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Articolo metodologico

Modellazione di morte neuronale e degenerazione in neuroni cerebellari del granello primario del Mouse

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DOI:

10.3791/55871

⸱

6 novembre 2017

 ,  ,  , 
1Lady Davis Institute for Medical Research, Jewish General Hospital, 2Integrated Program in Neuroscience, McGill University, 3Department of Cellular and Molecular Medicine, University of Ottawa, 4Department of Oncology, Faculty of Medicine, McGill University

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive un metodo semplice per isolare e neuroni di granulo cerebrale primario del mouse (CGNs) da cuccioli di 6-7 giorno vecchio, trasduzione efficiente di CGNs per la perdita e guadagno di funzione studia, la coltura e la modellazione eccitotossicità neuronale indotta da NMDA, basso-potassio-indotta delle cellule morte, danni al DNA e stress ossidativo utilizzando lo stesso modello di cultura.

Abstract

I neuroni cerebellari del granello (CGNs) sono un modello comunemente usato neuronale, formando una popolazione omogenea abbondante nel cervelletto. Alla luce del loro sviluppo post-natale, abbondanza e accessibilità, CGNs sono un modello ideale per studiare processi neuronali, compreso lo sviluppo neuronale, migrazione neuronale e stimolazione di attività neuronale fisiologica. Inoltre, culture CGN forniscono un eccellente modello per studiare le diverse modalità di morte cellulare tra cui excitotoxicity e apoptosi. All'interno di una settimana nella cultura, CGNs esprimere recettori N-metil-D-aspartato (NMDA), un recettore di glutammato di specifici recettori ionotropici con molte funzioni critiche in un neurone salute e nella malattia. L'aggiunta di basse concentrazioni di NMDA in combinazione con la depolarizzazione della membrana di roditore colture primarie di CGN è stato utilizzato per modellare la stimolazione fisiologica attività neuronale, mentre l'aggiunta di alte concentrazioni di NMDA può essere impiegato per modellare lesione di un neurone excitotoxic. Qui, un metodo di isolamento e coltura di CGNs da cuccioli 6 giorno precedente così come la manipolazione genetica di CGNs da adenovirus e lentivirus sono descritti. Siamo anche presenti protocolli ottimizzati su come stimolare eccitotossicità indotta da NMDA, apoptosi indotta da basso-potassio, stress ossidativo e danno al DNA dopo la trasduzione di questi neuroni.

Introduzione

I neuroni cerebellari del granello (CGNs) sono ben caratterizzati in cultura e hanno servito come un modello efficace per studiare la morte neuronale e sviluppo 1,2,3,4,5, 6. l'espressione precoce dei recettori N-metil-D-aspartato (NMDA) CGN culture in vitro di li rende un modello interessante per studiare NMDA-indotta di segnalazione. L'attivazione di questi recettori con NMDA in combinazione con la depolarizzazione della membrana viene utilizzata per modellare la stimolazione fisiologica attività neuronale e ha permesso per la ricerca dei meccanismi di plasticità sinaptica 7,8. Al contrario, eccesso di stimolazione di questi recettori da ligando NMDA può essere utilizzato per modellare excitotoxicity, un meccanismo importante di perdita neuronale in malattie di neurodegenerative e danno cerebrale acuta 9. Un meccanismo per l'induzione di excitotoxicity è attraverso inedia ATP con ossigeno ridotto, come si è visto con la ferita di un neurone acuta. In questo modo la depolarizzazione della membrana e rilasciano di livelli elevati di glutammato in sinapsi. La sovrastimolazione successiva del recettore NMDA da elevati del glutammato provoca eccessiva Ca2 + afflusso attraverso questi recettori, che a sua volta attiva diverse vie tra cui Ca2 +-attivati proteasi, fosfolipasi, e endonucleasi, conseguente la degradazione incontrollata dei critici componenti cellulari e morte cellulare. Inoltre, alta intracellulare Ca2 + porta alla generazione di radicali liberi dell'ossigeno e danno mitocondriale 10,11.

