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Articolo metodologico

Le misurazioni spaziali di perfusione, interstiziale pressione del fluido e liposomi accumulo nei tumori solidi

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DOI:

10.3791/54226

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18 agosto 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Biophysics, University of Toronto, 2Leslie Dan Faculty of Pharmacy, University of Toronto, 3STTARR Innovation Centre, Princess Margaret Cancer Centre, 4Institute of Biomaterials and Biomedical Engineering, University of Toronto, 5Techna Institute, University Health Network, 6Radiation Medicine Program, Princess Margaret Cancer Centre

In questo articolo

Sommario

L'accumulo eterogeneo intra-tumorale di liposomi è stato collegato a un microambiente tumorale anormale. Qui vengono presentati i metodi per misurare la microcircolazione tumorale mediante imaging di perfusione e pressione elevata del fluido interstiziale (IFP) utilizzando un sistema robotico guidato da immagini. Le misurazioni sono confrontate con l'accumulo intratumorale di liposomi, determinato utilizzando l'imaging micro-CT volumetrico.

Abstract

L'accumulo eterogeneo intra-tumorale di liposomi è un determinante fondamentale della loro efficacia. Sia la microcircolazione tumorale caotica ed elevato IFP sono legati alla distribuzione eterogenea intra-tumorale di sistemi di rilascio di farmaci basati sulle nanotecnologie come liposomi. Nel presente studio, il rapporto tra microcircolo tumorale, elevata IFP, e l'accumulo di nanoparticelle è stata studiata attraverso in vivo la sperimentazione. Ciò è stato realizzato valutazione del microcircolo tumorale utilizzando contrasto dinamico tomografia computerizzata (DCE-CT) e la misurazione di IFP tumore usando un nuovo sistema di posizionamento dell'ago robotico immagine guidata collegata allo scanner micro-CT. L'accumulo intra-tumorale di liposomi è stata determinata dalla valutazione CT basato su immagini di una formulazione liposomiale nanoparticelle che stabilmente incapsulare il ioexolo mezzo di contrasto (CT-liposomi). TC consentito per co-localizzazione della distribuzione spaziale diemodinamica tumorali, l'IFP e l'accumulo CT-liposomi in un individuo sottocutaneo modello di xenotrapianto del mouse di cancro al seno. Misurazioni portato alla scoperta che perfusione e frazione di volume plasmatico sono potenti mediatori della distribuzione intra-tumorale di liposomi. Inoltre, i risultati suggeriscono che l'IFP svolge un ruolo indiretto nel mediare la distribuzione liposomi attraverso modulando il flusso di sangue.

Introduzione

Misurare l'accumulo intra-tumorale di drug delivery systems nanoparticelle possono prevedere uno strumento importante per determinare se una adeguata concentrazione di farmaco citotossico è stato raggiunto all'interno del tumore. Lo sviluppo di sistemi liposomiali "immagine-grado" permette di non invasiva e quantitativa in vivo di rilevamento del veicolo di consegna della droga utilizzando modalità di imaging come la tomografia ad emissione di positroni (PET) 1, la fluorescenza ottica 2, e la tomografia computerizzata (CT) 3, 4 e la risonanza magnetica (MRI) 5. Imaging è stata utilizzata per determinare la farmacocinetica e biodistribuzione di sistemi di lancio di liposomi e di rivelare il grado di eterogeneità tra soggetto e intra-tumorale in accumulo di nanoparticelle 6,7. Tuttavia, l'imaging di nanoparticelle sola non identificare le barriere biologiche che hanno contribuito alla scarsa accumulo e distribuzione. Questa conoscenza è fondamentale per la Rlo sviluppo azionale di formulazioni più efficaci e strategie per migliorare l'accumulo intra-tumorale 8. È stato dimostrato che le strategie terapeutiche possono essere applicate per modulare specifiche barriere biologiche con conseguente miglioramento dei trasporti nanoparticelle 9. Inoltre, le formulazioni di nanoparticelle sono state sviluppate per superare specificamente specifica barriera trasporto biologica 10. In entrambi i casi, le misurazioni di barriere biologiche possono essere usati per guidare l'uso di un appropriato strategia drug delivery nanoparticelle.

