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Articolo metodologico

Selezione-dipendente e generazione indipendente di CRISPR / Cas9-mediata Gene Knockouts nelle cellule di mammiferi

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DOI:

10.3791/55903

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16 giugno 2017

 ,  , 
1Cell Biology and Neuroscience, University of California, Riverside

In questo articolo

Sommario

I recenti progressi nella capacità di manipolare geneticamente le linee cellulari somatiche hanno un grande potenziale per la ricerca di base e applicata. Qui presentiamo due approcci per la produzione e lo screening generati da CRISPR / Cas9 nelle linee cellulari mammiferi, con e senza l'uso di marcatori selectable.

Abstract

Il sistema di ingegneria del genoma CRISPR / Cas9 ha rivoluzionato la biologia permettendo di modificare il genoma in modo preciso e con poco sforzo. Guidato da una singola guida RNA (sgRNA) che conferisce specificità, la proteina Cas9 ferma entrambi i fili di DNA nel luogo di destinazione. La rottura del DNA può scatenare un collegamento non terminale (NHEJ) o una riparazione diretta (HDR) omologica. NHEJ può introdurre piccole delezioni o inserzioni che portano a mutazioni di fotogrammi, mentre HDR consente perturbazioni più grandi e più precise. Qui presentiamo i protocolli per la generazione di linee di cellule di knockout accoppiando i metodi CRISPR / Cas9 stabiliti con due opzioni per la selezione / screening a valle. L'approccio NHEJ utilizza un singolo sito di taglio sgRNA e uno screening indipendente dalla selezione, in cui la produzione di proteine ​​viene valutata mediante immunoblot dot in modo ad alto rendimento. L'approccio HDR utilizza due siti di taglio sgRNA che spaziano sul gene di interesse. Insieme a un modello HDR fornito, questo metodo può raggiungere la cancellazioneDi decine di kb, aiutato dal marker di resistenza selezionabile inserito. Vengono discusse le opportune applicazioni ei vantaggi di ciascun metodo.

Introduzione

Le alterazioni genetiche stabili offrono un vantaggio rispetto ai metodi transitori di perturbazione cellulare, che possono essere variabili nella loro efficienza e durata. L'editing genomico è diventato sempre più comune negli ultimi anni a causa dello sviluppo di nucleasi specifiche di target, quali le nucleasi di zinco-dito , 1 , 2 , 3 , 4 , 5 , nucleasi efficace (TALEN) simili all'attivatore di trascrizione 6 , 7 , 8 , 9 E nucleasi guidate da RNA derivate dal sistema di ripetizioni palindromiche corte (CRISPR) regolarmente interspaziate in cluster 10 .

La macchina di montaggio CRISPR / Cas9 è adattata da un sistema immunitario che batteri e archea usano per difendersi dalle infezioni viraliAss = "xref"> 11 , 12 , 13 . In questo processo, brevi, 20-30 nt frammenti di sequenza virale invasiva sono incorporati in un locus genomico come "distanziatori" fiancheggiati da unità ripetitive 14 , 15 . La successiva trascrizione e l'elaborazione di RNA generano piccoli RNA 16 associati a CRISPR (crRNAs) che, insieme a un crRNA trans-attivante 17 (tracrRNA), si riuniscono con l'endonucleasi efficace Cas9. I crRNA forniscono quindi la specificità per il targeting di Cas9, guidando il complesso per sequestrare sequenze DNA complementari virali e prevenire ulteriori infezioni 18 , 19 . Ogni sequenza "protospacer" nel DNA mirato può servire come fonte del CRRNA, purché sia ​​direttamente 5 'a un breve motivo adiacente protospacer (PAM), NGG nel caso di S. pyogenes Cas9 20. L'assenza della sequenza PAM vicino al distanziatore nel loco CRISPR dell'host distingue tra auto e non-auto, impedendo il targeting dell'host. A causa della sua universalità e flessibilità, questo sistema biologico è stato fortemente adattato per l'editing genomico, in modo che quasi tutti i siti adiacenti del PAM possano essere mirati. In questa versione, un'ulteriore modifica ha fuso la crRNA e la tracrRNA in un singolo componente RNA (sgRNA) guida che è caricato nella proteina Cas9 21 .