Mentre la maggior parte della perdita di un neurone seguendo eccitotossicità neuronale indotta da NMDA è dovuto afflusso del calcio ed è indipendente di Bax e Bak, altri meccanismi di morte cellulare non possono essere escluso da questo modello. L'aspetto di entrambi necrotico e apoptotici come la morte delle cellule dovuto excitotoxicity è parzialmente dovuto alla generazione di specie reattive dell'ossigeno (ROS) e danni al DNA causati daalta intracellulare Ca 2 + livelli 12. Danno del DNA risultati nella morte neuronale attraverso meccanismi apoptotici, essendo correlati con tratti distintivi della morte apoptotica delle cellule, come la comparsa di masse di cromatina e corpi apoptotici. Induzione di apoptosi è mediata attraverso il rilascio di citocromo c dai mitocondri e ha dimostrato di essere dipendente da Bax/Bak oligomerizzazione 13. Oligomerizzazione di Bax/Bak promuove la formazione di pori nella membrana mitocondriale esterna, con conseguente rilascio del citocromo c e l'attivazione dei regolatori pro-apoptotiche come si è visto con una lieve lesione ischemica 14.

Generazione di ROS è un problema significativo nel cervello dovuto i bassi livelli endogeni di antiossidanti, accoppiati con il fabbisogno di ossigeno grande per funzionamento neuronale 15. Quando esposti ad un evento ischemico, ossido nitrico sintasi è aumentata, produzione di ossido nitrico e l'aumento di specie reattive dell'ossigeno 14. L'aumento della concentrazione dei radicali dell'ossigeno può provocare danni al DNA e causare indirettamente la fame di energia. Alti livelli di rotture del doppio filamento del DNA sono sanati mediante l'attivazione di poli ADP-ribosio polimerasi-1 (PARP-1), un'eucariota cromatina-proteina responsabile di che catalizza il trasferimento di unità di ADP-ribosio dal NAD+, un parte integrante del processo 16di riparazione del DNA. Tuttavia, con danni eccessivi a causa dello stress ossidativo, attivazione di PARP-1 può causare fame di energia dovuto lo scarico aumentato il NAD+, un substrato necessario per la produzione di ATP attraverso la fosforilazione ossidativa. In definitiva, lo sforzo ossidativo si innescherà apoptosi in un modo dipendente di Bax/Bak che conduce al rilascio mitocondriale del citocromo c ed è stato indicato per indurre il rimodellamento mitocondriale in CGNs 17.

Infine, cambiamenti nella concentrazione di cloruro di potassio (KCl) in colture CGN possono essere utilizzati per modellare basso potassio/depolarizzazione mediata apoptosi 18,19,20. Quando esposti a bassi livelli di K+, CGNs subiscono cambiamenti fisiologici distinti, con conseguente riduzioni di respirazione mitocondriale e di glicolisi, attribuito alla diminuzione della domanda cellulare 21, così come la riduzione dei livelli di Nuclear factor-f-κB (NFκB) che regola le attività tra cui l'infiammazione e la trasmissione sinaptica 22. Questo modello è di particolare interesse per lo studio della morte delle cellule durante lo sviluppo neuronale. L'ambiente di K+ basso più strettamente assomiglia a condizioni fisiologiche e provoca i tratti distintivi della morte delle cellule durante lo sviluppo neuronale 23.

In sintesi, CGNs forniscono un modello di vecchia data per studiare i meccanismi molecolari sottostanti di degenerazione e morte neuronale. Il seguente protocollo permetterà di isolamento e coltura di CGNs, espressione o repressione di una particolare via genetica utilizzando virus e l'induzione della morte neuronale attraverso diversi meccanismi che rappresenta la degenerazione e la lesione di un neurone.

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Protocollo

questo protocollo si basa su modifiche delle procedure che sono state descritte precedentemente 18 , 24 , 25 , 26 , 27. il presente protocollo è approvato dal comitato di cura animale presso la McGill University.

1. preparazione sperimentale

Nota: le seguenti soluzioni di magazzino possono essere preparate e mantenute fino all'uso.

