Emodinamica Caratterizzazione di roditori modelli di ipertensione arteriosa polmonare

Sommario

L'ipertensione arteriosa polmonare (PAH) è una malattia delle arteriole polmonari che porta alla loro obliterazione e allo sviluppo di insufficienza ventricolare destra. I modelli di roditori di PAH sono fondamentali per comprendere la fisiopatologia della PAH. Qui dimostriamo la caratterizzazione emodinamica, con cateterismo cardiaco destro ed ecocardiografia, nel topo e nel ratto.

Abstract

L'ipertensione arteriosa polmonare (PAH) è una malattia rara della vascolarizzazione polmonare caratterizzata da apoptosi delle cellule endoteliali, proliferazione della muscolatura liscia e obliterazione delle arteriole polmonari. Ciò a sua volta si traduce in insufficienza ventricolare destra (RV), con morbilità e mortalità significative. I modelli di PAH nei roditori, nel topo e nel ratto, sono importanti per comprendere la fisiopatologia alla base di questa rara malattia. In particolare, diversi modelli di PAH possono essere associati a diversi gradi di ipertensione polmonare, ipertrofia del ventricolo destro e insufficienza del ventricolo destro. Pertanto, una caratterizzazione emodinamica completa di topi e ratti con PAH è fondamentale per determinare gli effetti dei farmaci o delle modificazioni genetiche sulla malattia.

Qui dimostriamo le procedure standard per la valutazione della funzione ventricolare destra e dell'emodinamica in modelli di PAH sia di ratto che di topo. L'ecocardiografia è utile per determinare la funzione del ventricolo destro nei ratti, sebbene ottenere viste standard del ventricolo destro sia difficile nel topo sveglio. L'accesso per il cateterismo cardiaco destro è ottenuto dalla vena giugulare interna nei topi e nei ratti a torace chiuso. Le pressioni possono essere misurate utilizzando tubi in polietilene con un trasduttore di pressione del fluido o un catetere di pressione micromanometrico miniaturizzato. L'analisi dell'ansa pressione-volume può essere eseguita nel torace aperto. Dopo aver ottenuto l'emodinamica, il roditore viene soppresso. Il cuore può essere sezionato per separare la parete libera del ventricolo destro dal ventricolo sinistro (LV) e dal setto, consentendo una valutazione dell'ipertrofia del ventricolo destro utilizzando l'indice di Fulton (RV/(LV+S)). Quindi i campioni possono essere raccolti dal cuore, dai polmoni e da altri tessuti, se necessario.

Introduzione

L'ipertensione arteriosa polmonare (PAH) è una malattia del sistema vascolare polmonare associata a infiltrazione di cellule infiammatorie, la proliferazione della muscolatura liscia e l'apoptosi delle cellule endoteliali. Questi cambiamenti si traducono in obliterazione delle arteriole polmonari, successivamente portando a ventricolo destro (RV) disfunzione e insufficienza cardiaca. Al fine di comprendere la fisiopatologia sottostante PAH e insufficienza RV in PAH, sono stati sviluppati una serie di diversi modelli, tra cui modelli genetici e farmacologici, per lo studio di questa malattia (recensito altrove ^1,2).

Di questi modelli, i più popolari sono indotta da ipossia (Hx) PAH nel topo e la Monocrotalina (MCT) e modelli SU5416-ipossia (SuHx) nel ratto. Nel modello Hx mouse, i topi sono esposti a 4 settimane di ipossia (sia normobariche o ipobarica, corrispondente ad un'altitudine di 18.000 piedi con una FiO2 0,10), con lo sviluppo risultante proliferazione mediale, maggiore RV systpressioni Olic e lo sviluppo di ipertrofia ventricolare ^3. MCT ad una singola dose di 60 mg / kg risultati in lesioni alle cellule endoteliali polmonari attraverso un meccanismo chiaro che poi si traduce nello sviluppo di PAH ^4. SU5416 è un inibitore delle vascolari recettori del fattore di crescita endoteliale (VEGFR) 1 e 2 bloccante, e il trattamento con una singola iniezione sottocutanea di 60 mg / kg seguita da esposizione a ipossia cronica per 3 settimane risultati in ipertensione polmonare permanente con alterazioni patologiche simili a quello visto nella malattia umana, con la formazione di lesioni vascolari obliterante ^5. Negli ultimi anni, sono stati sviluppati diversi modelli di topi transgenici per l'ipertensione polmonare. Questi includono eliminazione diretta e le mutazioni del recettore proteina morfogenetica dell'osso 2 (BMPR2), come BMPR2 mutazioni del gene sono presenti in entrambe le forme familiari e idiopatiche di PAH, eme ossigenasi-1 KO e IL-6 sovraespressione (recensione altrove ^1,2).

