Articolo metodologico

Una tecnica innovativa per la generazione e Observing Chemiluminescenza in un ambiente biologico

DOI:

10.3791/54694

⸱

9 marzo 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiology, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, 2KAUST Catalysis Center, King Abdullah University of Science and Technology, 3Department of Chemistry, Hunter College, and PhD Program in Chemistry, Graduate Center of City University of New York, 4Department of Radiology, Weill Cornell Medical College

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo descrive una nuova tecnica di imaging intraoperatorio che utilizza un complesso di rutenio come fonte di emissione di luce chemiluminescente, producendo così alti rapporti segnale-rumore durante l'imaging in vivo. L'imaging intraoperatorio è un campo in espansione che potrebbe rivoluzionare il modo in cui vengono eseguite le procedure chirurgiche.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le tecniche di imaging intraoperatorio hanno il potenziale per rendere gli interventi chirurgici più sicuri ed efficaci; per questi motivi, tali tecniche si stanno rapidamente spostando in sala operatoria. Qui, presentiamo un nuovo approccio che utilizza una tecnica non ancora esplorata per l'imaging intraoperatorio: l'imaging chemiluminescente. Questo metodo impiega un reporter chemiluminescente a base di rutenio insieme a un sistema di nebulizzazione personalizzato per produrre immagini ex vivo o in vivo con elevati rapporti segnale/rumore. Il reporter a base di rutenio produce luce in seguito all'esposizione a una soluzione ossidante acquosa e alla ri-riduzione all'interno del tessuto circostante. Questo metodo ci ha permesso di rilevare concentrazioni di reporter fino a 6,9 pmol/cm2. In questo lavoro, presentiamo una guida visiva ai nostri studi proof-of-concept in vivo che coinvolgono iniezioni sottocutanee ed endovenose nei topi. I risultati suggeriscono che questa tecnologia è un candidato promettente per ulteriori ricerche precliniche e potrebbe in definitiva diventare uno strumento utile in sala operatoria.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Negli ultimi decenni, le tecnologie di imaging hanno rivoluzionato il modo in cui i medici a diagnosticare e monitorare la malattia. Queste tecnologie di imaging, tuttavia, sono stati in gran parte limitato a sistemi di imaging di tutto il corpo, come la tomografia ad emissione di positroni (PET), singolo fotone-emissione di tomografia computerizzata (SPECT), tomografia computerizzata (TC) e la risonanza magnetica (MRI). Particolare attenzione è stata dedicata al cancro, e innovazioni tecnologiche di imaging hanno notevolmente migliorato il modo in cui questa malattia è diagnosticata e trattata. Nonostante questi progressi, c'è un posto in cui queste tecnologie di imaging proprio non si adattano: la sala operatoria. Mentre le tecniche di imaging intero corpo può aiutare nella pianificazione chirurgica, che in genere non hanno risoluzioni spaziali alto abbastanza per aiutare i medici a determinare in tempo reale se tutto il tessuto tumorale è stata rimossa o tessuto tumorale residuo rimane nascosto ai margini chirurgici 1. Fare in modo che nessun infiltrativamargini del tumore sono lasciati alle spalle è uno dei più importanti obiettivi chirurgici e chirurghi devono camminare una corda tesa tra il rigoroso e prudente la resezione di tessuto. Se troppo viene rimosso, effetti collaterali indesiderati per il paziente sono aggravate; se troppo poco è stato rimosso, i tassi di recidiva sono aumentati 2, 3. Pertanto, è fondamentale per delineare i margini del tumore accurati, e crediamo che l'imaging chemiluminescenza intraoperatoria può contribuire a migliorare l'accuratezza della identificazione dei margini del tumore, aiutando i chirurghi di visualizzare il tessuto maligno che altrimenti potrebbero rimanere inosservato con tecniche consolidate.