  1. Soluzione di dissezione
    1. sciogliere 3,62 g di cloruro di sodio (NaCl), 0,2 g di cloruro di potassio (KCl), 0,069 g di fosfato di sodio (NaH 2 PO 4 ∙ H 2 O) e 1,306 g di D-(+)-glucosio in 500 mL di distillata H 2 O. Quindi aggiungere 12,5 mL di tampone HEPES, 450 µ l di soluzione di rosso fenolo e 20 mL della frazione di BSA V alla soluzione. Regolare il pH 7.4 utilizzo 1 N idrossido di sodio (NaOH).
    2. Sterilizzare con un 0,22 µm filtro e conservare a 4 ° C. Questa soluzione rimarrà stabile fino ad una settimana a 10 giorni.
  2. Tripsina
    1. preparare una soluzione di riserva ad una concentrazione di 25 g/L di tripsina in cloruro di sodio 0,9%. Conservare la soluzione a -20 ° C.
  3. Trypsin Inhibitor
    1. preparare un brodo con una concentrazione di 10 mg/mL da sciogliere 1 g di inibitore della tripsina pollo uovo bianco in 100 mL di HCl. negozio di 1 mM questa soluzione a -20 ° C.
  4. Dnasi
    1. sciogliere 100 mg del DNase 1 in 10 mL di acqua sterile per generare uno stock di 10 mg/mL. Conservare la soluzione a -20 ° C.
  5. MgSO 4
    1. aggiungere 6,02 g di solfato di magnesio (MgSO 4) a 50 mL di acqua distillata (H 2 O) per generare uno stock di 1m. Conservare la soluzione a 4 ° C.
  6. CaCl 2
    1. sciogliere 0,735 g di cloruro di calcio (CaCl 2 ∙ 2 H 2 O) in 50 mL di acqua distillata di H 2 O a una concentrazione stock di 100 mM. Conservare la soluzione a 4 ° C.
  7. KCl
    1. sciogliere 3.7275 g di KCl in 50 mL di distillato di H 2 O a una concentrazione stock di soluzione negozio M. 1 a 4 ° C.
  8. D-(+)-glucosio
    1. sciogliere 1,802 g di D-(+)-glucosio in 50 mL di acqua distillata H 2 O a una concentrazione stock di 100 mM. Conservare la soluzione a 4 ° C.
  9. Terreni di coltura delle cellule
    1. preparare terreni di coltura delle cellule come segue: 5 mL di calore inattivato dializzati siero bovino fetale, 500 µ l di 200 mM L-Glutammina, 100 µ l di 50 mg/mL Gentamicina e 1 mL di KCL 1,0 M dovrebbe essere aggiunto a 45 mL del filtro sterilizzato Eagle ' s minimo essenziale di media (E-MEM) che è integrato con 1,125 g/L D-glucosio per generare 50 mL di terreni di coltura di neuroni cerebellari del granello. Conservare i supporti a 4 ° C.
  10. Furanoside Beta-D-Arabino citosina
    1. sciogliere 48 mg di citosina beta-D-arabino furanoside in 10 mL di coltura ad una concentrazione stock di 20 mM. Conservare la soluzione a -20 ° C.
  11. Poli-D-lisina
    1. per generare un poli Stock in D-lisina di 2 mg/mL, aggiungere 10 mL di sterile H 2 O a 20 mg di poli D-lisina. Stock poli D-lisina devono essere conservato a-80 ° C in aliquote di 100 µ l.
  12. Nota: le seguenti soluzioni devono essere preparate prima della dissezione e mantenute a 4 ° C fino all'utilizzo.
  13. MgSO 4 supplementato dissezione soluzione
    1. aggiungere 300 µ l di stock MgSO 4 a 250 mL di soluzione di dissezione.
  14. Soluzione di tripsina dissezione
    1. aggiungere 100 µ l di tripsina stock e 12 µ l di stock MgSO 4 a 10 mL di soluzione di dissezione.
  15. Tripsina inibitore soluzione 1
    1. µ l di aggiungere 164 dell'inibitore della tripsina stock, 250 µ l di brodo 1 DNasi e 12 µ l di stock MgSO 4 a 10 mL di soluzione di dissezione.
  16. 2 soluzione di tripsina inibitore
    1. µ l di aggiungere 1040 di inibitore della tripsina stock, 750 µ l di brodo 1 DNasi e 12 µ l di brodo MgSO4 a 10 mL di soluzione di dissezione.
  17. CaCl 2 completato soluzione dissezione
    1. aggiungere 10 µ l di stock CaCl 2 e 25 µ l di stock MgSO 4 a 10 mL di soluzione di dissezione.
  18. Poli D-lisina rivestito Petri
    1. per ricoprire le piastre di coltura, diluire 100 µ l di stock poli D-lisina in 40 mL di sterile H 2 O. Per piastre di coltura Nunc 35mm, aggiungere 2 mL di poli diluito soluzione D-lisina. Per 4 pozzetti, aggiungere 300 µ l di diluito poli D-lisina in ciascun pozzetto.
    2. Lasciare il sit di D-lisina poli per 1 h prima di aspirare e lavare ogni bene con 4 mL o 600 µ l (per 35 millimetri cultura piatti o 4 pozzetti, rispettivamente) di sterile H 2 O. Poi aspirare l' H 2 O e lasciare asciugare per 1 h. l'aria di piatti