Questi diversi modelli di roditori di PH hanno diversi livelli di ipertensione polmonare, ipertrofia ventricolare e insufficienza RV. Mentre i vari modelli di topi transgenici ipossia e si traducono in PAH molto più mite rispetto al modello di ratto o ^1, lo fa consentire la sperimentazione di diverse mutazioni genetiche e dei loro percorsi di segnalazione associate molecolari. Il modello MCT non causare gravi PAH, anche se MCT sembra essere tossico per le cellule endoteliali in diversi tessuti ^4. Il modello SuHx è caratterizzata da modificazioni vascolari più simile a quella vista in PAH idiopatica negli esseri umani, anche se richiede sia esposizione manipolazione e ipossia farmacologica. Inoltre, in tutti questi modelli, ci può essere una disconnessione tra le variazioni istopatologiche, pressione polmonare e funzione ventricolare associati allo sviluppo di PAH. Questo è in contrasto con la malattia umana, in cui vi è solitamente un rapporto proporzionale tra cambiamenti istopatologici, la gravità della pulmonipertensione ary e il grado di insufficienza RV. Quindi, è necessario una caratterizzazione completa di questi modelli di roditori di PH, e implica valutazioni di funzione ventricolare destra (tipicamente mediante ecocardiografia), l'emodinamica (di cateterismo cardiaco) e istopatologia del cuore e dei polmoni (dalla raccolta dei tessuti).

In questo protocollo, si descrivono le tecniche di base utilizzate per la caratterizzazione di modelli emodinamica PAH nel ratto e nel topo. Queste tecniche generali possono essere applicati a qualsiasi studio del ventricolo destro e vasi polmonari e non è limitata a modelli di PAH. Visualizzare il RV mediante ecocardiografia è relativamente semplice nei ratti, ma è più impegnativo nei topi causa delle loro dimensioni e la geometria complessa del RV. Inoltre, alcuni surrogati utilizzati per la funzione RV quantificare, come TAPSE, arteria polmonare (PA) tempo di accelerazione e PA Doppler forma d'onda dentellatura, non sono ben convalidati negli esseri umani e correlano solo debolmente con la valutazione di puipertensione lmonary e funzione ventricolare destra da emodinamica invasiva. Determinazione delle emodinamica RV è meglio farlo con un chiuso del torace, per mantenere gli effetti di una pressione negativa intratoracica con l'ispirazione, anche se aperto cateterizzazione petto con un catetere impedenza per il calcolo di pressione-volume (PV) loop e una caratterizzazione emodinamico più dettagliata . Come con qualsiasi procedura, sviluppando l'esperienza con le procedure è fondamentale per il successo sperimentale.

Protocollo

Tutte le procedure descritte seguono le linee guida per la cura degli animali della Duke University School of Medicine.

1. Prima di iniziare la procedura

Nota: prima di qualsiasi procedura di animali, in modo che l'autorizzazione istituzionale adeguato è stato ottenuto. Come per tutte le procedure, utilizzare appropriate antidolorifici per assicurare che non ci sia la sofferenza degli animali.