Ci sono molte tecnologie di imaging attualmente sotto inchiesta per il loro possibile utilità come sistemi di imaging intraoperatorie. Questi includono beta- e γ-radiazioni che emettono le sonde 4, la fluorescenza ottica 5, spettroscopia Raman 6 >, 7, e Cherenkov luminescenza 8, 9. Fino ad oggi, tuttavia, nessuno di questi si sono affermati come strumenti clinici standard. fluorescenza ottica ha finora dimostrato di essere il più promettente di queste tecniche ed è quindi la più esplorata. Mentre è già dimostrato di essere un valido strumento per molte applicazioni, non è priva di limiti. In effetti, il suo svantaggio principale è la fluorescenza di fondo generato dal tessuto biologico intrinsecamente autofluorescenti. Questo segnale di fondo autofluorescenti è un prodotto della eccitazione del tessuto circostante, oltre al fluoroforo, dalla sorgente di luce esterna necessaria per la generazione di un segnale fluorescente. Dal punto di vista pratico, questo autofluorescenza può potenzialmente portare a bassi rapporti segnale-rumore, che possono limitare l'utilità di questa tecnologia in sala operatoria.

Il principalevantaggio dell'imaging chemiluminescenza sopra fluorescenza è che la luce di eccitazione è necessaria. Di conseguenza, non vi è alcun fondo autofluorescenza. Nell'imaging chemiluminescenza, l'energia di eccitazione viene invece generato chimicamente. Questo processo produce nessun segnale di fondo non volute e quindi può determinare maggiori rapporto segnale-rumore. Ciò potrebbe concludersi con l'individuazione più precisa ed accurata dei margini chirurgici. Un po 'a sorpresa, l'utilità di questo approccio come una tecnica di imaging intraoperatorio è rimasto inesplorato 10. Infatti, l'esempio più vicino a questa tecnica è l'ossidazione del luminolo da mieloperossidasi nei topi 11, 12, 13. Chemiluminescent di imaging biomedico è quindi una zona piuttosto inesplorato di ricerca che potrebbe offrire i seguenti vantaggi: (1) autofluorescenza minimo con un conseguente basso segnale di fondo con hirapporti Gher segnale-rumore; (2) lunghezze d'onda sintonizzabili di emissioni chemiluminescenti che vanno dal visibile al vicino infrarosso; e (3) functionalizable complessi chemiluminescenza che, quando combinato con le tecnologie linker e biomolecole che già esistono mirati, forniscono l'accesso a intere biblioteche di sonde di imaging molecolare mirati 14.

Questo studio prova di principio illustra la potenziale utilità dell'imaging chemiluminescente nella cornice biomedica utilizzando un agente di imaging a base di rutenio. Le proprietà chemiluminescenti di questo composto sono ben studiati, con indagini risalenti alla metà del 1960 15. All'attivazione chimica, l'agente produce luce a circa 600 nm 16, che è adatto per scopi di imaging medicale. L'energia di attivazione è fornita da una reazione redox che porta ad un eccitato allo stato che ha una durata di 650 ns in acqua 17 -folldovuto dalla generazione di fotoni su rilassamento di questo stato eccitato. Attraverso l'uso di un nebulizzatore remota apposito, siamo stati in grado di rilevare il composto sia ex vivo e in vivo. I risultati degli esperimenti iniziali sono molto promettenti, suggerendo ulteriori indagini di questa tecnologia.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dichiarazione etica: tutti gli esperimenti su animali in vivo descritti sono stati eseguiti secondo un protocollo approvato e sotto le linee guida etiche del Memorial Sloan Kettering Cancer Center (MSK) Istituzionale cura degli animali e del Comitato uso (IACUC).