2. Estrazione e isolamento del cervelletto cervello

  1. decapitare un 6-7 giorno di età pup del mouse utilizzando le forbici decapitazione. Eseguire la dissezione del cervello in un cappuccio sterili per coltura.
  2. Per rimuovere il cervello, afferrare la testa usando un paio di pinze e tagliare attraverso la pelle verso l'anteriore della testa usando le forbici microdissection come dimostrato nella Figura 1. Poi tagliare attraverso le ossa del cranio, utilizzando un nuovo paio di forbici per minimizzare il rischio di contaminazione. Rimuovere il teschio che coprono il cervello usando il forcipe e tirarne fuori il cervello con il forcipe o una spatola.
    1. Come necessario, tagliare attraverso il nervo ottico per facilitare l'ottenimento del cervello come un tutt'uno.
  3. Posto il cervello nella soluzione di dissezione che è integrata con MgSO 4. Tenere la soluzione e il cervello su Ice.
  4. Seguente rimozione, sotto un microscopio di dissezione del cervello, sezionare il cervelletto dal cervello mentre era ancora in soluzione di dissezione di MgSO 4 completato e rimuovere le meningi utilizzando una pinzetta. Girare il cervelletto al relativo lato ventrale e assicurare la rimozione del plesso coroidico.
  5. Piscina i cervelletti in un piatto di 35 mm contenente ~ 1 mL di soluzione di dissezione di MgSO 4 completato.
  6. Tagliare il tessuto in piccoli pezzi e trasferire in una provetta da 50 mL contenente 30 mL di soluzione di dissezione di MgSO 4 tamponata.

3. Mouse cerebellari del granello del neurone isolamento e Culturing

  1. Centrifugare la provetta 50 mL contenente il tessuto cerebrale tritato per 5 min a 644 x g e 4 ° C.
  2. Rimuovere il supernatante e aggiungere 10 mL di soluzione di dissezione di tripsina. Poi agitare il tubo ad alta velocità per 15 min a 37 ° C.
  3. Aggiungere 10 mL di soluzione di tripsina inibitore 1 al tubo e rock delicatamente per 2 min.
  4. Centrifugare la provetta per 5 min a 644 x g e 4 ° C.
  5. Rimuovere il supernatante e aggiungere 2 mL di soluzione di tripsina inibitore 2 e poi trasferirlo in una provetta da 15 mL.
  6. Triturare il tessuto nel tubo da 15 mL, fino a quando la soluzione diventa torbida. Quindi lasciar decantare per un minimo di 5
  7. Rimuovere il supernatante chiaro e trasferire il surnatante in una provetta nuova contenente 1 mL di soluzione di CaCl 2 completato dissezione.
  8. Aggiungere un altro mL di soluzione di tripsina inibitore 2 verso il basso del tubo contenente il pellet dal punto 3.6. Triturare nuovamente e lasciar riposare per 5 minuti rimuovere il surnatante e aggiungerlo nella provetta contenente il supernatante dal passo 3,7 (che è una ripetizione di passaggi 3.6-3.7). Ripetere questo processo fino a quando la maggior parte del tessuto è meccanicamente dissociato.
  9. Aggiungi 0,3 mL di CaCl 2 completato soluzione di dissezione alla raccolta di surnatante per ogni mL di surnatante.
  10. Mescolare il contenuto del tubo e poi Centrifugare per 5 min a 644 x g.
  11. Rimuovere il supernatante e aggiungere 10 mL di mezzi freschi per il pellet e mescolare.
  12. Cellule possono quindi essere contati e diluite a una concentrazione di 1.5 x 10 6 cellule/mL. Siete pregati di notare che in generale le cellule 10 milioni sono attesi da ogni cervello dissecata, dipenda dal tempo di trypsinization e l'efficienza della dissezione. Piastra di cellule su piastre precedentemente fatte poli D-lisina. Per 4 pozzetti, piastra 0,5 mL, dando 7,5 x 10 5 cellule per pozzetto. Per i piatti di 35 mm, piastra 4 mL, dando 6 x 10 6 cellule per piastra.
  13. Dopo 24 h, aggiungere citosina-β-arabino furanoside (AraC) alle piastre per ridurre la contaminazione gliale. Per ogni mL di media 0,5 µ l di 20mm AraC è richiesto. Aggiunta di AraC non richiede un cambiamento di media. Se le cellule sono conservati per 7-8 giorni, ripetere questo trattamento il giorno 3.
  14. Mantenere culture in un 5% CO 2 incubatore a 37 ° C e mangimi con 100 µ l di 100 millimetri di glucosio aggiunto alla cultura per ogni 2 mL di media ogni 2 giorni, 5 giorni passati. Non è necessaria una modifica completa per i media.