1. cateteri a filo con soluzione salina sterile eparinizzata (100 U / ml) per garantire la pervietà. Segnare un punto dalla punta del catetere equivalente alla lunghezza dal cuore alla metà del collo (circa 4 cm per ratti e 2 cm per topi).
2. Anestetizzare il mouse o ratti. Scelte di anestetico includono isoflurano (induzione 3-4%, manutenzione 1,5% miscelati con 100% di ossigeno), ketamina / xilazina (80-120 / 10 mg / kg) e pentobarbital (40-80 mg / kg) ^6.
   1. Ad esempio, con ketamina: xilazina (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP per topi e 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP per i ratti), una dose singola dura per 20-50 min dell'anestesia. Per l'ecocardiografia, anestetizzare il mouse o ratto con isoflurano (3-4% per l'induzione e il 1,5% per la manutenzione). Valutare profondità dell'anestesia pizzicando il roditore nell'area chirurgica per confermare che i riflessi di astinenza sono assenti. Usare pomata veterinario occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia.
      Nota: diversi agenti anestetici possono essere utilizzate per ottenere risultati affidabili con un uso corretto e ottimizzazione (recensione altrove ^6). La nostra preferenza per cateterizzazione è quello di utilizzare la ketamina: xylazina. Il sovradosaggio con ketamina / xylazina può profondamente diminuire la frequenza cardiaca e la funzione cardiaca, quindi è fondamentale per mantenere la temperatura adeguata e controllo respiratorio. Per mantenere la frequenza cardiaca (> 400 / min) nei topi, abbiamo abitualmente eseguiamo vagotomia bilaterale. La quantità di ketamina / xylazina qui sarà tipicamente ultimi 20-30 minuti, il che è sufficiente per eseguire sia aperto o chiuso del torace cuore cateterizzazione seguito daeutanasia dell'animale.
3. Preparare il ratto / topo per la procedura chirurgica (Figura 1).
   1. Accorciare il pelo dal petto (per consentire l'ecocardiografia) e dalla regione chirurgica, nel collo di destra.
   2. Scrub le regioni chirurgici rasato con una spazzata circolare dal centro verso l'esterno utilizzando betadine, seguita da pulizia con un tampone imbevuto di alcool al 70%.
   3. Posto l'animale su una piattaforma chirurgica con un tampone di riscaldamento sotto. Impostare il livello di riscaldamento per mantenere una temperatura corporea di 37-37,5 ° C. Monitorare la temperatura corporea con una sonda rettale. L'ipotermia può portare a significativi bradicardia e ipertermia risultati in tachicardia significativo.

2. L'ecocardiografia

Nota: Una descrizione completa del roditore ecocardiografia è descritto altrove ^7. Per il mouse, prima dell'anestesia, le immagini possono essere ottenuti sulla sveglio, animali trattenuto manualmente. Per il ratto,anestesia prima di ecocardiografia è preferito come ratti sono troppo grandi per essere trattenuto manualmente durante la veglia).