1. Costruzione di un dispositivo di nebulizzazione

  1. Attaccare legno parte A (12,5 x 2,5 x 1,8 cm 3) verticalmente al centro di una parte B (12,7 x 10,7 x 1,8 cm 3) con due viti (4 x 25 mm 2). Attaccare legno parte C (11 × 2,5 × 1,8 centimetri 3) per mezzo della parte A (12,5 x 2,5 x 1,8 cm 3) utilizzando una vite, in modo che parte C (11 x 2,5 x 1,8 cm 3) possono ancora essere spostati. Vedere la Figura 1.
  2. Due fori attraverso la punta inferiore del grilletto flacone spray di un mini spruzzatore 3 oz plastica (D) e spingere una barra di acciaio inossidabile (10 cm di "acciaio 1/16) (E) fino a formare due anelli, uno su entrambi lato del grilletto.
  3. Avvolgere la parte inferiore della bottiglia spray con nastro adesivo (F) per evitare le fascette di scivolare. Fissare il flacone spray al legno parte C (11 x 2,5 x 1,8 cm 3) con le due fascette di plastica (28 cm) (G).
  4. Tagliare il motore 011 servo (I) e ricollegare con i cavi sciolti del servocomando (H). Quindi, fissare il servomotore all'inizio legno parte A (12,5 x 2,5 x 1,8 cm 3) con nastro adesivo.
  5. Attaccare una matita (J) alla leva servomotore utilizzando la graffetta (K). Strettamente collegare le parti più esterne della matita per gli anelli in tondino d'acciaio che utilizzano fili torsione di plastica coperto (L) e fissare le estremità sulla matita con del nastro adesivo.
  6. Tagliare il connettore del cavo magnetica dell'unità di controllo del servomotore (M) e ricollegare al cavo dell'altoparlante (N). Poi, il nastro l'unità di controllo del servomotore al legno parte B (12,7 x 10,7 x 1,8 cm 3). Tagliare un cavo W1 con connettori magnetici a metà e collegare una parte per l'estremità libera del rame sCavo peaker (1 m). Collegare l'interruttore a levetta (magnetico) i2 e potenza P1 al cavo W1 a disposizione e una batteria da 9V.