4. Imballaggio dei lentivirus, purificazione e titolazione

Nota: il protocollo per l'imballaggio, la concentrazione, la purificazione e la titolazione di lentivirus precedentemente è stato descritto in dettaglio senza l'uso di un kit 28, compresi i metodi alternativi per la titolazione, come ad esempio flusso cytometry 29. Qui presentiamo brevemente il protocollo utilizzato nel nostro laboratorio per la produzione di lentivirus per studiare la lesione di un neurone utilizzando la soluzione di purificazione virus veloce e un kit di titolazione lentivirali qPCR.

  1. Piastra Hek293T cellule in piastre di coltura di 10cm con Dulbecco ' s modificato Eagle ' medium essenziale minimo s (DMEM) completati con 10% FBS. Per ottenere un alto titolo virale, crescere almeno 5 piatti di Hek293T cellule per ogni trasfezione. Assicurarsi che il giorno delle cellule di transfezione sono 70% confluenti. Cambiare supporto tre ore prima della trasfezione.
  2. Per ogni trasfezione, preparare due provette. In tubo 1 aggiungere 1,5 mL Siero MEM-riduzione media e 41 µ l di reagente di transfezione, mescolare bene. Nel tubo 2, aggiungere 1,5 mL di media di siero MEM-ridotto e 6 µ g del plasmide di trasferimento, 6 µ g di pCMV-dR8.2 vettoriale (plasmide imballaggio), vettore di 3 µ g pCMV-VSV-G (plasmide busta) e 35 µ l di reagente di enhancer p3000 (fornito con lipofectamine). Mescolare bene e combinare tubi 1 e 2, vortex e incubare per 15 min.
  3. Rimuovere il 50% dei mezzi di comunicazione da piastre di Hek293T e aggiungere complessi DNA-lipidi alle cellule. Incubare per 6 h a 37 ° C, 5% CO 2. Rimuovere i supporti e sostituire con 5 mL di DMEM fresco, incubare per una notte.
  4. Alle 24 ore post-transfezione, raccogliere il primo lotto di surnatante virale da ogni piatto. Mantenere i mezzi di comunicazione virale a 4 ° C e aggiungere 5 mL di terreno fresco in ogni piatto di Hek293T cellule. Incubare per una notte.
  5. 48 ore post-transfezione, raccogliere il secondo lotto di surnatante virale, combinarlo con il primo lotto e centrifugare combinato surnatante virale per 10 min a 600 x g.
  6. Filtrare il surnatante attraverso un filtro con pori di 45 µm.
  7. Purificare il virus utilizzando una soluzione di purificazione speedy virus. Per ogni 45 mL di surnatante virale, aggiungere 5 mL di soluzione di rilegatura lentivirali, mescolare e centrifugare per 10 min > 5.000 x g e a 4 ° C.
  8. Rimuovere il surnatante con attenzione per non disturbare il pellet.
  9. Aggiungere 20-40 µ l di terreno e risospendere il pellet. Aliquotare e conservare a -80 ° C.
  10. Per ottenere il titolo di vettori lentivirale, un kit di titolazione lentivirali qPCR viene utilizzato. Diluire 2 µ l di virus purificato in 500 µ l di PBS. Aggiungere 2 µ l di virus diluito a 18 µ l di tampone di lisi di virus (fornito nel kit).
  11. Set a tre diverse reazioni di RT-q-PCR in triplicates ed etichettare come controllo positivo, lisato virale 1 (STD1) e controllo positivo 2 (STD2). Per ogni reazione aggiungere, 12,5 µ l di 2 x qPCR MasterMix, 2,5 µ l di sia virale lisato o STD1 (fornito nel kit) o STD2 (fornito nel kit) e 10 µ l di reagente-mix (fornito nel kit) in provette per PCR 0,2 mL.