1. Parasternale asse lungo (plax) Vista.
   1. Posto l'animale in posizione supina sulla piattaforma o frenare manualmente.
   2. Selezionare la modalità B per proiettare un'immagine dal vivo 2D.
   3. Allineare il trasduttore ad ultrasuoni con una frequenza di 40 MHz per mouse o 25 MHz per Rats alla linea parasternale sinistra, e quindi ruotare il trasduttore antiorario 30 ° con l'indicatore della sonda indica la direzione caudale (05:00-11:00 posizione di linea) . Angle il trasduttore leggermente (oscillazione lungo l'asse corto del trasduttore nello stesso piano tomografico) per ottenere una vista camera piena LV nel centro dello schermo.
   4. Individuare e visualizzare queste strutture anatomiche (Figura 2A): il lume del ventricolo sinistro (LV); setto interventricolare (IVS); lume del ventricolo destro (RV); Dell'aorta ascendente (AO); e sinistra dell'atrio (LA).
   5. Passa alla modalità M, una volta queste strutture di cui sopra sono chiaramente visualizzate. Posizionare la linea dell'indicatore attraverso la parte più larga del lume LV utilizzando AO come punto di riferimento e anche rendere la menzogna profondità concentrarsi nel centro di LV Sezione (Figura 2B). Effettuare misurazioni simili RV cambiando angolazione del trasduttore e ottenere misurazioni M Mode.
   6. Utilizzare negozio cine per creare un ciclo di video per registrare i dati per la misura in linea (dimensione della camera LV, FS e LV spessore della parete).
   7. Ottenere un tracciato doppler del deflusso aortica in modalità Doppler PW posizionando il cursore PW nell'aorta e registrazione (Figura 2C).
2. Parasternale asse corto View (PSAX) a livello aortica.
   1. Passa alla modalità B.
   2. Ruotare il trasduttore 90 ° in senso orario dal parasternale asse lungo per ottenere l'asse corto parasternale (Figura 3). Spostare e l'angolo il trasduttore verso il cranio per identify vista in sezione trasversale della valvola aortica.
   3. Identificare il tratto di efflusso del ventricolo destro (RVOT) come una struttura a forma di mezzaluna localizzato in alto a destra per l'aorta, è proseguita con lembi della valvola polmonare e l'arteria polmonare.
   4. Tenere ferma nella stessa posizione manualmente. Passa alla modalità Doppler PW.
      Nota: Una piattaforma ferroviaria per tenere il roditore e sonda può essere utilizzata per ridurre al minimo il movimento e la variazione in posizione trasduttore.
   5. Posizionare prossimale volume del campione al livello della valvola polmonare nel centro del tratto di efflusso ventricolare e quindi posizionare il cursore parallelo alla direzione del flusso sanguigno attraverso il vaso (Figura 3B).
      Nota: È importante regolare l'angolo di campionamento alla direzione del flusso di sangue o utilizzare il software ultrasuoni per correggere una variazione dell'angolo. Senza correzione, l'angolo massimo al recipiente è di 30 °, che corrisponde a ~ 15% sottostima della velocità.
   6. Adjust scala (la velocità del flusso di sangue) come necessario per ottenere una "buona" involucro Doppler, che ha bordi bianchi e una cavità interna che indica il flusso sanguigno laminare scuro (Figura 3C). Registrare il tracciato Doppler.
      Nota: Una busta Doppler "cattivo" non può contenere bordi bianchi sufficienti e di una cavità scura.
   7. Se cateterizzazione non viene eseguita in questo frangente, consentire il roditore di recuperare se è stata utilizzata l'anestesia. Non lasciare il roditore incustodita fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale e non restituirlo alla compagnia di altri animali finché non è completamente recuperato. Se si esegue il cateterismo, passare alla sezione 3.