2. Sensibilità determinazione del metodo

  1. In una provetta da microcentrifuga da 1,5, preparare le soluzioni di [Ru (bpy) 3] Cl 2 in acqua ad osmosi inversa (100 l) in quantità di 260 mg (347 nmol), 52 mg (69 nmol), 26 mg (34 nmol) , 5 mcg (6.9 nmol), 3 mg (3,5 nmol), 520 ng (694 pmol), 260 ng (347 pmol), 52 ng (69 pmol), 26 ng (34 pmol), 5 ng (6,9 pmol), e 3 ng (3,5 pmol).
  2. Miscelare 100 ml di ciascuna [Ru (bpy) 3] Cl 2 soluzione con 100 ml di una soluzione acquosa di nitrato di ammonio di cerio ((NH 4) 2 Ce (NO 3) 6) in acqua (25 mM) su un vetrino da microscopio.
  3. Impostare l'acquisizione nel lettore bioluminescenza per l'inizializzazione del software di imaging.
    1. Accedi al profilo utente e cercare l'acquipannello di controllo sizione. Clicca su "inizializzare" e attendere che lo strumento è pronto.
    2. Cercare "Modalità Imaging" e assicurarsi che "luminescenti" e "fotografia" sono controllati e che "Fluorescent" è incontrollato.
    3. Change "Tempo di esposizione" impostazione "luminescente" per 20 s. Impostare le altre impostazioni per "luminescente" come segue: "categorizzazione": media; "F / stop": 1; e "filtro per le emissioni": Open.
      NOTA: I tempi di esposizione potrebbero aver bisogno di essere adattato a seconda della strumentazione e l'impostazione sperimentale utilizzato, se diverso dal setup presentato.
    4. Per "Photograph", utilizzare le seguenti impostazioni: "Il tempo di esposizione": Auto; "Categorizzazione": media; e "F / stop": 8. Regolare il "Soggetto Altezza", secondo l'imaging target.Look per il menu a discesa "Campo visivo". L'impostazione iniziale è "C." Passare alla "B" (14 cm di distanza tra il camera e fase del campione).
  4. Impostare il nebulizzatore posizionando un vetrino microscopico su un foglio di cartoncino nero sul pavimento della camera di imaging per proteggerlo dalla agente ossidante. Mescolare un 100 μLdroplet di [Ru (bpy) 3] Cl 2 -solution con 100 ml di una soluzione acquosa di (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6. Osservare la scatola mirino verde.
    1. Posizionare imaging soggetto sul cartoncino nero, tale che l'area di interesse è al centro della scatola luminosa verde mirino visualizzato sulla fase del campione. Preparare il nebulizzatore staccando il flacone spray di plastica dal supporto ligneo. Riempire una soluzione di trietilammina (1: 3 in acqua / etanolo) nel suo serbatoio plastica e ricollegare al supporto in legno.
    2. Posizionare il nebulizzatore all'interno del lettore bioluminescenza e assicurarsi che il cavo di alimentazione sia scollegato dal cavo nebulizzatore. Assicurarsi che l'interruttore di alimentazioneè attiva, l'interruttore a levetta è spento, e il LED rosso è acceso Posizionare il nebulizzatore tale che il flusso di spruzzo è puntato verso la zona di interesse sull'imaging soggetto, minimizzando la vista ostruzione dalla fotocamera a imaging soggetto dalla testa ugello.
    3. Mettere piccoli pezzi neri di cartoncino oltre eventuali punti caldi (ad esempio, macchie bianche su preparati microscopici o siti di iniezione) per proteggerli da spruzzo. Inserire almeno 40 cm di cavo a distanza nebulizzatore all'interno della camera di imaging, tale da non interferire con imaging soggetto, il nebulizzatore, o la serratura della porta magnetica. Chiudere la porta sistema di imaging.
      NOTA: Il mirino cambia dimensioni sulla base del "campo visivo" in "Immagine vivente;" assicurarsi che questo sia impostato su "B".
  5. Acquisire un'immagine avviando la sequenza di imaging. Fai clic su "Acquisire" nel "Pannello di controllo di acquisizione." Al primo Sequ di imagingza, abilitare il salvataggio automatico se lo si desidera (consigliata) e scegliere una cartella di dati. Ignorare la finestra "Edit imaging etichette" fino alla fine della sequenza.
    NOTA: Il software di controllo visualizza le azioni dello strumento passo-passo in tempo reale. Dopo aver preparato la misurazione e spostando la fase del campione nella posizione giusta, apre l'otturatore e conta il tempo di misura. L'apertura dell'otturatore può anche essere ascoltato da un suono click generato dalla macchina.
  6. Come si apre l'otturatore, spruzzare tre esplosioni di una soluzione di trietilammina (1: 3 in acqua / etanolo, 0,24 ± 0,04 ml per spruzzo Burst) commutando l'interruttore a levetta tre volte per generare chemiluminescenza.
    NOTA: La fase del campione si sposta durante la misura. Lasciare sufficiente (almeno 40 cm) cavo all'interno dello strumento per permettere questo. Assicurarsi che la soluzione da spruzzare dal nebulizzatore può essere aspirato dal tubo ascendente e che non vi siano bolle d'aria nel tubo. Avere diverse batterie di riservas per il nebulizzatore pronti in caso necessario.