  12. Impostare il programma PCR come segue: 20 min a 42 ° C per trascrizione inversa, 10 min a 95 ° C per l'attivazione degli enzimi, 40 cicli di 15 s a 95 ° C per denaturazione e 1 min a 60 ° C per ricottura/estensione.
  13. Calcolare il titolo virale utilizzando questa formula:
    Titolo di virale lisato = 5 x 10 7 / 2 3(Ctx-Ct1)/(Ct2-Ct1).
    CTX = valore medio di Ct del campione sconosciuto, Ct1 = valore medio di STD1, Ct2 = valore medio di STD2.
    Nota: CGNs può essere meglio trasdotte con lentivirus o infetti con adenovirus a seconda della modalità di lesioni in fase di studio. Aggiunta di lentivirus presso un MOI di 2-3 alla soluzione di cultura cellulare al momento della placcatura è usato per studiare NMDA indotta segnalazione al 7 ° giorno della cultura. Ciò si traduce in più di 80% trasduzione ed è opportuno procedere con analisi biochimiche di questi neuroni ( Figura 2). Aggiunta di adenovirus giorno 5 di cultura (a 50 MOI) e lo studio di NMDA indotta segnalazione a giorno 7-8 viene utilizzato per altre tecniche come l'imaging. Questo trattamento si traduce in meno del 10% l'infezione dei neuroni, che lo rende ideale per l'imaging e co-localizzazione delle proteine. Adenovirus possono essere utilizzati al momento della placcatura a studiare la morte delle cellule del DNA danno indotto tramite l'aggiunta di camptothecin al giorno 2-3 o stress ossidativo mediante aggiunta di acqua ossigenata. La presenza di proteine di fluorescenza (GFP, RFP, PCP o YFP) etichettata al gene di interesse può essere utilizzata per stimare la percentuale trasduzione e potenziale tossicità. Con il MOI consigliato, vediamo tossicità minima e massima trasduzione ( Figura 3).

5. Lesione di un neurone di modellazione

  1. per indurre NMDA indotta eccitotossicità neuronale, dopo 7 giorni in vitro, trattare CGNs con 100 µM NMDA e glicina 10 µM per 1 h. sostituire tutto il mezzo con il medium condizionato dalle culture parallele con n trattamento. Questa concentrazione risultati nella morte delle cellule di 50% al trattamento dopo 24 h ( Figura 3). Frammentazione mitocondriale è evidente al trattamento dopo 6-8 h (vedere Jahani-Asl et al. 26 , 27).
  2. per indurre la morte cellulare indotta da ROS (stress ossidativo), trattare neuroNS con 75-100 µM perossido di idrogeno (H 2 O 2) e passare alla condizionata media da culture parallele che seguono l'esposizione di 5 min a H 2 O 2. Nota, a causa dell'instabilità di H 2 O 2, ottimizzare la concentrazione ad un livello che induce la morte di 50-70% delle cellule in coltura dopo 24 h di trattamento.
  3. Per indurre il DNA danneggiano la morte cellulare indotta, trattare CGNs con 10 µM camptotecine. Questa concentrazione induce più di morte delle cellule di 50% in 24 h. frammentazione mitocondriale e segnale apoptotico precoce si verifica 2-3 h dopo l'aggiunta della camptotecina a questa concentrazione (vedere Jahani-Asl et al. 18)
  4. per indurre apoptosi neuronale indotta da K + basso in CGNs, cambiare supporto contenente 25 mM K + ai media di potassio basso con 5 mM K + dopo 7 giorni in vitro.