Dopo l'espressione di Cas9 e di un sgRNA nelle cellule eucariotiche, la proteina Cas9 elimina entrambi i fili di DNA nel luogo di destinazione. In assenza di una regione adatta di sequenza omologa, la cella risolve questa rottura mediante l'adesione finale non omologica (NHEJ) 22 , 23 , 24 , che presenta tipicamente piccole delezioni o, raramente, inserzioni. Quando si punta ad un apertoLa riparazione probabilmente porta ad un frameshift traslatorio che produce un prodotto proteico non funzionale. Al contrario, quando è dotato di un modello esogeno con grandi regioni di omologia, la cellula può fissare la rottura a doppio filamento con la riparazione diretta dell'omologia 25 , 26 . Questo percorso consente di eliminazioni, sostituzioni o inserzioni nel genoma più precise, accoppiato con l'introduzione di marcatori di selezione accisa 27 .

Qui presentiamo i protocolli per la generazione di linee di cellule di knockout mediante uno di questi due metodi CRISPR / Cas9 ( Figura 1A ). L'approccio NHEJ utilizza un unico sito taglio sgRNA e uno screening indipendente dalla selezione, e quindi richiede una piccola preparazione anticipata. Quando si utilizza questo metodo, devono essere progettati i RNA complementari agli esoni prossimi all'estremità 5 della trascrizione, che sono più probabili a produrre un eliminazione. Dal momento che il modificatoGli ioni al genoma in questo caso sono piccoli, lo screening per i cloni di knockout si basa su macchie dot, dove il prodotto proteico viene valutato in modo ad alto rendimento. Ad esempio, usiamo la generazione di linee di eliminazione di ELAV come proteine ​​1 (ELAVL1). Il secondo approccio si basa sulla riparazione diretta dell'omologia (HDR) e utilizza due siti di taglio sgRNA che spaziano il gene o regione di interesse, consentendo la cancellazione di decine di kb. Un plasmide con due regioni di omologia che fiancheggiano i siti di scissione fornisce un modello di sostituzione ( Figura 1B ), introducendo un marker di resistenza selezionabile che aumenta l'efficienza della generazione di eliminazione. Questo metodo può anche essere adattato per introdurre modifiche geniche con armi di omologia adeguatamente progettate. In questo caso, l'integrazione di un nuovo frammento di DNA consente di effettuare uno screening basato su PCR ( Figura 1C ). Ad esempio, usiamo la generazione di linee di eliminazione di Pumilio RNA 2 (PUM2).

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Protocollo

1. Identificazione delle regioni di omologia intorno alla desinenza desiderata

NOTA: necessaria solo se si utilizza la modifica basata su selezione.

  1. Selezionare due regioni, inizialmente 1.5-2 kb, da entrambi i lati del locus di deselezione desiderato, che servirà come armi di omologia nel modello HDR ( Figura 1A ). Identificare le regioni che non dispongono di siti di riconoscimento BsaI su uno strato (GGTCTC) per facilitare la clonazione. Se i siti BsaI sono inevitabili, utilizzare un enzima di restriction di tipo IIs (BsmBI, SapI, BbsI) e modificare i siti corrispondenti nel plasmide destinatario (pUC19-BsaI), plasmide donatore di marker di resistenza (pGolden-Neo o pGolden-Hygro) e Sbalzi del prodotto PCR del braccio di omologia.