Microcircolazione tumorale ed elevata IFP si ritiene siano due fattori determinanti della accumulo intra-tumorale di nanoparticelle, come i liposomi, nei tumori solidi 9,11. Tuttavia, altre barriere che al contribuiscono all'accumulo liposomi poveri includono una matrice extracellulare densa, vascolarizzazione impermeabili, e la pressione tessuto solido 12. Queste barriere sono legati in un spazio-temporalemodo, con il flusso di sangue anormale e l'elevata pressione del fluido interstiziale essere due fattori importanti che guidano il consegna iniziale e stravaso di nanoparticelle. Come precedentemente discusso, stabilire il rapporto tra la microcircolazione tumorale, elevata IFP, e l'accumulo intra-tumorale di liposomi è fondamentale per la corretta interpretazione dei dati di imaging liposomi. Qui metodi quantitativi per misurare il rapporto tra la microcircolazione tumorale, elevata IFP, e l'accumulo nanoparticelle in un tumore solido sono rappresentati. Questo si ottiene effettuando misurazioni co-localizzate della distribuzione intra-tumorale di un agente di contrasto liposomi CT utilizzando TC volumetrica, la microcircolazione del tumore utilizzando contrasto dinamico Enhanced Imaging tomografia computerizzata, e IFP tumore utilizzando un sistema di posizionamento dell'ago robotica guidata dalle immagini, chiamato il robot CT-IFP 13.

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Protocollo

Tutti gli esperimenti in vivo sono stati eseguiti in un protocollo approvato dal Comitato Istituzionale cura degli animali e Usa University Health Network.

1. Modello Animal

  1. Cultura tra i 5 a 7 x 10 6 MDA-MB-231 cellule di adenocarcinoma mammario tumorali in DMEM insieme con 10% siero fetale bovino (FBS) e 100x di diluizione della penicillina-streptomicina.
  2. Celle di raccolta quando sono 80% confluenti utilizzando una soluzione di tripsina-EDTA 0,05%. Dopo 3-5 min neutralizzare tripsina-EDTA con un volume 3x di DMEM. Prendete una un'aliquota 15 microlitri di cellule e contare con un emocitometro. Centrifugare le cellule in un pellet per 5 minuti a 200 xg, e risospendere in HBS ad una concentrazione di 10 x 10 6 cellule per ml.
  3. Implant sottocutanea (SC) tumori iniettando 1 a 2 x 10 6 cellule dell'arto posteriore di ogni 8 a 12 settimane di età topo femmina SCID (n = 5). Utilizzare un ago da 25 G standard per l'iniezione.
  4. Monitor tumor crescita usando pinze (Volume = 0,5 x lunghezza x larghezza 2) e avviare le misure una volta che i tumori SC hanno raggiunto un volume> 200 mm 3 (circa 7 a 9 giorni).