3. In Vivo Imaging Dopo sistemica dell'iniezione endovenosa

  1. In una provetta da microcentrifuga da 1,5, preparare 100 ml di soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) contenente tra l'8 e il 33 nmol di [Ru (bpy) 3] Cl 2. Preparare una soluzione acquosa di (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6 in acqua (25 mM) allo stesso tempo.
  2. Endovenosa iniettare 100 ml di [Ru (bpy) 3] Cl 2 nella vena della coda di topi sani (n = 5).
  3. Euthanize i topi 10 minuti dopo l'iniezione tramite CO 2 asfissia.
    1. Rimuovere la pelle con una Y-cut dal tronco, quindi rimuovere costale in una forma ad U per esporre il cuore e polmoni. Profumato topi tagliando una presa nell'atrio destro e iniettando 20 ml di PBS attraverso un ago calibro 24 nel ventricolo sinistro 18. tagliare con cura attraverso il ventrepelle e esporre il rene e il fegato. Tagliare longitudinalmente attraverso gli organi di creare un taglio visibile.
  4. Impostare l'acquisizione come descritto nei passaggi 2,3-2,6, con le seguenti modifiche.
    1. Dopo aver lavato accuratamente il serbatoio di plastica nebulizzatore, riempirla con una soluzione di (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6 in acqua (25 mM) invece di trietilammina.
      NOTA: E 'importante lavare a fondo l'ugello nebulizzatore dopo ogni uso, dal momento che cristallizzando (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6 può distruggere l'ugello di spruzzo dopo diversi usi.
  5. Utilizzare l'intero campioni di origine animale o di organi per l'imaging.
    1. Per tutta l'imaging dell'addome, posizionare la carcassa mouse con l'addome aperto rivolto verso la telecamera ed il capo rivolto verso la parte posteriore dello strumento. Centrare l'organo di essere ripreso (per esempio, il fegato o renali) nella casella di luce verde mirino.
    2. Fo individuo di immagini di organi e la quantificazione, togliere il mouse dallo strumento di imaging e pin verso il basso. Partendo dalla cavità del corpo già aperto, asportare gli organi interni (ad esempio, reni, fegato, polmoni, muscoli, milza, cervello e cuore). Tagliare la pelle zampa posteriore per asportare il tessuto muscolare. Aprire con cautela il cranio con un bisturi per asportare il cervello.
      1. Se l'organo di interesse è di reni, fegato milza, tagliare tutti gli organi in mezza longitudinalmente, posizionare ogni organo in una capsula di Petri o un pezzo di cartoncino nero.
    3. Seguire la procedura descritta nei passaggi 2,3-2,6 per stabilire l'emissione relativa del tracciante chemiluminescente per singoli organi.