2. Generazione di Plasmidi Espressivi Cas9-sgRNA

  1. Definire i siti di targeting per la mutagenesi. Per il metodo a singolo taglio, senza selezione, gli esoni codificanti prossimali 5 'per aumentare la probabilità di un non-fuMutazione nzione. Per il metodo a due tagli, selezionare due siti che coprono gran parte del gene come necessario.
    NOTA: nella nostra esperienza, le eliminazioni fino a 53 kb sono create in modo efficiente.
  2. Inserisci 200-300 bp della sequenza di regione mirata nello strumento di progettazione crispr.mit.edu. Per la clonazione basata sulla selezione, utilizzare 200-300 bp delle regioni di omologia identificate che sono prossime al luogo di eliminazione ( Figura 1A ). Selezionare 2-3 dei sgRNA più alti per regione mirata per tenere conto delle differenze nella loro attività e isolare cloni indipendenti che non condividono gli stessi potenziali effetti off-target.
  3. Per progettare oligonucleotidi duplexati con opportuni sporgenze per l'inserimento nel plasmide di espressione, omettere la sequenza finale di PAM (NGG) e appendere uno sbalzo di 5'-CACC seguita da un G al oligo di filo superiore. Per l'oligo di fondo filo, aggiungere un 5'-AAAC overhang alla sequenza bersaglio inversa-complementata, seguita da un 3'-C, come ilLustrato sotto:
    figure-protocol-1
  4. Inserire oligonucleotidi sintetici corrispondenti agli sgRNA nel plasmide pSpCas9 (BB) utilizzando la clonazione Golden Gate 28 come descritto nel protocollo Zhang Lab 29 .

3. Generazione di Plasmidi di Riparazione di Homologia-Directed

NOTA: necessaria solo se si utilizza la modifica basata su selezione. Il plasmide del modello di riparazione rivolto ad omologia è costituito da un cassetto di resistenza alla droga affiancato da due regioni che sono complementari al genoma appena al di fuori dei due siti di sgRNA ( Figura 1B ).

