Articolo metodologico

Stimolazione del nervo cavernoso e registrazione della pressione intracavernosa in un ratto

DOI:

10.3791/56807

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23 aprile 2018

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1Biomedical Laboratory and the Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Surgery, University of Vermont, 3Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 4Department of Urology, Odense University Hospital

In questo articolo

Sommario

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Questo studio descrive una procedura chirurgica semplificata e tecnica per l'effettuazione di stimolazione del nervo cavernoso con l'isolamento del nervo-elettrodo complesse utilizzando colla siliconica e misurazione della pressione intracavernosa.

Abstract

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La stimolazione del nervo cavernoso (CN) e misurazione della pressione intracavernosa (ICP) sono stati ampiamente utilizzati per testare e valutare le terapie per la disfunzione erettile. Tuttavia, i metodi utilizzati variano tra laboratori e insidie esistono ancora. L'obiettivo di questo studio era di descrivere una tecnica chirurgica che fornirebbe un modello affidabile e riproducibile. Esponendo il muscolo ischiocavernosus al relativo punto di inserimento sulla tuberosità ischiatica, i crus del pene potrebbero essere cannulati con dissezione minima e la ferita alle strutture coinvolte nella funzione erettile. Stimolazione ripetuta della NC, senza la necessità per il sollevamento e l'essiccazione, è stata realizzata utilizzando un 125 µm bipolare elettrodo d'argento e colla al silicone biocompatibile per isolare il complesso elettrodo-nervo. Questo metodo impedisce neuropraxia riducendo stretching e asciugatura del nervo e fornisce un completo isolamento del nervo, negando la dispersione elettrica e prevenire la stimolazione di vie alternative.

Introduzione

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Studio in vivo della funzione erettile in animali da esperimento iniziato nel 1863 con il pionieristico lavoro sperimentale di Eckhard1. Elettrostimolazione dei nervi pelvici è stato usato per indurre l'ICP aumentato nei cani. Nel corso del 20° secolo, protocolli sperimentali simili sono stati usati in più grandi animali come cani, scimmie, gatti e conigli. Valutazione della funzione erettile in un ratto è stata sviluppata da Quinlan et nel 19892. Il metodo da allora è stato modificato e aggiornato da numerosi altri gruppi34. Oggi, il ratto è il più ampiamente usato modello animale per studiare la patologia della disfunzione erettile e valutare le possibilità di trattamento emergente. Le fasi principali della procedura sono, registrazione pressione arteriosa sistemica utilizzando una linea nell'arteria carotica, inserimento di una canula del crus del pene misura ICP e stimolazione della NC per indurre un aumento ICP. Anche se diversi ricercatori hanno raffinato il modello, sua riproducibilità rimane un problema, e risultati variabili sono stati segnalati da diversi laboratori. Persistono ancora parecchie insidie.

Precedenti articoli5,6,7,8,9,10 descrivono l'uso di esposizione completa del pene con degloving del pene per inserimento di una canula corpo cavernoso. Non si tratta di un approccio ottimale come manipolazione e dissezione dirompente provoca lesioni alle strutture, che sono essenziali per la funzione erettile. La dissezione della NC è stata descritta bene10,11, ma la stimolazione del nervo non è ottima a causa di molteplici fattori che potrebbero influenzare i risultati sperimentali. La tecnica di stimolazione CN include il nervo dal tessuto circostante di sollevamento tirando sull'elettrodo bipolare gancio, che viene posizionato intorno al nervo, e asciugatura del nervo prima di ogni stimolo. Questo può portare a vari gradi di danno del nervo e dispersione di corrente elettrica, risultante in una risposta diminuita o falso aumento ICP attraverso la stimolazione di vie alternative per es., muscoli del pavimento pelvico, vescica e gastrointestinali tratto12. Tutti questi fattori limitano la riproducibilità.

Durante il nostro studio, abbiamo osservato che la profondità e il tipo di anestesia avere un effetto profondo su ICP. Anestetici utilizzati sono sodio pentobarbital, chetamina/xilazina o ketamina/midazolam iniezione o inalazione isoflurane/ossigeno.

Qui descriviamo un metodo chirurgico semplificato e fornire dati a sostegno di standardizzazione del protocollo sperimentale.

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Protocollo

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Gli animali sono stati alloggiati nella University of Southern Denmark animale cura struttura secondo le linee guida istituzionali. Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati effettuati in conformità con la guida del National Institutes of Health per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. Si tratta di un intervento di chirurgia acuta, non-sopravvivenza.