4. imaging in vivo di Linfonodi

  1. Preparare 10 ml di una soluzione di PBS contenente 80 nmol di [Ru (bpy) 3] Cl 2. Preparare una soluzione acquosa di (NH 4) 2 Ce (NO 3) 6 in water (25 mM) allo stesso tempo.
  2. Iniettare 10 ml della soluzione subdermally nella zampa posteriore di topi sani (n = 5). Come controllo negativo, iniettare la zampa controlaterale con 10 ml di PBS pura. Sacrificare i topi con CO 2 asfissia 15 minuti dopo l'iniezione. Togliere la pelle su entrambe le zampe posteriori per esporre i canali linfatici fino ai linfonodi poplitea.
  3. Impostare l'acquisizione come descritto al punto 3.4.
  4. Rimuovere i linfonodi poplitei da entrambe le gambe posteriori, tagliarli a metà, e spruzzare con ossidante su un piatto Petri, come descritto in precedenza (fase 3.5.3), ai fini della quantificazione.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il sistema nebulizer descritto nella sezione del protocollo 1 può essere costruito a partire da materiali facilmente disponibili a basso costo. Esso è destinato ad essere un inserto per remote trigger spruzzatura dell'agente riducente / ossidante all'interno un lettore bioluminescente (Figura 1). Il nostro design consente il funzionamento sicuro del nebulizzatore all'interno del lettore bioluminescenza a 14 cm di distanza dalla lente. Non sono state osservate appannament...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Qui, abbiamo presentato una tecnologia capace di delineare otticamente tessuto tramite l'emissione di fotoni create da un reporter chemiluminescente. A differenza di altri, più stabilito, tecnologie 4, 5, 6, 7, 8, 9, questo sistema reporter chemiluminescenza impiega una sonda immagini che non radioattivo e facilita il ri...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori ringraziano il Prof. Jan Grimm e il Sig. Travis Shaffer per le loro utili discussioni e il Sig. David Gregory per l'editing del manoscritto. I servizi tecnici forniti dalla MSK Animal Imaging Core Facility, supportati in parte dal NIH Cancer Center Support Grant P30CA008748-48, sono riconosciuti con gratitudine. Gli autori ringraziano il NIH (K25 EB016673 e R21 CA191679, T.R. e 4R00CA178205-02, B.M.Z.), il Centro MSK per l'Imaging Molecolare e la Nanotecnologia (T.R.), la Tow Foundation (B.C.) e la National Science Foundation Integrative Graduate Education and Research Traineeship (IGERT 0965983 presso l'Hunter College for B.C. e T.M.S.) per il loro generoso sostegno. La ricerca riportata in questa pubblicazione è stata supportata da finanziamenti della King Abdullah University of Science and Technology.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Parte in legno A (12,5 & volte; 2,5 & volte; 1,8 cm)  Woodcraft131404Tagliato da un foglio di compensato di betulla da 3/4" x 24" x 30"
Parte di legno B (12,7 &volte; 10,7 &volte; 1,8 cm)Woodcraft131404Tagliato da un foglio di compensato di betulla da 3/4" x 24" x 30"
Parte di legno C (11 &volte; 2,5 &volte; 1,8 cm)Woodcraft131404Tagliato da un 3/4" x 24" x 30& rdquo; foglio di compensato di betulla
Viti (4 & volte; 25 mm)Screwfix79939
Harmon Face Values 3 oz mini spruzzatoreLetto, bagno e oltre
asta in acciaio inossidabile (10 cm di acciaio da 1/16")Deposito metalli Int. Inc.2192
Matita Classic HBPapermate58592
GraffettaOffice Depot221720
cavo per altoparlantiRCA Inc.
Batteria alcalina Energizer 9VEnergizer Holdings Inc.EN22
Hitech HS-82MG Micro Servomotore, coppia di uscita 3,4 kg/cm @ 6VHitech RCD USA Inc.32082S
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Fascette per cavi in plastica da 28 cmGeneral Electric Inc.50725
Nastro adesivo3M Inc.3939
littleBits w1 filolittleBits Inc.w1 filo
littleBits p1 potenzalittleBits Inc.p1 alimentazione
littleBits i2 interruttore a levettalittleBits Inc.i2 interruttore
littleBits 011 servolittleBits Inc.011 servo
20 cm fascette in plastica FourStar Plastics71TIE8000
Tris(2,2′-bipiridil)diclororutenio(II) esaidratoSigma-Aldrich Inc.
Nitrato di ammonio cerio(IV)Sigma-Aldrich Inc.22249
IsofluoraneBaxter Healthcare1001936060
PBSSigma-AldrichPBS1
EtanoloSigma-Aldrich2854
TrietilamminaSigma-Aldrich Inc.T0886
AcquaL'acqua è stata purificata utilizzando un Milipore Mili-Q (R ≥ 18 MΩ)
Topi nudi femmina (di razza)Jackson Laboratories1929età 5 - 6 settimane
Ceppo C57BL/6J   
Topi maschi NU/J at Jackson Laboratories2019età 6 - 8 settimane
Lettore di bioluminescenza IVIS 200Caliper Live Science
Live Image 4.2 softwarePerkin-Elmer128165
Vetrini per microscopioThermoScientific4951PLUS4
AH1650SNa levetta 224758

