Research Article
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I flussi di carbonio nella criosfera sono difficilmente valutati, ma sono cruciali per quanto riguarda il cambiamento climatico. Qui mostriamo un nuovo prototipo di dispositivo che cattura il potenziale fototrofico in ambienti sopraglaciali basati sulla tecnologia di emissione di fluorescenza indotta dal laser (L.I.F.E.) che offre dati ad alta risoluzione spettrale e spaziale in condizioni di situ.
Il riscaldamento globale colpisce le comunità microbiche in una varietà di ecosistemi, in particolare gli habitat criosferici. Tuttavia, si sa poco sui flussi di carbonio mediati microbici in ambienti estremi. Pertanto, la metodologia di acquisizione dei campioni descritta nei pochissimi studi disponibili implica due problemi principali: A) i dati ad alta risoluzione richiedono un gran numero di campioni, il che è difficile da ottenere in aree remote; B) inevalubile manipolazione del campione come il taglio, la segatura e lo scioglimento delle carote di ghiaccio che porta ad un malinteso delle condizioni in situ. In questo studio, non viene presentato un prototipo di dispositivo che non richiede né la preparazione del campione né la distruzione del campione. Il dispositivo può essere utilizzato per misurazioni in situ con un'alta risoluzione spettrale e spaziale negli ecosistemi terrestri e di ghiaccio e si basa sulla tecnica Laser-Induced Fluorescence Emission(L.I.F.E.). Le comunità sopraglaciali fotoautotrofiche possono essere identificate rilevando le firme L.I.F.E. nei fotopigmenti. Viene dimostrata la calibrazione dello strumento L.I.F.E. per i derivazioni di porphyrin clorofillaa (chla) (405 nm eccitazione laser) e B-phycoerythrin (B-PE) (532 nm di eccitazione laser). Per la convalida di questa metodologia, i dati L.I.F.E. sono stati ratificati con un metodo convenzionale per la quantificazione che prevedeva l'estrazione del pigmento e la successiva spettroscopia di assorbimento. L'applicabilità del prototipo sul campo è stata dimostrata in ambienti polari estremi. Ulteriori test sugli habitat terrestri hanno avuto luogo durante le simulazioni analogiche di Marte nel dessert marocchino e su un ghiacciaio roccioso austriaco. Lo strumento L.I.F.E. consente scansioni ad alta risoluzione di grandi aree con logistica operativa accettabile e contribuisce a una migliore comprensione del potenziale ecologico delle comunità sopraglaciali nel contesto del cambiamento globale.
La criosfera ospita ghiaccio marino, ghiacciai, laghi di alta montagna, zone di neve, ghiaccio del lago, corsi d'acqua di fusione e permafrost. Queste aree coprono circa l'11% delle masse terrestri della terra1,2 e sono sovrastate dall'atmosfera come un ambiente criosferico riconosciuto. Recenti studi dimostrano che le aree massicce della criosfera si stanno rapidamente ritirando3,4. L'Antartide5,6, le Alpi7, l'Artico8, e altre regioni mostrano saldi di massa di ghiaccio negativi. Il ritiro delle calotte glaciali e dei ghiacciai porta all'esaurimento del nostro più grande serbatoio d'acqua dolce sulla Terra. In alcune zone, il ritiro dei ghiacciai è inarrestabile5.
Per molto tempo, gli ecosistemi di ghiaccio sono stati considerati ambienti sterili. Tuttavia, nonostante le dure condizioni, la presenza di vita attiva nella criosfera terrestre è evidente9,10,11,12,13,14,15 . A causa della tendenza verso massicce perdite di ghiaccio mediante scioglimento, la criosfera sta attraversando uno spostamento dell'attività biologica, che colpisce gli habitat adiacenti. Per comprendere questi cambiamenti parzialmente irreversibili abbiamo bisogno di metodi per studiare l'attività biologica nel ghiaccio in condizioni di situ con alta risoluzione spaziale e temporale.