1. preparazione della tubazione, elettrodo e strumenti per l'intervento chirurgico

  1. Utilizzare i seguenti strumenti di microchirurgia: forbici chirurgiche, micro-forbici angolate, un tessuto forcipe, una coppia di Dumont #7 e #5 micro pinzetta, un porta-aghi micro e divaricatori.
    Nota: Come si tratta di una procedura di acuta, non è necessario che gli strumenti da sterilizzare. Dopo l'uso, pulire e asciugare le punte con etanolo al 70%.
  2. Immergere il tubo in etanolo al 70% e poi lavare con sterile 0,9% NaCl con l'eparina 100 U/mL prima dell'uso. Lasciare il tubo riempito per evitare di introdurre bolle d'aria nel sistema.
  3. Tagliare un pezzo di lunghezza di 20-30 cm di tubi di polietilene (PE)-50 per rendere un catetere per la misurazione di ICP. Assicurarsi che la tubazione sia più breve possibile per ridurre la pressione di bagnatura.
  4. Piegare una sterile G 24 ago-laterale fino a quando l'ago si rompe in mezzo. Collegare il pezzo con lo smusso all'estremità distale del tubo PE per l'inserimento nel crus del pene. Inserire l'altra metà all'hub per il collegamento al trasduttore di pressione. Riempire il sistema con soluzione fisiologica eparinata (100 U/mL).
  5. Per rendere il bipolare elettrodo rivestito di Teflon, taglio due 125 µm argento fili di uguale lunghezza. Utilizzare un pezzo di nastro adesivo per fissare i fili al bordo del tavolo e avvitarli insieme. Successivamente, fissare l'elettrodo su una piastra nera.
  6. Praticare una piccola incisione in Teflon e utilizzare #5 micro pinze per una lunghezza di 4-5 mm di rivestimento in Teflon fuori le punte degli elettrodi della striscia. Tagliare le punte con un bisturi per raggiungere persino la lunghezza e creare ganci piegando le estremità intorno il bordo non tagliente di una lama di bisturi.
  7. Nastro l'elettrodo con il fine che si estende leggermente sopra il bordo della lastra del nero con i ganci rivolti verso l'alto. Mescolare la colla del silicio su una piastra di plastica per 10 s e avvolgere una colla bolla intorno all'elettrodo 1-2 mm dal gancio.
  8. Lasciare asciugare per circa 5 min prima dell'uso (Figura 1). Striscia il Teflon da una sezione più lunga su altra estremità, per consentire la connessione allo stimolatore.
    Nota: Con ri-fare i ganci all'estremità distale, l'elettrodo può essere riutilizzato molte volte.

2. preparazione dell'animale

  1. Dopo anestetizzare l'animale, radersi la metà inferiore dell'addome, collo e perineo. Spazzolare l'animale con alcool al 70% seguita da povidone-iodio tre volte. Posto il ratto su un pad riscaldato chirurgico in posizione supina. Applicare unguento oculare IFP e passare l'anestesia ad un cono di naso con 2,5% isoflurane e 0,8 L/min di ossigeno come l'elemento portante.
    Nota: Regolare il livello di isoflurano e ossigeno per raggiungere un livello accettabile di anestesia.

3. prechirurgica preparazione

  1. Eseguire l'intera procedura chirurgica sotto un microscopio operativo: un ingrandimento che vanno da 3.15 X a 20x è sufficiente. Utilizzare guanti e mantenere un ambiente pulito in tutto l'intervento chirurgico. Posto il ratto su un drappo.

4. Ischiocavernosus muscolo dissezione per la misurazione di ICP

  1. Utilizzare un bisturi, Forbici rette e Dumont #7 micro forcipe per rendere un 1 cm verticale curvo laterale di 5 mm di incisione della pelle al midline inizia a livello della base del pene e si estende verso il basso (Figura 2A). Utilizzare un cotton fioc e separare con cura la fascia laterale allo scroto (Figura 2B). Dopo la fascia di dissezione, allegare divaricatori e palpare con un cotone-punta-swap per trovare la tuberosita ' ischiatica (Figura 2).
  2. Sezionare attraverso il tessuto adiposo mediale di questo punto fino a quando viene visualizzato il muscolo ischiocavernosus (Figura 3A). Utilizzare una coppia Dumont #7 micro pinzetta e longitudinalmente separare il muscolo. La tunica albuginea apparirà come una struttura bianca luminosa (Figura 3B). Utilizzando micro pinze e forbici micro, esporre la tunica albuginea adeguatamente per vedere il suo corso (Figura 3).
  3. Dopo la calibrazione delle impostazioni di sistema, inserire il tubo attraverso la pelle sul perineo, assicurandosi che si corre parallela ai crus del pene (Figura 4). Lasciare la riga nel posto e mantenere umido con soluzione fisiologica l'incisione.