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fong, Y., Giulianotti, P. C., Lewis, J., Koerkamp, B. G., Reiner, T. Imaging and Visualization in The Modern Operating Room: A Comprehensive Guide for Physicians. , Springer. (2015).
  2. Nguyen, Q. T., Tsien, R. Y. Fluorescence-guided surgery with live molecular navigation - a new cutting edge. Nat. Rev. Cancer. 13 (9), 653-662 (2013).
  3. Weissleder, R., Pittet, M. J. Imaging in the era of molecular oncology. Nature. 452, 580-589 (2008).
  4. Heller, S., Zanzonico, P. Nuclear probes and intraoperative gamma cameras. Semin. Nucl. Med. 41 (3), 166-181 (2011).
  5. van Dam, G. M., et al. Intraoperative tumor-specific fluorescence imaging in ovarian cancer by folate receptor-α targeting: first in-human results. Nat. Med. 17 (10), 1315-1319 (2011).
  6. Zavaleta, C. L., et al. A Raman-based endoscopic strategy for multiplexed molecular imaging. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 110 (25), E2288-E2297 (2013).
  7. Harmsen, S., Bedics, M. A., Wall, M. A., Huang, R., Detty, M. R., Kircher, M. F. Rational design of a chalcogenopyrylium-based surface-enhanced resonance Raman scattering nanoprobe with attomolar sensitivity. Nat. Commun. 6, 1-9 (2015).
  8. Thorek, D. L., et al. Positron Lymphography: Multimodal, High-Resolution, Dynamic Mapping and Resection of Lymph Nodes After Intradermal Injection of 18F-FDG. Nucl. Med. 53 (9), 1438-1445 (2012).
  9. Thorek, D. L. J., Riedl, C. C., Grimm, J. Clinical Cerenkov Luminescence Imaging of 18F-FDG. Nucl. Med. 55 (1), 95-98 (2014).
  10. Gross, S., et al. Bioluminescence imaging of myeloperoxidase activity in vivo. Nat. Med. 15 (4), 455-461 (2009).
  11. Lee, J. -J., White, A. G., Rice, D. R., Smith, B. D. In vivo imaging using polymeric nanoparticles stained with near-infrared chemiluminescent and fluorescent squaraine catenane endoperoxide. Chem. Commun. 49 (29), 3016-3018 (2013).
  12. Lee, D., et al. In vivo imaging of hydrogen peroxide with chemiluminescent nanoparticles. Nat. Mater. 6 (10), 765-769 (2007).
  13. Baumes, J. M., et al. thermally activated, near-infrared chemiluminescent dyes and dye-stained microparticles for optical imaging. Nat. Chem. 2 (12), 1025-1030 (2010).
  14. Siraj, N., et al. Fluorescence, Phosphorescence, and Chemiluminescence. Anal. Chem. 88 (1), 170-202 (2016).
  15. Hercules, D. M., Lytle, F. E. Chemiluminescence from Reduction Reactions. Am. Chem. Soc. 88 (20), 4745-4746 (1966).
  16. Kerr, E. Annihilation electrogenerated chemiluminescence of mixed metal chelates in solution: modulating emission colour by manipulating the energetics. Chem. Sci. 6, 472-479 (2015).
  17. Montalti, M., Credi, A., Prodi, L., Gandolfi, M. T. Handbook of Photochemistry 3rd Ed. , CRC Press Taylor & Francis Group. Boca Raton, FL, USA. 379-404 (2006).
  18. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole Animal Perfusion Fixation for Rhodents. J. Vis. Exp. (65), e3564(2012).
  19. Büchel, G. E., et al. Near-infrared intraoperative chemiluminescent imaging. ChemMedChem. , (2016).
  20. Ntziachristos, V., Ripoll, J., Wang, L. V., Weissleder, R. Looking and Listening to Light: the Evolution of Whole-Body Photonic Imaging. Nat. Biotechnol. 23, 313-320 (2005).
  21. Koch, J. H., Gyarfas, E. C., Dwyer, F. P. Biological Activity of Complex Ions Mechanism of Inhibition of Acetylcholinesterase. Austral. J. Biol. Sci. 9 (3), 371-381 (1956).