In ambienti sopraglaciali, la vita può essere trovata in fori di crioconite, coperture di neve, acqua fusa, corsi d'acqua e su superfici di ghiaccio nude. Tuttavia, gli habitat sopraglaciali più evidenti sono i fori di crioconite. Essi appaiono a livello globale in ambienti glaciati e sono stati descritti per la prima volta dall'esploratore svedese Adolf Erik Nordenskjold durante una spedizione in Groenlandia nel 187016,17. Il nome deriva dalle parole greche "kryos" (freddo) e "konia" (polvere). I detriti organici e inorganici di origine aeoliana si attaccano sulla superficie del ghiaccio e riducono l'albedo localmente. La radiazione solare favorisce lo scioglimento dei detriti in strati di ghiaccio più profondi, formando bacini cilindrici con sedimenti (crioconite) nella parte inferiore9. I fori di crioconite coprono lo 0,1-10% delle zone di ablazione glaciale11.
Le comunità di crioconite sono costituite da virus, funghi, batteri, cianobatteri, microalghe e protozoi. A seconda della regione, possono essere trovati anche organismi metazoicome rotiferi, nematodi, copepodi, tardigradi e larve di insetti. Edwards e altri18 descrivono i buchi di crioconite come "punti caldi ghiacciati". Hanno anche tracciato geni funzionali nei fori di crioconite che sono responsabili del ciclo N, Fe, S e P. Gli ecosistemi dei mini laghi respire e fotosintetizzano a i tassi che si trovano in habitat molto più caldi e ricchi di nutrienti11. Questi risultati sottolineano l'importante ruolo del sequestro microbico negli ambienti sopraglaciali. Oltre alle comunità viventi in fori crioconiti, le superfici di ghiaccio nude sono abitate da alghe di ghiaccio. La loro fisiologia è benstudiata 19 ma la loro distribuzione spaziale non è stata valutata20. La loro presenza in ambienti sopraglaciali diminuisce l'albedo e quindi promuove lo scioglimento che porta a un outwash nutriente e all'afflusso di nutrienti negli habitat a valle9. L'aumento delle temperature e quindi una maggiore disponibilità di acqua liquida influiscono sulla produttività netta dell'ecosistema in questi ecosistemi ghiacciati.
In ambienti sopraglaciali, gli organismi fotosinteticamente attivi trasformano il carbonio inorganico e l'azoto in fonti organiche e disponibili per la rete alimentare microbica21,22. Fino ad ora ci sono pochi studi che stimano i flussi di carbonio sopraglaciali11,20,23. La discrepanza nei tassi proposti di flusso di carbonio deriva da una bassa risoluzione dei dati spaziali e temporali. Inoltre, la distribuzione spaziale delle comunità sovraglaciali al di fuori dei fori di crioconite è appena valutata. Cook e altri20 hanno previsto nei loro modelli che le comunità di alghe sopraglaciali riparano fino a 11 volte più carbonio rispetto ai fori crioconiti contemporanei a causa della loro grande copertura superficiale. La scoperta di comunità di alghe sopraglaciali che garantiscono l'integrità dei campioni è ancora impedibile a causa della mancanza di strumenti per la rilevazione e la quantificazione in situ.
In risposta alle difficoltà logistiche, gli ecosistemi di ghiaccio sono studiati meno frequentemente degli habitat nelle aree temperate. La risoluzione dei dati dipende dal numero di campioni valutati e dall'accessibilità dei siti di studio. I metodi di campionamento standard come segatura, coring e successiva fusione comportano la manipolazione della comunità microbica. Ad esempio, la clorofillaa (chla) valutazione in campioni di ghiaccio solido è impossibile con metodi standard senza interferenze sostanziali. Di conseguenza, i cambiamenti di temperatura indotti dallo scioglimento all'interno delle comunità microbiche studiate sono inevitabili. In risposta alla termolabilità del fotosistema II e di altre strutture cellulari in psifili22, le analisi di laboratorio di campioni di ghiaccio fuso porteranno sempre ad una falsificazione delle condizioni in situ.
Le misurazioni in situ non distruttive sono l'unico modo ragionevole per ottenere dati affidabili. Questo obiettivo può essere raggiunto utilizzando metodi basati sulla fluorescenza. A causa della loro funzione di raccolta della luce, chla e B-phycoerythrin (B-PE) sono presenti in organismi che contribuiscono al ciclo del carbonio in ambienti sopraglaciali, come è stato dimostrato da Anesio e altri11. Quindi, queste molecole fluorescenti sono biomarcatori adatti per la quantificazione dei flussi di carbonio mediati microbici negli ecosistemi del ghiaccio.