2. CT-liposomi preparazione e caratterizzazione

  1. liposomi Preparazione
    1. Sciogliere i componenti lipidici (200 mmol / L) per CT-liposomi, tra cui 1,2-dipalmitoil-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC), il colesterolo (CH), e 1,2-distearoil-sn-glycero-3 -phosphoethanolamine-N-poli (glicole etilenico) (2000 DSPE-PEG2000) in etanolo anidro a 70 ° C in un rapporto molare di 55: 40: 5 DPPC: CH: DSPE-PEG2000.
    2. Evaporare etanolo mantenendo calore a 70 ° C, quindi aggiungere l'agente di contrasto iohexol CT (300 mg / ml di iodio) alla soluzione tale che la concentrazione di lipidi finale è di 100 mM.
    3. Mantenere la soluzione a 70 ° C per 4 ore con vortex frequenti.
    4. Per ottenere vescicole unilamellari, estrudere il campione 5 times attraverso due impilati 200 membrane con pori nm ad una pressione di 250 psi ed estrudere nuovamente 5 cicli attraverso due membrane impilate dimensione dei pori 80 nm a 400 psi utilizzando 10 ml di lipidi estrusore. Pipettare un volume di 10 ml di liposomi nell'estrusore all'inizio di ogni ciclo di estrusione e raccogliere in uno sterile conica tubo o fiala di vetro dopo ogni ciclo di estrusione.
    5. Rimuovere il ioexolo non-incapsulato con 16 ore di dialisi, con un peso molecolare di 100 kDa tagliato (MWC) sacchetto di dialisi contro un volume in eccesso di 250 volte di 0,02 soluzione mM HEPES-buffered saline (HBS, pH 7,4). Ad esempio, inserire 1 ml di soluzione di liposomi all'interno del sacchetto di dialisi con 250 ml di HBS fuori del sacchetto in un becher.
    6. Concentrato CT-liposomi che utilizzano un sistema di flusso nomico 750.000 MWC commerciale tangenziale in base alle istruzioni del produttore. Concentrato ad una concentrazione di iodio finale di circa 55 mg ml -1.
  2. liposomi Caratterizzazione
    1. Misurare l'efficienza di incapsulamento da rottura CT-liposomi con un volume in eccesso di 10 volte di etanolo per rilasciare il ioxehol e poi diluite con un volume in eccesso di 100 volte di acqua deionizzata (ossia 10 ml di liposomi rotti con 100 ml di etanolo e poi diluito ad un volume finale di 10 ml).
    2. Determinare la concentrazione ioexolo usando uno spettrometro UV con rilevamento ad una lunghezza d'onda di 245 nm. Calcolare l'efficienza incapsula prendendo la quantità rapporto tra agente ioexolo rilasciato alla quantità di agente aggiunto durante la preparazione.
    3. Misurare il potenziale zeta diametro e idrodinamico utilizzando un sistema analizzatore di dimensione delle particelle di dispersione della luce dinamica secondo le istruzioni del produttore. Diluire la soluzione CT-liposomi da 200x (cioè 5 ml di liposomi in 1 ml di volume finale) in acqua deionizzata per facilitare misurazioni.

3. CT Imaging di Tumor microcircolazione e CT-liposomiDistribuzione

NOTA: seguire le istruzioni del produttore per l'esecuzione di una scansione volumetrica se si usa la versione differente o le attrezzature del software.

