prelievo, vesciche e reni: | |||
| Omogeneizzatore | PRO Scientific INC | Bio-Gen Pro 200 | |
| Tubo da 5 ml in polipropilene a fondo tondo | BD | 352063 | per omogeneizzazione di organi |
| Asciugamano di carta | Georgia-Pacific | ||
| Etanolo | Pharmco-AAPER | 11100020S | 200 proof |
| Costar™ Piastre in polistirene trasparente a 96 pozzetti | Corning | 3788 | |
| 1x soluzione salina di sodio fosfato | Sigma-Aldrich | P3813 | |
| BRANSONIC Pulitore ad ultrasuoni 1210 | Branson Ultrasonics Corporation | 1210 | |
| IBC materiali: | |||
| piastra di prova per coltura tissutale a 6 pozzetti | Techno Plastic Products | 92006 | |
| Pins | Fine Science Tools | 26002-20 | |
| Sylgard 184 | Dow Corning | 3097358-1004 | Kit elastomero siliconico |
| X-gal (5-bromo-4-cloro-3-indolil-b-D-galattoside) | Invitrogen | 15520-034 | Ultrapuro |
| N, N-dimetilformammide | Sigma Aldrich | D4551 | |
| MgCl2 (Cloruro di magnesio) | Sigma Aldrich | M8266 | |
| Desossicolato di sodio | Sigma Aldrich | D6750 | |
| Nonidet-P40 Roche | 11754599001 | Ottilfenolopoli(etilenglicoletere)n | |
| Esacianoferrato di potassio(II) triidrato (K-ferrOcianadro) | Sigma Aldrich | P3289 | |
| Esacianoferrato di potassio(III) (K-ferrIcyanide) | Sigma Aldrich | 60299 | |
Riferimenti
- Foxman, B. Epidemiology of urinary tract infections: incidence, morbidity, and economic costs. Dis Mon. 49, 53-70 (2003).
- Foxman, B., et al. Risk factors for second urinary tract infection among college women. American journal of ....
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Ristampe e permessi
Errata corrige
Formal Correction: Erratum: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model
Posted by JoVE Editors on 8/18/2017. Citeable Link.
An erratum was issued for: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model. The Protocol section has been updated.
The ethics statement has been updated from:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20120216, which was approved 01/11/2013 and expires 01/11/2016. Overall care of the animals was consistent with The guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the “AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.”
to:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20150226, which expires 12/10/2018. Overall care of the animals was consistent with The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the “AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.”
Step 3 has been updated from:
3. Bacterial Inoculation
- Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).
- Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing.
NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder. - Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.
- Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a 32 ounce glass jar containing a tea-infuser ball with cotton balls soaked with 3 ml of isoflurane or vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec).
NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a jar or vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution.
NOTE: If glass jar with tea-ball and/or nose cone with isoflurane-soakd cotton balls are used, the animal must be carefully observed to avoid anesthetic overdose and death. The advantage of using a vaporizer and anesthesia chamber is that it provides controlled isoflurane administration that avoids accidental overdoses. CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation. - Remove the mouse from the jar/vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.
- Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) or 50 ml conical tube with a cotton ball containing a small amount (approximately 1-2 ml) of isoflurane.
- Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.
- Inoculate each mouse with 50 µl of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 µl/sec). Remove the inoculation needle from the mouse.
NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle. - Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.
NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05−0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution’s IACUC.
to:
3. Bacterial Inoculation
- Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).
- Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing.
NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder. - Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.
- Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec).
NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution.
CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation. - Remove the mouse from the vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.
- Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) to maintain anesthetization.
- Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.
- Inoculate each mouse with 50 µl of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 µl/sec). Remove the inoculation needle from the mouse.
NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle. - Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.
NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05−0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution’s IACUC.