In questo studio, presentiamo lo sviluppo, la calibrazione e l'applicabilità di un nuovo strumento non invasivo per la quantificazione in situ delle molecole chla e B-PE negli ecosistemi terrestri e glaciali. Il prototipo del dispositivo si basa sull'emissione fluorescente indotta dal laser, noto anche come L.I.F.E. Lo strumento ottico (Figura 1) cattura le firme dei biomarcatori fluorescenti dopo l'eccitazione a fluorescenza indotta dal laser. La procedura non è distruttiva e può essere eseguita presso il sito di studio o in laboratorio.
Figura 1: Il prototipo L.I.F.E. Sinistra: Foto dello strumento senza coperchio protettivo. A destra: Illustrazione schematica dello strumento. Massa totale: 5,4 kg (laser e ottica- 4,025 kg, laptop - 1,37 kg). Telaio in alluminio: 32,5 cm x 20,3 cm x 6,5 cm. Tubo ottico: 18,4 cm x 4 cm (diametro). CCD: sensore bluefox mv220g; F: filtri a passaggi lunghi servo-steered (450 nm e 550 nm); L: lenti ottiche; M1: specchi; M2: specchio dicroico; MC: microcontrollore; P: prisma; PBS: separatore del fascio polarizzante; S: apertura a taglio fatta di lame di rasoio regolabili. Barra di scala - 70 mm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Il kit portatile a doppia lunghezza d'onda pesa 4,5 kg e viene utilizzato su un treppiede in combinazione con un computer esterno. La configurazione del campo è semplice e veloce. Lo strumento è collegato al treppiede e il tubo dell'obiettivo è collegato al dispositivo insieme a un cavo USB e al cavo della fotocamera. Il computer esterno è collegato allo strumento tramite un cavo USB. Le gambe del treppiede sono regolate in modo tale che il tubo dell'obiettivo sia diretto e copra il campione. Quindi, un laser verde da 5 mW colpisce il campione dopo aver superato uno splitter a fascio polarizzante che reindirizza la luce polarizzata verso l'asse ottico dello spettrometro. L'esemplare presenta una luce fluorescente, illustrata in rosso nella Figura 1. Metà della luce collimata passa lo splitter del fascio polarizzante ed è focalizzata attraverso un filtro a passo lungo servo-guidato che rimuove i segnali laser. Successivamente, il segnale colpisce una fionda di apertura che consiste di due lame di rasoio regolabili. Un prisma spettrale separa la linea sottile dell'ortogonale della luce all'apertura della vela prima che il segnale venga catturato dal sensore. La procedura viene ripetuta con un laser blu. I dati grezzi vengono trasferiti automaticamente a un computer portatile che viene utilizzato anche per il funzionamento del software.
Lo strumento è controllato da un computer esterno utilizzando un ambiente LabVIEW che sincronizza la presa di immagini con la telecamera CCD, accendendo/spegnendo i laser e ruotando la rotellina del filtro a passo lungo. L'interfaccia utente grafica (GUI) è suddivisa in tre sezioni principali. La regolazione dell'esposizione viene eseguita manualmente. Sebbene la correzione tra il tempo di esposizione e l'intensità del segnale sia lineare (Figura 2B), il tempo massimo di esposizione è limitato a 10 s perché tempi di integrazione più lunghi portano a una riduzione significativa del rapporto segnale-rumore. Il campo commento viene utilizzato per la descrizione dell'esempio (Figura 2A). Nella sezione destra, le immagini non elaborate vengono visualizzate non appena le misurazioni sono terminate. Questa funzionalità è fondamentale per la valutazione immediata dei dati sul campo (Figura 2C–E). Le aree rosse indicano pixel sovraesposti, che possono essere evitati riducendo il tempo di esposizione.
Il successivo processo di riduzione dei dati non elaborati viene disaccoppiato dalla procedura di acquisizione dell'immagine e può essere eseguito in qualsiasi momento dopo l'acquisizione dell'immagine.