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Risultati

Con la dissezione attenta, cervello intatto deve essere rimosso con il minimo danno come visto in Figura 1A-B. Sforzo dovrebbe essere presa per minimizzare i danni al cervello durante la rimozione, specialmente danni al cervelletto. Danneggiare il cervelletto rende più difficile identificazione e rimozione completa delle meningi e aumenta la probabilità di contaminazione della coltura neuronale. Una volta che sono state rimosse le meningi, ce...

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Discussione

Qui forniamo un metodo semplice per la coltura di neuroni cerebellari del granello di mouse primario (CGNs), perdita e guadagno di funzione studia e modellazione di diversi meccanismi di morte cellulare. Diversi fattori influenzano la riproducibilità dei risultati utilizzando questa procedura che richiedono un attento monitoraggio. Questi includono la purezza della cultura tra cui l'eliminazione delle cellule gliali nella cultura, alla confluenza della cultura e mantenere le cellule sane. L'introduzione di variabilità in...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è supportato da scienze naturali e ingegneria Research Council of Canada e la canadese istituti di ricerca sanitaria concede a A.J.-A.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
kit di titolazione lentivitrale qPCR ABM#LV900
soluzione rapida per la purificazione dei virus ABM#LV999
pCMV-dR8.2Addgene#8455
pCMV-VS.VGAddgene#8454
Acqua distillata Gibco#15230162
200 mM di L-Glutammina Gibco#25030081
Nunc 35 mm piastre di colturaGibco#174913
PowerUP SYBR green master mixlife technologies#A25742
BSA V SolutionSigma Aldrich#A-8412
CaCl2 & bull; 2H2OSigma Aldrich#C-7902 
CamptotecinaSigma Aldrich#C-9911
Inibitore della tripsina dell'albume d'uovo di gallina Sigma Aldrich#10109878001
Citosina beta-D-Arabino FuranosideSigma Aldrich#C-1768
D-(+)-Glucosio Sigma Aldrich#G-7528
DNase1 Sigma Aldrich#11284932001
Eagle-medium essenziale minimaleSigma Aldrich#M-2279
GlycineSigma Aldrich#G-5417
Siero fetale bovino dializzato inattivato a caldo Sigma Aldrich#F-0392
Hepes Buffer Sigma Aldrich#H-0887
Perossido di idrogenoSigma Aldrich#216763
50 mg/mL Gentamicina Sigma Aldrich#G-1397
MgSO4 Sigma Aldrich#M-2643
Acido N-metil-D-asparticoSigma Aldrich#M-3262
Soluzione di rosso fenolo Sigma Aldrich#P-0290
Tripsina Sigma Aldrich#T-4549
Lipofectamine 3000Thermo Fisher ScientificL3000-008
p3000 enhancer reagenteThermo Fisher ScientificL3000-008
Opti-MEM I Siero ridotto MediumThermo Fisher Scientific31985070
KCl VWR#CABDH9258
NaCl VWR#CABDH9286
NaH2PO4H2O VWR#CABDH9298
Poli D-lisina VWR#89134-858
DMEMWisent#319-005-CL
FBSWisent#080-450

Riferimenti

  1. Goldowitz, D., Hamre, K. The cells and molecules that make a cerebellum. Trends in Neurosciences. 21 (9), 375-382 (1998).
  2. Contestabile, A. Cerebellar granule cells as a model to study mechanisms of neuronal apoptosis or survival in vivo and in vitro. Cerebellum. 1 (1), 41-55 (2002).
  3. Bilimoria, P. M., Bonni, A. Cultures of cerebellar granule neurons. CSH Protoc. , (2008).
  4. Kramer, D., Minichiello, L. Cell culture of primary cerebellar granule cells. Methods Mol Biol. 633, 233-239 (2010).
  5. Burgoyne, R. D., Cambray-Deakin, M. A. The cellular neurobiology of neuronal development: the cerebellar granule cell. Brain Res. 472 (1), 77-101 (1988).
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