  1. Anestetizzare ogni mouse utilizzando 2% isoflurano miscelato con aria o ossigeno medica e confermare pizzicando la punta e osservando alcuna reazione. Applicare una pomata per gli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Immobilizzare animale in posizione prona con nastro adesivo zampe ad una scheda di plastica sottile.
  2. Posizionare un personalizzato 27 G catetere, collegato a 20 cm di tubi PE10, nella vena della coda laterale e fissare con diversi pezzi di nastro adesivo.
  3. Preparare una siringa da 1 ml a contenere almeno 200 ml di CT-liposomi. Preparare una siringa da 1 ml con soluzione salina da utilizzare per irrigare il catetere. Infine, preparare una siringa da 1 ml con almeno 150 ml di iohexolo libero mescolato con soluzione salina (9: 1 rapporto in volume).
  4. Posizionare il mouse prona sul piano dello scanner micro-CT. Utilizzare il sistema di posizionamento del laser per posizionare il Tumor approssimativamente nello stesso orientamento per ogni scansione.
  5. Posizionare la siringa CT-liposomi in una pompa a siringa e collegare il catetere alla siringa. Impostare la velocità della pompa di 10 ml al secondo.
  6. Inizializzare il sistema effettuando una scansione calibrazione chiaro-scuro utilizzando il software console scanner CT. Selezionare l'opzione di scansione chiaro-scuro per ogni protocollo di imaging di interesse, selezionare luminoso-scuro dal menu a discesa e premere il pulsante di scansione per avviare la calibrazione.
  7. Eseguire volumetrico anatomica micro-CT del tumore prima di qualsiasi iniezione mezzo di contrasto. Guardate l'indicatore software della console CT scanner per garantire la sicurezza CT scanner interblocchi sono state cancellate. Sulla console di scansione selezionare CT scanner selezionare una energia dei raggi X di 80 kV, una corrente tubo di 70 mA, e cattura 1.000 proiezioni di immagini nel corso del tempo 16 sec. Premere il pulsante di scansione per avviare la scansione.
  8. Utilizzare la pompa a siringa per iniettare un bolo di CT-liposomi ad una concentrazione di 400 kg di iodio mg-1. Impostare la pompa per iniettare un volume di circa 150 ml (assumendo 25 g del mouse). Premere il pulsante 'start' sulla pompa per iniettare. irrigare manualmente il catetere con 50 ml di soluzione fisiologica (il doppio del volume del catetere) per garantire la totalità agente è stato iniettato e il catetere è chiara.
  9. Attendere 10 min dopo l'iniezione di CT-liposomi e quindi eseguire una seconda scansione anatomica utilizzando lo stesso metodo e le impostazioni descritto al punto 3.5.
  10. Eseguire una scansione DCE-CT impostando la pompa a siringa per iniettare un volume di 100 microlitri della iohexol libera mescolato con soluzione salina (9: 1 rapporto in volume) utilizzando la stessa impostazione velocità di iniezione descritto in 3.3.
    1. Sulla console CT scanner selezionare la scansione dinamica 5 minuti che utilizza un ambiente di energia dei raggi X di 80 kV, un'energia tubo di 90mA, e cattura 416 proiezioni di immagini ogni secondo per i primi 30 secondi e seguito da un acquisto ogni 10 sec . Cattura 5 sec di dati DCE-CT e quindi premere il pulsante di avvio sul iniectiopompa n.
    2. Dopo la scansione DCE-CT eseguire una scansione anatomica micro-CT volumetrica.
  11. Cattura immagini anatomiche CT tra le 48 e 72 ore dopo l'iniezione di CT-liposomi, utilizzando le stesse impostazioni TC volumetriche come descritto nei passaggi 3.5.
  12. Ricostruire i dati anatomici CT e DCE-CT utilizzando il software GPU-ricostruzione.
    1. Caricare l'immagine nel software di ricostruzione. Selezionare la regione di interesse da ricostruire disegnando un ROI sull'immagine utilizzando un mouse. Impostare il percorso di salvataggio e il nome del file per il ricostruito ripreso e selezionare il tipo di file di output come '.mat'.
      NOTA: Il software imposta automaticamente la dimensione voxel ricostruito a 0,153 x 0,153 x 0,153 mm 3 per le scansioni anatomiche e 0,153 x 0,153 x 0,462 millimetri 3 per le scansioni DCE-CT. Fare clic sul pulsante 'avviare la ricostruzione'.
  13. Utilizzare la pre-iniezione e scansioni post-iniezione 10 min di CT-liposomi per calcolare lafrazione di volume del plasma come precedentemente descritto 3. Inoltre, utilizzare la pre-iniezione e 5 min scansioni post-iniezione di iohexolo per calcolare la frazione di volume interstiziale come precedentemente descritto 7.
  14. Ottenere intensità tempo curve (TIC) importando i dati DCE-CT in un software che fornisce la capacità di identificare una regione di interesse (ROI) all'interno del volume del tumore. Quindi calcolare il CT miglioramento medio nella ROI in funzione del tempo. In questo esperimento di software personalizzato è stato sviluppato per identificare un ROI e calcolare il TIC.
  15. Ottenere stime quantitative di perfusione e permeabilità vascolare montando TIC misurati utilizzando un modello cinetico due compartimenti tracciante. Montaggio può essere effettuata utilizzando il software di analisi DCE-CT e utilizzare le stime a priori della frazione di volume del plasma e frazioni di volume interstiziale come parametri fissi nel modello cinetico due compartimenti tracciante. Utilizzare i metodi riportati in precedenza per ottenere stime a priori del plasmauna e le frazioni di volume interstiziali 14.