  22. Juris, A., Balzani, V., Barigelletti, F., Campagna, S., Belser, P., Zelewsky, A. V. Ru(II) polypyridine complexes: photophysics, photochemistry, electrochemistry, and chemiluminescence. Coord. Chem. Rev. 84, 85-277 (1988).
  23. Knoll, J. D., Turro, C. Control and utilization of ruthenium and rhodium metal complex excited states for photoactivated cancer therapy. Coord. Chem. Rev. 282, 110-126 (2015).
  24. Haley, T. J. Pharmacology and toxicology of the rare earth elements. J. Pharm. Sci. 54 (5), 663-670 (1965).
  25. Siekierski, S., Mioduski, T., Salomon, M. IUPAC Commission on Solubility Data. Solubility Data Series. Vol 13. Scandium, Yttrium, Lanthanum, and Lanthanide Nitrates. , Pergamon Press. (1983).
  26. Reiner, T., Jantke, D., Marziale, A. N., Raba, A., Eppinger, J. Metal-Conjugated Affinity Labels: A New Concept to Create Enantioselective Artificial Metalloenzymes. ChemistryOpen. 2, 50-54 (2013).
  27. Zanarini, S., et al. Synthesis and Electrochemiluminescence of a Ru(bpy)3-Labeled Coupling Adduct Produced on a Self-Assembled Monolayer. J. Phys. Chem. C. 112 (8), 2949-2957 (2008).
  28. Liu, R., Lv, Y., Hou, X., Yang, L., Mester, Z. Protein Quantitation Using Ru-NHS Ester Tagging and Isotope Dilution High-Pressure Liquid Chromatography-Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry Determination. Anal. Chem. 84 (6), 2769-2775 (2012).
  29. Jantke, D., et al. Synthetic strategies for efficient conjugation of organometallic complexes with pendant protein reactive markers. J. Organomet. Chem. 744, 82-91 (2013).
  30. Aoki, Y., et al. An experimental xenograft mouse model of diffuse pontine glioma designed for therapeutic testing. J Neurooncol. 108 (1), 29-35 (2012).
  31. Forster, R. J., Bertoncello, P., Keyes, T. E. Electrogenerated Chemiluminescence. Annual Rev. Anal. Chem. 2, 359-385 (2009).
  32. Connell, T. U., James, J. L., White, A. R., Donnelly, P. S. Protein Labelling with Versatile Phosphorescent Metal Complexes for Live Cell Luminescence Imaging. Chem. Eur. J. 21 (40), 14146-14155 (2015).
  33. Zhou, X., et al. Synthesis, labeling and bioanalytical applications of a tris(2,2′-bipyridyl)ruthenium(II)-based electrochemiluminescence probe. Nat. Protoc. 9 (5), 1146-1159 (2014).
  34. Bœuf, G., et al. Encapsulated Ruthenium(II) Complexes in Biocompatible Poly(d,l-lactide-co-glycolide) Nanoparticles for Application in Photodynamic Therapy. ChemPlusChem. 79 (1), 171-180 (2014).
  35. Loizidou, M., Seifalian, A. M. Nanotechnology and its applications in surgery. Brit. J. Surgery. 97 (4), 463-465 (2010).
  36. Barry, N. P. E., Sadler, P. J. Challenges for Metals in Medicine: How Nanotechnology May Help To Shape the Future. ACS Nano. 7, 5654-5659 (2013).
  37. Hasan, K., Bansal, A. K., Samuel, I. D. W., Roldán-Carmona, C., Bolink, H. J., Zysman-Colman, E. Tuning the Emission of Cationic Iridium (III) Complexes Towards the Red Through Methoxy Substitution of the Cyclometalating Ligand. Nat.Sci. Rep. 5, 1-15 (2015).
  38. Truong, J., et al. Chemiluminescence detection with water-soluble iridium(III) complexes containing a sulfonate-functionalised ancillary ligand. Analyst. 139 (22), 6028-6035 (2014).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Imaging chemiluminescentereporter al ruteniosistema di nebulizzazionerapporto segnale rumorelettore di bioluminescenzaimaging in vivotris bipiridina rutenionitrato di cerio e ammoniosoluzione di trietilamminaconcentrazione minima rilevabile

Articoli correlati