5. CN dissezione per stimolazione

  1. Fare un 2 cm inferiore, incisione addominale del midline attraverso la pelle utilizzando, in primo luogo, un bisturi e poi un paio di Forbici rette e micro forcipe. Creare una corrispondenza incisione attraverso la fascia lungo la linea alba e il tessuto muscolare sottostante per esporre la vescica e la prostata.
  2. Utilizzare retrattori per ottenere buona esposizione. Utilizzare tamponi di cotone-suggerimento per separare la prostata dal tessuto adiposo per ottenere la visualizzazione libera del ganglio pelvico principale (MPG) e CN, in esecuzione sull'aspetto dorsolateral della prostata (Figura 5).
  3. Dopo la visualizzazione del MPG e CN, accuratamente incise la fascia che ricopre il nervo distale a MPG 2-5mm con micro-forbici angolate (Figura 6a). Con l'uso di forcipe micro #5, diffondere il tessuto su ogni lato del nervo e di sotto di esso per liberare una parte lunga 4 mm (Figura 6b) e far scorrere una sutura di 9-0 sotto il nervo (Figura 6C).
  4. Elevare il nervo leggermente con l'aiuto della sutura (Figura 7a) per facilitare il posizionamento dei ganci dell'elettrodo bipolare intorno al nervo (Figura 7b). Lasciate che un mix di assistente della colla al silicone bicomponente con la punta di un'insulina ago per 5 s. a secco il nervo e applicare la colla sulla zona intorno i ganci ed il nervo (Figura 7C, sviluppo). Mantenere elevato il nervo, tirando leggermente l'elettrodo per circa 1 min consentire la colla si asciughi.
  5. Rimuovere i divaricatori, fatta eccezione per i divaricatori sul lato destro per evitare qualsiasi trazione o torsione dell'elettrodo. Bagnare gli organi esposti con salina e laica garza imbevuta di soluzione fisiologica sopra l'incisione.

6. inserimento di una canula corpo cavernoso per la misurazione di ICP

  1. Ripristinare la visualizzazione della tunica albuginea utilizzando retrattori. Assicurarsi di non attaccare i retrattori al muscolo ischiocavernosus come falserà la crus.
  2. Fissare l'ago e irrigare il tubo con soluzione fisiologica eparinizzata prima introduzione nella tunica albuginea. Mantenere la tunica albuginea allungata, utilizzando Dumont #7 micro pinzetta in una mano (non dominante), che tiene la tunica albuginea e il resto del muscolo sovrastante distale al punto di inserimento. Tenendo l'ago con il forcipe dritto micro in altra mano dominante e assicurarsi di introdurlo parallelo con il corso del corpo cavernoso (Figura 8).
  3. Spingere l'ago 5-8 mm nel corpo cavernoso. Sciacquare il tubo e premere sulla crus per testare la linea (Figura 9). Assicurarsi che non vi siano perdite. Fissare il tubo al tavolo con nastro adesivo per evitare accidentali tirando sulla linea. Rimuovere i divaricatori.

7. stimolazione della NC

  1. Con il programma di registrazione (ad es., Spike 2) continuamente in esecuzione, registrare la pressione arteriosa sia intracavernous e media.
  2. Impostare i parametri seguenti su uno stimolatore (ad es., SD9 erba strumenti, Vedi Tabella materiali) per stimolazione CN: corrente a 1,5 mA, frequenza 16 Hz, tensione a 3 V e larghezza di impulso a 5 ms. applicare 50 s di stimolazione con un minimo di 1 min di riposo tra stimolazioni.
    Nota: Le stimolazioni prime generalmente frutto in risposta diminuita (Figura 10).

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Risultati

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L'uso di questo protocollo con le impostazioni raccomandate per l'elettrostimolazione, nell'ambito dell'anestesia per inalazione con isoflurano 2,0% ossigeno 0,8 L/min, dovrebbe produrre risultati come mostrato in Figura 11 e Figura12, dove c'è più, schiena contro schiena stimolazioni tra 75-80 mm Hg. Figura 13 Mostra la stessa risposta stabile sopra una stimolazione di 20 min con la risposta sta...

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Discussione

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L'obiettivo principale di questo studio era di descrivere una tecnica chirurgica semplificata di inserimento di una canula crus del pene per la registrazione di ICP e isolamento del CN per l'elettrostimolazione. Abbiamo introdotto modifiche alla dissezione del corpo cavernoso di semplificare la chirurgia e fornire registrazioni riproducibile dell'aumento dell'ICP con stimolazione di CN. Con un'incisione verticale pelle di 1 cm, laterale alla base del pene, utilizzando la tuberosità ischiatica palpabile come guida, abbiam...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

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Gli autori non hanno nessun ringraziamenti.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Pinza AdsonStrumento per le scienze11006-12
Pinza Dumont #7Strumento per le scienze11271-30
Pinza Dumont #5Strumento per le scienze11273-20
Forbice ToughCut MayoStrumento per le scienze14110-15
Forbice a molla Vannas in miniaturaStrumento per le scienze15006-09
Emostatico ultra fineFine Science Tool13020-12
Crile HemostatFine Science Tool13004-14
Kwik-Sil AdesivoWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
Filo d'argento rivestito in teflon 0,125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0510
Divaricatori a filo elasticoSu
misuraLama del bisturiFine Science Tool10023-00
Tubo PE-50Warner Instruments64-0753
Ago da 23 GKruuse121272
SD-9 Stimolatore a impulsi quadratiSomatco1077/183
Trasduttore e cavo della pressione sanguignaWorld Precision InstrumentsBLPR2
Raucotupf Applicatori con punta in cotoneLohmann-Raucher11966
Pro-ophta Stick oculariLohmann-Raucher16515
NaCl 0,9 % 100 mLFarmacia
EparinaFarmacia
25 mL SiringaOdense University Hospital
Unguento per gli occhi veterinario - ViscotearsFarmacia
localefili d'argento Science Products GmbH, Heidelberg, Germania
Colla siliconicaKwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, Stati Uniti
localelocale

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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