4. Le misurazioni spaziali di tumore interstiziale pressione del fluido

  1. Per misurare IFP collegare l'ago spinale 25 G al trasduttore di pressione ed al sistema di acquisizione IFP attraverso 50 cm di PE20 tubo di polietilene. Lavare l'intero sistema con una soluzione di solfato di eparina / soluzione salina (1,10). Sterilizzare l'ago con il 70% isopropilico prima dell'uso.
  2. Accendere il sistema di acquisizione e avviare il software di acquisizione IFP e caricare i file delle impostazioni per calibrare il sistema di acquisire misurazioni IFP in mmHg. Fare clic sul pulsante acquisiscono per raccogliere continuamente dati di IFP.
  3. Effettuare misure IFP tra 48 e 72 ore dopo l'iniezione di CT-liposomi (questo corrisponde al tempo approssimativo di accumulo picco del CT-liposomi nel tumore), utilizzando i metodi descritti in 4.8. Attaccare l'ago IFP al robot CT-IFP.
  4. Eseguire scansioni di calibrazione per allineare i sistemi di coordinate peril robot CT-IFP e lo scanner CT. Aggiungere l'attaccamento marcatore fiduciali al robot CT-IFP ed eseguire una TAC volumetrica quattro con il marcatore fiducial in quattro posizioni diverse.
    1. Avviare il software di controllo del robot CT-IFP, inizializzare il robot, e spostare il robot per le tre posizioni inserendo i x, y, z mira posizioni e facendo clic sul pulsante 'go'.
    2. Prendere una TAC al seguente x, y, z coordinate: (1) 0,0,0; (2) -10,0,0; (3) 0,7,0; e (4) 0,0,10. Selezionare un 90 kV, 10 mA, 16 scansione sec utilizzando il software CT scanner e premere il tasto 'Start' per avviare la scansione. Ricostruire la scansione come descritto in 3.10.
  5. Avviare il software di allineamento del robot CT-IFP. Fare clic sul pulsante 'add' caricata nella regione 'Dati di Registrazione "e selezionare le quattro scansioni di registrazione ricostruiti ottenuti in 4.3, quindi fare clic su' aperto '.
    NOTA: La posizione dei pixel del marker fiduciali verrà automaticamente inserito nella softwari.
    1. Fare clic sul pulsante 'Calcola Transform' e fare clic sul pulsante 'Applica Transform'. Questo genera dati di allineamento che verrà utilizzato per convertire il sistema di coordinate del robot CT-IFP allo scanner CT sistema di coordinate. Dopo la calibrazione, collegare la piattaforma animali al robot CT-IFP.
  6. Anestetizzare ogni mouse utilizzando 2% isoflurano miscelato con aria o ossigeno medica e confermare pizzicando la punta e osservando alcuna reazione. Immobilizzare animale sulla piattaforma robotica CT-IFP e posizionare il mouse tale che il tumore è accessibile al sistema robotico CT-IFP. Immobilizzare il tumore con del nastro in modo tale che non si sposti durante l'inserimento dell'ago IFP.
  7. Eseguire una scansione di micro-CT anatomica prima di inserire l'ago IFP. Ricostruire i dati CT utilizzando la procedura descritta in 3.10.
  8. Caricare i dati inserimento CT pre-ago nel software di allineamento del robot CT-IFP. Regolare la finestra e livello per visualizzare il tumore. Clicca su °e orlo del tumore in qualsiasi immagine, quindi fare clic su una seconda posizione cerchio.
    NOTA: Il software calcola una serie di posizioni lungo una linea lineare tra le due posizioni. Nota la x, y, z coordinate per una serie di 5 a 8 punti distribuiti uniformemente dalla lista.
  9. Preparare il sistema IFP irrigando l'ago con soluzione salina eparina prima dell'inserimento.
  10. Inserire le prime posizioni dell'ago predeterminati in x, y, z, nel software di controllo del robot CT-IFP e premere-move per pulsante 'GO' per spostare il robot nella posizione desiderata. Fare clic sul pulsante 'Insert Ago' per inserire l'ago nel tessuto.
    1. Dopo aver inserito l'ago garantire una buona comunicazione fluida tra l'ago IFP e il tessuto pizzicando e rilasciando il tubo PE20, notando che la misura IFP aumenta e ritorna al valore di pre-pizzicare sul software di acquisizione IFP. Rifiuta le misure che non restituiscono al basale.
  11. acquisire unTAC anatomica con l'ago inserito, quindi fare clic sul pulsante 'ritirare l' ago 'sul software di controllo del robot CT-IFP per ritrarre l'ago dal tessuto. Rifiuta qualsiasi misurazione IFP in cui il valore di IFP non ritorna al valore di inserimento pre-ago dopo il ritiro dell'ago. Questo significa che l'ago può essere ostruito durante la misurazione. Ripetere i passaggi 4,8-4,10 per ogni posizione dell'ago.
  12. Determinare la posizione dell'ago all'interno del volume del tumore calcolando x, yez posizioni del porto dell'ago rispetto al centro di massa del volume del tumore, come identificato nel post-inserimento volumetrica CT scan dell'ago.
  13. Rientro animali per gabbia, dopo tutte le misurazioni sono state completate. Non lasciare gli animali incustoditi, e prendersi cura di osservare loro fino a quando la coscienza è stato ripreso e sono in grado di mantenere decubito sternale.