3. Fare Cuore Catheterization

1. approccio chiuso toracica per la misurazione della pressione RV
   1. Impostare:
      1. Collegare il trasduttore di pressione al canale di ingresso 1. Nel software, impostare il canale 1 per la pressione e channEL 2 per la frequenza cardiaca.
      2. Per convertire le unità di mmHg, registrare la traccia di riferimento, effettuare una calibrazione della pressione manualmente utilizzando un manometro (se si utilizza un trasduttore di pressione sanguigna e tubi PE). Poi eseguire la conversione di unità sotto il canale 1.
      3. Per impostare la frequenza cardiaca, disattivare l'ingresso del canale 2. Selezionare le misurazioni cicliche sotto il canale 2 e scegliere il canale 1 per l'origine e la velocità per la misura.
   2. Posizionare il mouse / topo sotto un microscopio dissezione con la messa a fuoco in profondità e un ingrandimento di 5x.
   3. Incidere la pelle dalla mandibola allo sterno (figura 1). Mettere un paio di divaricatori per ogni lato dell'incisione per esporre completamente la zona cervicale.
   4. Senza mezzi termini sezionare per separare le ghiandole salivari per esporre la giusta vena giugulare esterna con pinze punta fine smussato (Figura 4A, B).
   5. isolare accuratamente destra vena giugulare esterna dal tessuto connettivo circostante.
   6. Inserite due pezzi di sutura di seta (4-0 per i ratti, 6-0 per i topi) sotto la giusta vena giugulare esterna, legare la vena distale (il più vicino alla mandibola il più possibile), e poi un nodo sciolto prossimale ( Figura 4C).
   7. Utilizzare iris forbici per fare un piccolo (taglio) prossimale "nick" al nodo legato distale.
   8. Tenere il catetere con una pinza e inserire il catetere nel taglio della vena, e poi stringere il nodo prossimale.
      Nota: Usiamo solitamente polietilene (PE) -10 tubo (~ 2 dimensioni Fr) per topi e PE-50 (~ 3 Fr dimensioni) per i ratti, che è collegato al trasduttore di pressione normale attraverso un ago G 31 G o 21 e calibrata. Segnare il catetere con un pennarello ad una lunghezza corrispondente all'incirca posizionamento della punta nel ventricolo destro. In alternativa al tubo PE, un catetere micromanometro può essere utilizzato. Delicatamente tirando il nodo distale può contribuire a introdurre il catetere.
   9. Spingere delicatamente il catetere nel cuore destro e il monitorla profondità di avanzamento secondo il contrassegno. Monitorare la traccia pressione nel software per verificare la posizione del catetere e identificare la pressione RV (Figura 5).
   10. Tenere il catetere immobile e raccogliere i dati (dati a ginocchiera registrazione accanto al pulsante di avvio) per 2 minuti.
   11. Procedere alla raccolta del campione (sezione 4).
2. Approccio open-petto per l'analisi del ciclo RV PV.
   Nota: analisi di circuiti PV del ventricolo destro non può essere eseguita con un approccio chiuso torace dovuto alla rigidità del catetere conduttanza, che non passa dalla SVC alla RA. Commercio cateteri conduttanza disponibili sono progettate per l'analisi del ciclo di LV PV.
   1. Nel software impostare il canale 1 per la conduttanza; Canale 2 per la pressione; e Canale 3 per la frequenza cardiaca.
   2. Intubare i ratti con un tubo 16 G Teflon e collegare il tubo ad un ventilatore meccanico. Calcolare e impostare i parametri di ventilazione per topi o ratti utilizzando il followformule ing ^6: volume corrente (V _t, ml) = 6.2 x ^1.01 M ^(M = massa degli animali, kg); frequenza respiratoria (RR, min ^-1) = 53.5 x M ^-0.26 (figura 6A).
   3. Stendere il 70% di alcol sulla pelliccia per ridurre la diffusione della pelliccia sul campo operatorio.
   4. Fare un'incisione sotto il processo xifoideo e bilateralmente sezionare la pelle con le forbici verso il fianco.
   5. Tagliare attraverso la parete addominale e aprire la cavità addominale dalla dissezione bilaterale lungo la membrana.
   6. Aprire il diaframma per esporre l'apice del cuore e bilateralmente tagliare la gabbia toracica (Figura 6A). Evitare l'evaporazione e l'essiccazione del tessuto spruzzando salina nelle cavità toracica e peritoneale con una siringa.
      Nota: Usiamo solitamente una forbice dissezione per aprire la gabbia della cavità toracica e addominale. Il sanguinamento di solito non è significativo, ma se vi è il sanguinamento, elettrocauterizzazione può essere utilizzato.
   7. Con attenzione isolare °e vena cava inferiore (IVC) dal tessuto connettivo circostante.
   8. Posizionare un pezzo di sutura di seta (4-0 per i ratti; 6-0 per i topi) attorno al IVC, e poi fare un nodo sciolto (o infilare la sutura attraverso un tubo di 16 G Teflon) (Figura 6B).
   9. Forare la parete libera RV apicale con un 27-30 gauge parallela alla parete libera camper e rimuovere l'ago. Fare attenzione a non spingere l'ago in più di 4 mm.
      Nota: In alternativa, un piccolo pezzo di PE-60 tubo può essere usato per guidare la puntura del catetere conduttanza nel vertice RV.
   10. Inserire la punta di conduttanza catetere attraverso la pugnalata ferita sulla parete libera RV apicale fino a quando tutti gli elettrodi sono all'interno del ventricolo (Figura 6C).
   11. Monitorare il ciclo pressione volume nel software e quindi regolare la posizione del catetere per ottenere cicli di forma costante che non dimostrano significativa variazione respiratoria (Figura 7B, C).
   12. Discobasale PV loop (dati a ginocchiera registrazione accanto al pulsante di avvio) per almeno 10 secondi per ottenere un numero di PV loop.
   13. Estrarre la sutura disposte intorno al IVC per alterare i precarichi e registrare i loop fotovoltaici. Analizzare i dati off-line e ricavare i vari parametri della funzione ventricolare sistolica (Figura 7D). Questa analisi è stata descritta in precedenza ^8.
       Nota: IVC può alternativamente essere occluso da una pinza. Monitorare la traccia pressione RV per confermare la riduzione del precarico.
   14. Eseguire saline e della Cuvette tarature come descritto in precedenza per consentire una conversione da unità di conduttanza per unità di volume ^6.
   15. Dopo la registrazione dei dati, estrarre delicatamente il catetere e posizionare la punta del catetere immediatamente in un bagno d'acqua con soluzione salina. Dopo aver finito, pulire il catetere secondo le istruzioni del produttore.