  1. Dalle regioni di omologia più ampie individuate nel punto 1.1, selezionare 800-1.000 bp 26 non più di 5-10 bp distanti dai siti di taglio Cas9 progettati per servire come armi di omologia ( Figura 1A ). Assicurarsi di non includere il sgRNAIl sito di destinazione e il suo PAM nelle armi di omologia, in quanto ciò causerà la scissione di CRISPR / Cas9 del plasmide del template stesso. Se le armi di omologia contengono siti BsaI interni, utilizzare sgRNA alternative.
  2. PCR amplifica le armi di omologia da un DNA genomico utilizzando una DNA polimerasi ad alta fedeltà, secondo le istruzioni del produttore, utilizzando primer avanti e invertiti con una sequenza aggiuntiva di 5 'che introduce siti di BsaI (GGTCTC) e sovrapposizioni uniche su entrambe le estremità della regione di omologia. Le sommità devono contenere sequenze appropriate per generare l'ordine e l'orientamento correttamente assemblati, come descritto di seguito ( Figura 1B ):
    Braccio omologo sinistro FP sbalzo: 5 'GGGTCTCA GGCC
    Braccio omologo sinistro RP sbalzo: 5 'GGGTCTCT CACG
    Braccio omologo destro Busto FP: 5 'GGGTCTCA GTCC
    Braccio omologo destro RP sbalzo: 5 'GGGTCTCT CCAC
  3. Controllare le braccia di omologia per un appropriato amplifZione mediante elettroforesi a gel prima di procedere in avanti.
  4. Montare le regioni di braccio dell'omologia destra e sinistra con la cassetta di resistenza in un plasmide di template HDR mediante la clonazione di Golden Gate 28 . Utilizzare plasmidi pGolden-Neo o pGolden-Hygro 30 come fonte di cassette di resistenza loxP-flanked (loxP-PGK-Neo-pA-loxP o loxP-PGK-Hyg-pA-loxP). Utilizzare pUC19-BsaI, un pUC19 modificato con i siti BsaI nella regione multipla di clonazione e eliminare i siti BsaI altrove, come vettore destinatario (disponibile su richiesta). Utilizzare un rapporto di 1: 1: 1: 1 per i tre inserti e il vettore.
    1. Preparare la seguente miscela di reazione 30 :
      Prodotto PCR braccio omologo destro 0,06 pmol (30-40 ug)
      Prodotto PCR braccio omologo sinistro 0,06 pmol (30-40 ug)
      Plasmid pGolden-Neo (100 ng / μL) 1 &# 181; L
      Plasmid pUC19-BsaI (100 ng / μL) 1 μL
      2x T7 DNA ligase buffer 5 μL
      BsaI (10 U / μL) 0,75 μL
      T ligando del DNA (3000 U / μL) 0,25 μL
      acqua Fino a 10 μL
    2. Utilizzare i seguenti parametri del termociclatore: 37 ° C per 5 min, 20 ° C per 5 min. Ripetere per 30 cicli.
    3. Trattare il prodotto di clonazione con un'esonucleasi secondo le istruzioni del produttore per digerire via qualsiasi DNA DNA ancora linearizzato.
    4. Trasformare la miscela di reazione in un ceppo E. coli competente secondo il protocollo fornito con le cellule e piastra su piatti contenenti ampicillina.
  5. Per identificare i cloni con l'assembly corretto del template, eseguire batteriAl colonia PCR per amplificare le subregioni del braccio di omologia dell'inserto assemblato (in quanto l'intero inserto può essere troppo grande per amplificare in modo affidabile). Utilizzare un primer annealing alla sequenza plasmidiana affiancata e un secondo primer complementare al bordo della cassetta di resistenza ( figura 1B , la sequenza è comune a entrambi gli inserti Neo e Hygro), generando un prodotto dipendente dall'assieme che è di circa 200 bp più di Il braccio omologato contenuto:
    PUC19-Bsal-Left: 5 'GGCTCGTATGTTGTGTGGAATTGTGAG
    Resistenza a sinistra: 5 'AAAAGCGCCTCCCCTACCC
    PUC19-BsaI-Destra: 5 'GCTATTACGCCAGCTGGCGAAA
    Resistenza destra: 5 'AAGACAATAGCAGGCATGCTGGG
    1. Selezionare le colonie batteriche con stuzzicadenti sterili e sospendere i batteri in 20 μL di acqua. Riscaldare a 95 ° C per 15 minuti e scendere in una centrifuga a tavola a velocità massima per 5 min. Posizionare immediatamente sul ghiaccio.
    2. Preparare la seguente miscela PCR 31 </ Sup>:
      Modello diluito colonia 1,25 μL
      Tampone di reazione Taq 10x 1,25 μL
      20mM dNTPs 0,25 μL
      10 μM Primer avanti 0,25 μL
      10 μM primer inverso 0,25 μL
      Taq Polymerase 0,25 μL
      acqua 9 μL
    3. Utilizzare i seguenti parametri del termociclatore: 95 ° C per 30 s, (95 ° C 30 s, 61 ° C per 30 s, 72 ° C per 1 min / kb), ripetere per 25 cicli, 72 ° C per 2 minuti.
    4. Controllare il prodotto PCR per una dimensione corretta dell'amplicone mediante elettroforesi del gel agarosico.
    5. Facoltativamente, il miniprep plasmide DNA da singole colonie con corretto inserimento dimensioni e sequenza thE regioni di braccio di omologia mediante sequenziamento di Sanger con i primer di amplificazione sopra menzionati.

4. Trasfezione dei componenti CRISPR nelle cellule coltivate

  1. Prima della trasfezione: le cellule di coltura T-REx293 in supporti DMEM completati con il 10% di FBS a 37 ° C e il 5% di CO 2 .
  2. Le cellule di piastre su piastre a 6 pozzetti e crescono fino a circa il 70% di confluenza. Includere un pozzo per un controllo non trasfettato.
  3. Cellule transfettate con plasmide totali di 2,5 μg usando un protocollo di transfection commerciale. Parallelamente, mantenere il controllo non trascurato.
    NOTA: Il metodo e l'efficienza della trasfezione variano a seconda del tipo di cellula. Determinare il metodo appropriato di trasfusione del sistema prima dell'esperimento.
    1. Per la trasfezione delle cellule con selezione, utilizzare 0,75 μg di Cas9-sgRNA 1 (taglio sinistro), 0,75 μg di Cas9-sgRNA 2 (taglio destro) e 1,0 μg di template di ricombinazione omologa.
    2. Per transfectiSu cellule senza selezione, utilizzare 2,5 μg di Cas9-sgRNA plasmide.