Figura 2: interfaccia utente grafica L.I.F.E. per l'acquisizione dei dati e la valutazione dei dati grezzi. (A) Il software abilita l'immissione manuale del testo per le descrizioni di esempio. (B) Il tempo di esposizione può essere regolato prima della misurazione. (C-E) Le immagini raw vengono visualizzate sul lato destro dell'interfaccia. (E) I colori rossi indicano una saturazione del sensore. (F) L'attivazione del pulsante RUN MEASUREMENT attiva il processo di acquisizione dei dati. Nella matrice (G), vengono visualizzati tutti i comandi eseguiti automaticamente durante l'acquisizione dei dati. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Esempio di immagine raw. Sinistra: Dati grezzi di chluno standard nella soluzione acetone, registrati con lo strumento L.I.F.E. A causa delle proprietà ottiche del dispositivo, il segnale viene visualizzato come una linea deformata. A destra: Interpretazione dell'immagine raw per pixel (px). L'asse spettrale (risoluzione 5 nm/px) viene tracciato rispetto all'asse spaziale (risoluzione 30 m/px). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Le immagini raw in scala di grigi a 12 bit mostrano un componente spaziale a causa della linea di apertura unidimensionale e di un componente spettrale a causa del prisma davanti al CCD (Figura 3). In risposta ai vincoli ottici, le immagini raw vengono distorte. Pertanto, devono essere ritagliati e dewarped applicando un codice che riconosce il grado di distorsione. Questa operazione viene eseguita con una procedura guidata del software (Figura 4). Successivamente, la calibrazione della lunghezza d'onda viene eseguita con il laser da 532 nm. La luce verde è prodotta dal raddoppio di frequenza di un laser a infrarossi da 1.064 nm. Entrambe le lunghezze d'onda possono essere rilevate dal CCD e, pertanto, la posizione spettrale di ogni pixel può essere calcolata automaticamente in immagini dewarped (Figura 4).
L'immagine viene quindi ritagliata fino a raggiungere un determinato intervallo di lunghezza d'onda (550-1.000 nm per le misurazioni laser verdi e 400-1.000 per le misurazioni laser blu). I valori di grigio di ogni pixel in una linea di pixel selezionata vengono conteggiati e sommati. Un valore grigio può essere compreso tra 0 e 255. Dopo di che, ogni linea di pixel rappresenta un numero. Ulteriori istruzioni software sullo schermo portano alla generazione di un grafico che mostra i conteggi dei valori grigi di ogni linea pixel tracciata rispetto alle coordinate spaziali. Ciò consente una discriminazione spaziale quantitativa di chla e B-PE contemporaneamente nel campione. Inoltre, le proprietà spettrali di un campione possono essere tracciate automaticamente dalle linee di pixel selezionate.
Figura 4: Deformazione delle immagini non elaborate. Sinistra: Immagine grezza catturata con un laser verde. Non è stato utilizzato alcun filtro. I segnali vengono visualizzati a 532 nm e 1.064 nm. Tempo di esposizione: 0,015 s. Centro: il segnale ritagliato da 532 nm viene utilizzato come linea di riferimento per dewarp un set di immagini. A destra: Immagine dewarpat dall'origine dell'immagine raw. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
1. Calibrazione e convalida
NOTA: Per la calibrazione del pigmento, preparare le file di diluizione da soluzioni stock di chla e B-PE. La soluzione di riserva chlviene diluita con acetone e B-PE viene diluita con acqua sterile distillata. In seguito, saranno necessari 15 mL di ogni fase di diluizione. Proteggere i pigmenti dalla luce avvolgendoli con un foglio di alluminio. Conservare il chla in un congelatore e il B-PE in frigorifero fino a ulteriore utilizzo. Un protocollo dettagliato per la riga di diluizione segue nelle sezioni 1.1 per chla e 1.2 per B-PE. Di seguito è descritto sia il chla che la calibrazione di laboratorio B-PE per il rilevamento e la quantificazione dei pigmenti con lo strumento L.I.F.E. di seguito. Una calibrazione precedente24 è stata fatta con gli stessi pigmenti di questo studio.
Figura 5: Impostazione per la calibrazione L.I.F.E. con chla e B-PE in condizioni di laboratorio.