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Risultati

Il protocollo di cui sopra dovrebbe produrre CT-liposomi con una concentrazione di incapsulato ioexolo, diametro medio liposomi, e il potenziale zeta di 55 mg ml -1, 91,8 ± 0,3 nm e -45,5 ± 2,5 mV, rispettivamente. Figura 1a comprende rappresentante di imaging DCE-CT i risultati, producendo una serie storica di dati volumetrici che mostrano i cambiamenti temporali in accumulo intra-tumorale di ioexolo. Selezione di una ROI all'interno del tumore produce un...

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Discussione

I metodi di misurazione basato su immagini qui presentati consentono di determinare la distribuzione spaziale delle proprietà del tumore microcircolazione, IFP, e l'accumulo di CT-liposomi. I precedenti tentativi di mettere in relazione queste proprietà hanno fatto affidamento su come eseguire misurazioni di massa su più animali portatori di tumore e quindi manca la sensibilità per chiarire i meccanismi responsabili della eterogeneità accumulo intra-tumorale che è stato comunemente osservato per i sistemi di consegn...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare

Ringraziamenti

Gli autori desiderano ringraziare il Dr. Javed Mahmood per l'assistenza nella coltura delle cellule MDA-MB-231 e nell'impianto degli xenotrapianti MDA-MB-231, Linyu Fan per la preparazione dei liposomi CT. Shawn Stapleton è grato per il finanziamento del programma di borse di studio post-laurea per la ricerca in scienze naturali e ingegneria e dell'iniziativa strategica della Terry Fox Foundation per l'eccellenza nella ricerca sulle radiazioni per il 21° secolo (EIRR21) presso il CIHR. Questo studio è stato supportato da sovvenzioni del Terry Fox New Frontiers Program (020005) e del Canadian Institutes of Health Research (102569).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
MDA-MB-231 cellule tumorali metastatiche dell'adenocarcinoma mammario ATCCHTB-26
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) Life Technologies11965-092
Siero fetale bovino (FBS)Sigma-AldrichF1051
HyClone Penicillina-Streptomicina 100x SoluzioneGE Healthcare Life SciencesSV30010
Tripsina-EDTA (0,05%), rosso fenoloThermoFisher Scientific25300-054
1,2-dipalmitoil-sn-glicero-3-fosfocolina (DPPC)Avanti Lipids Inc., USA850355P
Colesterolo (CH)Avanti Lipids Inc., USA700000P
1,2-distearoil-sn-glicero-3-fosfoetanolammina-N-poli(glicole etilenico) 2000 (DSPE-PEG2000)Avanti Lipids Inc., USA880128P
Omnipaque (Iohexol) 300 mg di iodio/ml GE Healthcare, CA
Membrane in policarbonato Track-Etch con dimensione dei pori di 80 nmWhatman Inc., USA
Membrana in policarbonato Track-Etch con dimensione dei pori di 200 nmWhatman Inc., USA
Estrusore Lipex da 10 m Nothern Lipids Inc, CA
Dialysis Bag Molecular Weight Cut Off (MWCO) di 8 kDaSpectrum Labs, USA 
750.000 Colonna di flusso tangenziale NMWC (Nomical Molecular Weight Cut Off) Cartuccia di ultrafiltrazione MidGee, GE Healthcare, CA
Pompa peristaltica Watson Marlow Inc., Stati Uniti
Spettrometro UVHelios γ, Spectronic Unicam,  Analizzatore
90Plus Brookhaven, Holtsville, Stati Uniti d'America
Sistema eXplore Locus Ultra micro-CTGE Healthcare, CAManipolato utilizzando il software CT-Console
Ricostruzione basata su GPU AxRecon  Catetere CA
27 G SURFLO Set per infusione alato SURFLOTerumo Medical Products, USASV*27EL
PE20 tubo in polietilinaBecton Dickinson, USA427406
punta della penna 25 G & volte; 3,5′ ′ Ago spinale WhitacreBecton Dickinson, USA405140Ago IFP
P23XL  trasduttore di pressione Harvard Apparatus, CAP23XL
PowerLab 4/35, Bridge Amp, con LabChart Pro 7.0ADInstruments Pty Ltd., USAPL3504, FE221IFP sistema di acquisizione e software di acquisizione
CT-Sabre Small Animall Intervention system (CT-IFP Robot)Parallax Innovations, CAManipolato utilizzando il software di controllo del robot CT-IFP
di allineamento del robot CT-IFPCustom Software Matlab
di analisi DCE-CTSoftware Matlab personalizzato
Matlab 2013bMathworks, USA
granulometrico USA Software Software