5. Selezione dei farmaci

  1. 48 h dopo la trasfezione, trattare le cellule con il farmaco appropriato (Neomycin / Hygromycin). Effettuare la selezione fino a quando tutte le cellule del controllo non transfettato muoiono (tipicamente 3-5 giorni per Neo, 7-14 giorni per Hygro).
    NOTA: Utilizzare concentrazioni di 500 μg / mL e 10 μg / mL per Neomycin e Hygromycin rispettivamente per le cellule T-REx293. Per altri tipi di cellule, può essere utile effettuare una precedente titolazione di farmaci sulle cellule non trasfettate per determinare la concentrazione effettiva.

6. Isolamento delle popolazioni clonali

  1. Crescere le cellule al 100% di confluenza nel pozzo originale dopo la selezione. Le cellule di semi in 96 pozzetti a densità di 0,33 cellule per pozzetto.
    NOTA: Seeding tre piatti da 96 pozzetti è un buon punto di partenza per assicurare l'isolamento di più di un clone corretto, ma più o meno può essere necessario depTerminando sull'efficienza di sgRNA e HDR.
  2. Osservate le colonie durante un periodo di 2-4 settimane, fino a quando le colonie non sono visibili all'occhio. Scegli le colonie visibili con una punta pipetta sterile e un reseed in nuovi pozzetti per favorire la crescita monostrato. Quando si utilizzano cellule di sospensione, possono essere utilizzate anche densità di semina inferiori per garantire una maggiore percentuale di pozzetti singoli.