(A) Tubo lente dello strumento. (B) Laser verde per l'eccitazione B-PE. (C) Laser blu per chl un'eccitazione. (D) Fiala scintillante. (E) Punto focale dello strumento L.I.F.E. (F) B-PE/acqua o chlunasoluzione /acetone con 5 mL, 10 mL e 15 mL. (G) Distanziali che mantengono la superficie di ogni soluzione sul piano focale per tre volumi diversi. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
2. Campionamento ed elaborazione del campione
Calibrazione di laboratorio per B-PE
I segnali di risposta della riga di diluizione B-PE sono stati misurati con lo strumento L.I.F.E. in una stanza buia a 20 gradi centigradi(Figura 6). Il tasso di conteggio dipendeva sia dalla concentrazione che dall'altezza della colonna del campione misurato. Campione B-PE a bassa concentrazione e bassa altezza della colonna fluoresce più forte rispetto a campioni della stessa concentrazione e altezza della colonna più alta.
Figura 6: calibrazione di laboratorio B-PE. Viene visualizzata la calibrazione del contenuto B-PE e della densità delle colonne. I tassi di conteggio normalizzati sono stati calcolati per un'altezza della colonna di 1,5 cm. Ristampa con permesso28. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Per l'adattamento della linea di calibrazione finale è stata utilizzata una regressione di Poisson. C'era una correlazione lineare tra le densità di area e i conteggi dei valori di grigio pixel. La funzione della curva era y - 81.04x (Figura 7), il che significa che un tasso di conteggio del valore grigio di 8.104 in un campione esposto di 1 s è uguale a una densità di area di 100 ng/cm2 B-PE. La calibrazione chla è impostata in modo analogico. La funzione era y - 8,94x.
Figura 7: Curva di calibrazione finale per B-PE. I conteggi dei valori di grigio sono stati normalizzati in un tempo di esposizione di 1 s e tracciati rispetto alla densità dell'area. Ristampa con permesso28. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Applicazione su campioni di crioconite da Svalbard e convalida di laboratorio dei dati
I valori medi delle misurazioni L.I.F.E. e le singole misurazioni degli stessi campioni derivati dall'estrazione convenzionale mediante l'acetone e l'analisi successiva con uno spettrofotometro sono illustrati nella figura 8.
Figura 8: Convalida dei dati con campioni naturali. I campioni (MLB) sono classificati per chlun contenuto, in base ai risultati di uno spettrofotometro di laboratorio (singoli valori) e confrontati con i dati di a fluorescenza chlmisurati su quattro aree casuali per filtro. Le barre di errore rappresentano la deviazione standard delle misurazioni L.I.F.E. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Chlun contenuto compreso tra 48 g/L-67 g/L sono stati sottovalutati, e il prototipo L.I.F.E. è stato sopravvalutato da 0,7 g/l. Le deviazioni standard dalle misurazioni L.I.F.E. erano basse.
Confronto dei dati spettrali delle misurazioni in situ con gli standard di laboratorio
Chluno spettri erano comparabili tra i campioni di crioconite e quelli provenienti da alghe A. nidulans. I picchi di fluorescenza in tutti i campioni erano situati a 700 nm-710 nm. Tuttavia, gli spettri derivati da campioni di crioconite mostravano segnali di rumore più elevati tra 400 nm-650 nm e da 800 nm–1.000 nm rispetto agli spettri dello standarddi pigmento chl (Figura 9).
Figura 9: Interpretazione dei dati spettrali. Misurazioni di quattro granuli di crioconite (blu) e un chluna soluzione pigmento standard (rosso) dopo l'eccitazione con laser da 405 nm. Gli spettri sono stati registrati 1 anno dopo la raccolta del campione. I campioni sono stati tenuti congelati e non sono stati esposti alla luce prima della misurazione. In risposta a problemi di calibrazione della lunghezza d'onda, il picco di fluorescenza si trova a 700 nm-710 nm anziché 680 nm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Analisi automatizzata del grano crioconita
In un esempio di analisi automatizzata di un foro crioconite (Figura 10), le densità più alte dell'area di pigmento sono state osservate alla linea di pixel 50. Lo spettro campione dopo l'eccitazione con un laser da 532 nm ha mostrato un picco con un taglio con un valore grigio di 255 in risposta alla sovrasaturazione del sensore. Questo picco deriva dal laser verde e non dal segnale fluorescente.