Riferimenti

  1. Seo, J. W., Zhang, H., Kukis, D. L., Meares, C. F., Ferrara, K. W. A novel method to label preformed liposomes with 64Cu for positron emission tomography (PET) imaging. Bioconjugate chemistry. 19 (12), 2577-2584 (2008).
  2. Huang, H., Dunne, M., Lo, J., Jaffray, D., Allen, C. Comparison of Computed Tomography- and Optical Image-Based Assessment of Liposome Distribution. Molecular Imaging. 12 (3), 148-160 (2013).
  3. Stapleton, S., et al. A mathematical model of the enhanced permeability and retention effect for liposome transport in solid tumors. PloS one. 8 (12), e81157(2013).
  4. Zheng, J., et al. A multimodal nano agent for image-guided cancer surgery. Biomaterials. 67, 160-168 (2015).
  5. Zheng, J., Liu, J., Dunne, M., Jaffray, D. A., Allen, C. In vivo performance of a liposomal vascular contrast agent for CT and MR-based image guidance applications. Pharmaceutical research. 24 (6), 1193-1201 (2007).
  6. Harrington, K. J., et al. Effective targeting of solid tumors in patients with locally advanced cancers by radiolabeled pegylated liposomes. Clinical Cancer Research. 7 (2), 243-254 (2001).
  7. Stapleton, S., Allen, C., Pintilie, M., Jaffray, D. A. Tumor perfusion imaging predicts the intra-tumoral accumulation of liposomes. J Control Release. 172 (1), 351-357 (2013).
  8. Lammers, T., Kiessling, F., Hennink, W. E., Storm, G. Nanotheranostics and image-guided drug delivery: current concepts and future directions. Mol. Pharm. 7, 1899-1912 (2010).
  9. Stapleton, S., Milosevic, M. F. Cancer Targeted Drug Delivery. , Springer. 241-272 (2013).
  10. Blanco, E., Shen, H., Ferrari, M. Principles of nanoparticle design for overcoming biological barriers to drug delivery. Nature biotechnology. 33 (9), 941-951 (2015).
  11. Heldin, C. H., Rubin, K., Pietras, K., Ostman, A. High interstitial fluid pressure - an obstacle in cancer therapy. Nat Rev Cancer. 4 (10), 806-813 (2004).
  12. Chauhan, V. P., Stylianopoulos, T., Boucher, Y., Jain, R. K. Delivery of molecular and nanoscale medicine to tumors: transport barriers and strategies. Annual review of chemical and biomolecular engineering. 2, 281-298 (2011).
  13. Bax, J. S., et al. 3D image-guided robotic needle positioning system for small animal interventions. Medical physics. 40 (1), 011909(2013).
  14. Stapleton, S., Milosevic, M., Tannock, I. F., Allen, C., Jaffray, D. A. The intra-tumoral relationship between microcirculation, interstitial fluid pressure and liposome accumulation. Journal of Controlled Release. 211, 163-170 (2015).
  15. Stapleton, S., Allen, C., Pintilie, M., Jaffray, D. A. Tumor perfusion imaging predicts the intra-tumoral accumulation of liposomes. J Control Release. 172 (1), 351-357 (2013).
  16. Brix, G., Zwick, S., Kiessling, F., Griebel, J. Pharmacokinetic analysis of tissue microcirculation using nested models: multimodel inference and parameter identifiability. Medical physics. 36 (7), 2923-2933 (2009).
  17. Brix, G., Griebel, J., Kiessling, F., Wenz, F. Tracer kinetic modelling of tumour angiogenesis based on dynamic contrast-enhanced CT and MRI measurements. European journal of nuclear medicine and molecular imaging. 37 (1), 30-51 (2010).

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