7. Screening candidati

  1. Screening candidati senza l'uso della selezione: macchia dot
    1. Crescere cloni individuali a confluenza 50-100%. Dislodge il monostrato delle cellule pipettando all'interno del pozzo.
    2. Aliquota 90 μL del volume totale di 100 μL in un tubo di microcentrifuga pulito. Spin giù a 6000 giri / min per 5 min, rimuova i supporti e lascia il pellet di cellule in 10 μL di 1x lysis buffer o 1x buffer di carico SDS (5x: 250 mM Tris-Cl pH 6,8, SDS 8%, blu bromofenolo 0,1% Glicerolo, 100 mM DTT). Aggiungere 90 μL di nuovi media al resto delle cellule del welPer continuare a propagare.
    3. Pipettare 1 μL di lisato cellulare su una membrana nitrocellulosa secca per formare un punto. Blot ogni campione due volte su due membrane separate, creando due modelli identici di campioni.
    4. Bloccare le membrane in 5% di latte in TBST (Tris Buffered Saline + 0,01% Tween 20: 8 g NaCl, 0,2 g KCl, 3 g di base Tris, fino a 1 L di acqua distillata, pH 7,4) 31 per 1 h a temperatura ambiente Con il dondolo, qui e durante la procedura).
    5. Blot utilizzando l'anticorpo primario contro la proteina bersaglio su una membrana e l'anticorpo primario per una proteina di controllo (tubulina, GAPDH o qualsiasi altra proteina che non si prevede di cambiare) dall'altro. Utilizzare la diluizione anticorpo primaria raccomandata (0,2 μg / mL per ELAVL1 e 0,1 μg / mL per Pum2 in questo caso) in TBST + 5% di latte. Incubare 1 h a temperatura ambiente.
    6. Lavare 3 volte con TBST per 5 min.
    7. Incubare ogni membrana con appropriato anticorpo secondario coniugato HRP in TBST + 5% di latte per 1 h a temperatura ambiente.
    8. Lavare 3 volte con TBST per 5 min.
    9. Applicare la soluzione di substrato di chemiluminescenza (vedi tabella dei materiali) seguendo le istruzioni del produttore e imagine la membrana blottata su un imager digitale di chemiluminescenza.
    10. Quantificare le intensità dei punti per le proteine ​​di destinazione e di controllo utilizzando il software appropriato.
    11. Eliminare i candidati con basso segnale di proteina di controllo e calcolare i rapporti sottostrati in background per controllare le intensità proteiche per i rimanenti candidati. Seleziona i candidati con i rapporti più bassi per il passaggio e l'ulteriore validazione con la macchia western.
  2. Screening candidati con l'uso della selezione: colonia PCR
    1. Raccogliere il lisato cellulare utilizzando un kit di preparazione del DNA (vedi tabella dei materiali ).
      1. Duplicare singole colonie in un nuovo pozzetto 96 e crescere fino al confluenza del 100%.
      2. Rimuovere i supporti da un insieme dei cloni, aNd risospendere le cellule in 30 μL di tampone di estrazione dal kit. Trasferire in un tubo di microcentrifuga da 1,5 ml pulito.
      3. Scaldare la soluzione a 96 ° C per 15 minuti e lasciar raffreddare a temperatura ambiente.
      4. Aggiungere 30 μL di buffer di stabilizzazione dal kit. Mescolare bene.
    2. Identificare le linee mutanti di wildtype e monoalettico / biallelico mediante colonia PCR.
      1. Progettare due set separati di primer PCR (per il lato sinistro e destro del locus mirato) per amplificare le regioni attorno alle armi di omologia in base all'integrazione riuscita o non riuscita della cassetta di resistenza ( Figura 2C ). Su ciascun lato, utilizzare un primer comune (rosso) che annee fuori del braccio di omologia. Usalo con un corrispondente primer accoppiato che è complementare alla sequenza endogena, che attraversa la regione di omologia (blu), per testare l'allele selvatico. Utilizzare un altro primer accoppiato, complementare alla cassetta di resistenza inserita (vedere primer nella sezione2.3), per verificare la mutazione desiderata.
      2. (Consigliato) Convalida i set di primer utilizzando lysate di cella dalla popolazione di celle di massa bulgara selezionata, poiché contengono una miscela sia di WT che di alleli mutanti ( Figura 2D ).
      3. Preparare la seguente miscela di reazione:
        Lysato cellulare 0,5 μL
        Buffer 10x KOD 1,25 μL
        25 mM di MgSO4 0,75 μL
        2 mM dNTPs 1,25 μL
        10 μM Primer avanti 0,375 μL
        10 μM primer inverso 0,375 μL
        KOD polimerasi 0,25 μL
        acqua 7,75 μL
      4. Utilizzare le seguenti condizioni del termociclista: 95 ° C per 2 minuti, (95 ° C per 20 s, Primer Tm per 10 s, 70 ° C per 20 s / kb) ripetere per 25 cicli.
      5. Visualizzare il prodotto PCR mediante elettroforesi a base di agarosio.
    3. Ripetere il collaudo PCR per ciascun lato dell'integrazione prevista. Selezionare ed espandere i candidati che mostrano la presenza di integrazione e nessun prodotto di sequenza endogeno per la regione eliminata.
    4. Validare i candidati positivi con blot western e / o RT-qPCR.

8. Verificare la mutazione genomica mediante sequenziamento

  1. Isolare il DNA genomico dalle linee cellulari mutanti mediante estrazione di cloroformio fenolico 31 .
  2. PCR amplificare la regione target sgRNA, utilizzando primer con overhangs da 5 'che aggiungono siti di restrizione BsaI ad ogni estremità.
    NOTA: Per i cloni modificati con HDR, dove entrambi gli alleli possono essere identici, il prodotto PCR può essere sequenziato direttamente.
  3. Clonare la regione amplificata in pUC19-BsaI mediante clonazione Golden Gate.
  4. Trasformare la miscela di reazione in un ceppo E. coli competente.
  5. Miniprep plasmide DNA da 6-10 singole colonie e sequenza della regione clonata mediante sequenziamento di Sanger.