Figura 10: Analisi automatica dei dati di un singolo granulo crioconite con un diametro di 1 mm. Il campione è stato raccolto a Vestre Bràggerbreen (VBB) e misurato entro 4 ore dopo il campionamento in una sala di laboratorio buia presso la Stazione Artica (GB) a Ny-Elesund. La colonna di sinistra mostra le misure B-PE e la colonna di destra rappresenta chlun dato. Le immagini raw vengono visualizzate in alto. Le risposte a fluorescenza indotta dal laser vengono visualizzate in grigio. Le aree rosse indicano la risposta dai pigmenti standard. La sezione centrale illustra la distribuzione spaziale dei pigmenti bersaglio. Le proprietà spettrali del segnale di fluorescenza vengono visualizzate nelle immagini inferiori. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Impatto dell'eccitazione laser sulla produttività nei tappeti batterici
Né la produttività primaria né quella batterica sono state influenzate quando si aumentava la potenza del laser e/o il tempo di esposizione (Figura 11). Non sono state rilevate differenze significative nei trattamenti laser con maggiore potenza.
Figura 11: Misurazioni di produttività dei campioni provenienti dalle Svalbard. I tappetini batterici sono stati esposti con laser verdi e blu di intensità laser variabili e tempi di esposizione. I dati sono colorati in base alla sorgente della lunghezza d'onda laser (verde e blu). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
I flussi di carbonio nella criosfera sono difficilmente valutati, ma sono cruciali per quanto riguarda il cambiamento climatico. Qui mostriamo un nuovo prototipo di dispositivo che cattura il potenziale fototrofico in ambienti sopraglaciali basati sulla tecnologia di emissione di fluorescenza indotta dal laser (L.I.F.E.) che offre dati ad alta risoluzione spettrale e spaziale in condizioni di situ.
Gli autori ringraziano con gratitudine il colonnello (IL) J.N. Pritzker, la Fondazione Tawani, gli Stati Uniti, il Ministero federale austriaco della scienza, della ricerca e dell'economia (Sparkling Science SPA04_149 e SPA05_201), Alpine Forschungsstelle Obergurgl (AFO), Forum spaziale austriaco ( Roman Erler dell'Hintertuxer Natur Eis Palast, il direttore forestale e base austriaco Nick Cox della Stazione Artica di Ny Alesund (Svalbard). Siamo anche in debito con Sabrina Obwegeser, Carina Rofner e Fabian Drewes per il loro aiuto durante le riprese. Infine, vogliamo ringraziare James Bradley per aver dato la voce per il video concomitante.
| aceton | Merck | 67-64-1 | |
| B-Ficoeritrin | Invirtrogen | P6305 | |
| Clorofilla a standard | Sigma-Aldrich | C6144-1MG | |
| formalina | Merck | HT501128 | 36% |
| GF/C filtri | Whatman | WHA1822025 | 25mm diametro |
| HCl | Merck | H1758 | 36,5-38% |
| L.I.F.E. Prototipo | Università di Innsbruck | costruito su richiesta | |
| LabView | National Instruments | Software, Laboratorio Virtual Instrumentation Engineering Workbench | |
| Leucina, L-[4,5-3H], 1 mCi | Perkin Elmer | NET1166001MC | radioattivo |
| Cocktail di scintillazione liquida Beckman Ready Use | Beckman | non più disponibile, può essere compensato da Ultra Gold, | contatore a scintillazione liquida Packard|
| Beckman | esaurito | LSC 6000 IC | |
| NaH14CO3 (4 µ Ci/ml) | DHI Danimarca | 4 μ Ci/ml, 1 ml | radioattivo |
| Filtri in policarbonato osmonico | DHI Danimarca | PCTE | 25mm diametro, 0,2µ m dimensione dei pori |
| Fiale di poliscintillazione | Perkin Elmer | WHA1825047 | Provette per campioni da 20 ml |
| Sigma Aldrich | T2318-500EA | Provette per centrifuga Greiner, | |
| spettrofotometro | da 50 mlHitachi | NA | Modello U2001, qualsiasi fotometro per la spettroscopia di assorbimento che misura a 664 nm e 750 nm sarebbe appropriato |
| acido acetico tricrico (TCA) | Merck | T6399 | sonda ultrasonica al 100% |
| nano lab | QS1T-2 |