4. La raccolta dei campioni di cuore e polmone

Nota: Poiché le procedure qui unre descritta come terminale, l'animale deve essere eutanasia dopo sia chiuso o aperto al torace cuore destro cateterizzazione.

1. Euthanize i topi aprendo il torace (toracotomia bilaterale) se è stato utilizzato un approccio chiuso del torace, exanguination, o spegnendo il ventilatore dopo overdose di anestetico.
   Nota: non è consigliabile dislocazione cervicale.
2. Per eseguire inflazione perfusione del polmone, collegare il tubo di gonfiaggio su un ringstand impostato per gonfiare il polmone con una pressione di 20 cmH ₂ O (ma non aprire la valvola ancora gonfiare i polmoni).
3. Senza mezzi termini sezionare la trachea dal muscolo e del tessuto connettivo circostante.
4. Posizionare un pezzo di sutura di seta (4-0 per i ratti; 6-0 per i topi) intorno alla trachea, e poi un nodo sciolto.
5. allungare delicatamente la trachea premendo la testa e fare un taglio (70% della circonferenza) vicino alla mandibola.
6. Tenere il dolce tratto e inserire la cannula tracheale (20 G per i topi o 16 G per i ratti).Fissare la cannula con la sutura. Collegare la cannula sul tubo di gonfiaggio e legare la sutura intorno alla cannula per impedire il riflusso di fissativi.
7. Lavare i polmoni con PBS utilizzando una siringa da 10 ml di accoltellare la parete libera per camper e iniettare verso l'arteria polmonare. Nick l'atrio sinistro una volta che i polmoni iniziano a scottare.
8. Raccogliere cuore tagliando alla radice dell'aorta.
9. Bloccare il diritto lobo inferiore del polmone con una pinza emostatica zanzare e tagliare il lobo inferiore destro. Mettere i pezzi in provette da microcentrifuga e far scattare il congelamento in azoto liquido.
10. Gonfiare il polmone con 10% formalina tamponata neutra per 5 minuti e rimuovere la cannula tracheale seguita legando la trachea.
11. Sezionare il polmone fuori del torace e fissare con il 10% formalina tamponata neutra.
    Nota: In alternativa, gonfiare il polmone con i media di taglio ottimale (OCT, diluito 1: 1 con PBS) e congelare in non diluito ottobre per la preparazione successiva di sezioni congelate.
12. Accuratamenteseparare gli atri dai ventricoli e isolare il diritto parete libera del ventricolo sezionando a fianco del setto interventricolare.
13. Pesare il RV e LV + setto (LV + S) per calcolare un indice di Fulton (RV / LV + S) ^9, che quantifica il grado di ipertrofia ventricolare.
    Nota: TheFulton Index varia in diversi modelli di PH. Rat ^10: controllo, 0,28 ± 0,01; indotta da ipossia, 0,57 ± 0,02; MCT-trattati, 0.51 ± 0.03. C57BL6 / J del mouse ^11: controllo, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 giorni), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 giorni), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 giorni), 0,44 ± 0,03.
14. Snap congelare il RV e LV + S in azoto liquido o fissare nel 10% formalina tamponata neutra.