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Risultati

Per la generazione di linee di eliminazione ELAVL1, è stato disponibile un anticorpo robusto, in modo da eseguire la modifica usando sgRNA singoli ( figura 1A , sinistra), seguita da immunoblot dot. Tre sgRNAs sono stati trasfettati in modo indipendente per confrontare efficienze e per escludere gli effetti target nei cloni risultanti. Dopo aver raccolto e blottato i lisati delle cellule dalle popolazioni clonali su due membrane di nitrocellulosa, le macchie...

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Discussione

Il sistema CRISPR / Cas9 ha permesso un'efficace generazione di modifiche genomiche stabili, che forniscono un'alternativa più coerente ad altri metodi di manipolazione transitoria. Ecco, abbiamo presentato due metodi per la rapida identificazione dei colpi di origine CRISPR / Cas9 nelle linee cellulari di mammiferi. Entrambi i metodi richiedono un piccolo materiale cellulare, pertanto i test possono essere eseguiti nelle fasi iniziali della coltura clonale, risparmiando tempo e reagenti. Per aumentare l'eff...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Ringraziamenti

Gli autori vorrebbero riconoscere Gissell Sanchez, Megan Lee e Jason Estep per l'assistenza sperimentale, e Weifeng Gu e Xuemei Chen per la condivisione di reagenti.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
preparazione
E. coli cellule
pSpCas9(BB) plasmideAddgene42230Ran et al. 2013, clonazione di sgRNA
BbsI enzimaThermoFisherFD1014Ran et al. 2013, clonazione di sgRNA
T7 DNA ligasiNEBM0318LRan et al. 2013, clonazione di sgRNA
Tango BufferThermoFisher BY5Ran et al. 2013, clonazione di sgRNA
PlasmidSafe exonucleaseEpicentreE3105KRan et al. 2013, clonazione di sgRNA
Q5 hot start polimerasi ad alta fedeltàNEBM0494AHA amplificazione
pUC19-BsaIPlasmide pUC19 modificato, sito BsaI esistente mutato e inserito due siti BsaI rivolti verso l'esterno dopo la digestione di BamHI/EcoRI
pGolden-NeoAddgene51422Cassetta di resistenza
pGolden-HygroAddgene51423Cassetta di resistenza
Enzima BsaINEBR3535SCostruzione del braccio di omologia
T7 DNA ligasiNEBM0318L
PlasmidSafe esonucleasiEpicentroE3105K
StuzzicadentiPCR batterica
Taq polimerasicolonia batterica PCR
HEK293 cellule
DMEMCorning10-013-CV
FBSCorningMT35010CV
Penicillina-Streptococco (opz.)Gibco15140-122
piastre a 6 pozzettiBioLite12556004
Reagente di trasfezione TransIT-LTIMirusMIR2300solo per lipofezione
Opti-MEMThermoFisher31985062solo per lipofezione
G418 (Neomicina)Sigma AldrichA1720-5G
IgromicinaSigma AldrichH3274-250MG
Piastre a 96 pozzettiThermoFisher12556008
tampone di lisi passiva, 5xPromega
1x SDS ricetta del tamponedescritta nel protocollo
Membrana di nitrocellulosaBio-Rad162-0115
Ricetta TBSTdescritta nel protocollo
Latte disidratato
Substrato SuperSignal West Dura a lunga durataThermoFisher34075per anticorpi secondari coniugati con HRP
Extracta Preparazione del DNA per PCRQuantabio95091-025
KOD polimerasiNovagen71316
Kit di del plasmideumane di caricamento

Riferimenti

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  2. Kim, Y. G., Cha, J., Chandrasegaran, S. Hybrid restriction enzymes: zinc finger fusions to Fok I cleavage domain. Proc Natl Acad Sci U S A. 93 (3), 1156-1160 (1996).
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