Risultati

Come giusto cateterizzazione cardiaca nei roditori è in genere una procedura terminale che non è applicabile a follow-up longitudinale, l'ecocardiografia è un'ottima alternativa non invasiva per lo screening e il follow-up ^12. Mentre polmonare sistolica pressione arteriosa in PAH umana sulla ecocardiografia è di solito derivato da rigurgito della tricuspide che di solito è semplice da ottenere nella vista apicale, una tale visione non è affidabile ottenuto in roditori, impedendo la stima della pressione arter...

Discussione

I protocolli qui descritti descrivono una caratterizzazione completa dell'emodinamica e della funzione ventricolare destra in modelli di ipertensione polmonare di roditori. Sebbene il cateterismo cardiaco destro, come descritto qui, sia una procedura terminale, la mortalità associata all'ecocardiografia è minima, il che consente lo screening e il follow-up della progressione della malattia. Tuttavia, analogamente ai pazienti con PH che hanno un marcato aumento della mortalità con anestesia¹⁷, nella nostra espe...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Sistema di imaging Vevo 2100 (120V)	VisualSonics, inc.	VS-11945
Vevo 2100	VisualSonics, inc.
Trasduttori meccanici ad alta frequenza	VisualSonics, inc.	MS250, MS550D, MS400
Gel per ultrasuoni Parker	Laboratori Inc.	01-08
PowerLab 4/35	ADInstruments	ML765
Labchart 8	ADInstruments
Trasduttore BP con rubinetto e cavo	ADInstruments	MLT1199
Kit di calibrazione del trasduttore BP	ADInstruments	MLA1052
Catetere a pressione Mikro-Tip per topo		Millar SPR-1000	Catetere alternativo disponibile da Scisense FT111B (topo) e FT211B (ratto)
Catetere a pressione Mikro-Tip per ratto	Millar	SPR-513	Catetere alternativo disponibile da Scisense FT111B (topo) e FT211B (ratto)
Millar Mikro-Tip  catetere ad ansa PV ultraminiaturizzato per topi	Millar	PVR-1035	Catetere alternativo disponibile da Scisense FT112 (topo)
Catetere ad ansa PV ultra miniaturizzato Millar Mikro-Tip per ratti	Millar	SPR-869	Catetere alternativo disponibile da Scisense FT112 (topo)
Sistema fotovoltaico Millar MPVS-300	Millar	MPVS-300
4-0 Treccia nera di seta Bobina da 100 iarde	Roboz Surgical	SUT-15-2
6-0 Treccia nera di seta Rocchetto da 100 iarde	Roboz Surgical	SUT-14-1
Forbici per iride, delicate, Forbici da dissezione Integra Miltex	VWR	21909-248
VWR, punta affilata/smussata	VWR	82027-588
VWR Forbici delicate, 4 1/2 "	VWR	82027-582
Emostati a due stelle, Excelta	VWR	63042-090
Formalina tamponata neutra	VWR	89370-094
Crotaline	Sigma	C2401
SU5416	Tocris Biosciences	3037
3.5X-45X Boom Stand Stereo microscopio zoom trinoculare	AmScope	SM-3BX
PE (tubo in polietilene)-10	Braintree Scientific Inc	PE10 36 FT
PE (tubo in polietilene)-50	Braintree Scientific Inc	PE50 36 FT
PE (tubo in polietilene)-60	Braintree Scientific Inc	PE60
	Kent Scientific	ACV-1205S
Piattaforma chirurgica multifunzionale Surgisuite	Kent Scientific	Surgisuite
	Kent Scientific	SURGI-5002
Camera di induzione per anestesia	VetEquip	941443
Contenitore per filtro per gas per anestesia	Kent Scientific	ACV-2001
Ogiva per roditori	VetEquip	921431