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Articolo metodologico

Risposta cardiaca alla stimolazione β-adrenergica determinata dall'analisi del ciclo pressione-volume

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DOI:

10.3791/62057

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19 maggio 2021

 ,  ,  ,  , 
1Pharmakologisches Institut, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, 2DZHK (German Centre for Cardiovascular Research), partner site Heidelberg/Mannheim, 3Department of Internal Medicine III, University of Heidelberg, 4Department of Anesthesiology, University Hospital RWTH Aachen

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Qui descriviamo un'analisi del ciclo pressione-volume cardiaco sotto dosi crescenti di isoproterenolo infuso per via endovenosa per determinare la funzione cardiaca intrinseca e la riserva β-adrenergica nei topi. Utilizziamo un approccio a cassa aperta modificato per le misurazioni del ciclo pressione-volume, in cui includiamo la ventilazione con pressione positiva di fine espirazione.

Abstract

La determinazione della funzione cardiaca è una robusta analisi endpoint in modelli animali di malattie cardiovascolari al fine di caratterizzare gli effetti di trattamenti specifici sul cuore. A causa della fattibilità delle manipolazioni genetiche, il topo è diventato il modello animale di mammifero più comune per studiare la funzione cardiaca e cercare nuovi potenziali bersagli terapeutici. Qui descriviamo un protocollo per determinare la funzione cardiaca in vivo utilizzando misurazioni e analisi del ciclo pressione-volume durante le condizioni basali e sotto stimolazione β-adrenergica mediante infusione endovenosa di concentrazioni crescenti di isoproterenolo. Forniamo un protocollo raffinato che include il supporto di ventilazione tenendo conto della pressione positiva di fine espirazione per migliorare gli effetti negativi durante le misurazioni a torace aperto e una potente analgesia (Buprenorfina) per evitare stress miocardico incontrollabile evocato dal dolore durante la procedura. Nel complesso, la descrizione dettagliata della procedura e la discussione sulle possibili insidie consentono un'analisi del ciclo pressione-volume altamente standardizzata e riproducibile, riducendo l'esclusione degli animali dalla coorte sperimentale prevenendo possibili pregiudizi metodologici.

Introduzione

Le malattie cardiovascolari in genere influenzano la funzione cardiaca. Questo numero sottolinea l'importanza di valutare in vivo la funzione cardiaca dettagliata nei modelli di malattie animali. La sperimentazione animale è circondata da una cornice dei tre principi guida rs (3R) (Riduci/ Raffina / Sostituisci). In caso di comprensione di patologie complesse che coinvolgono risposte sistemiche (cioè malattie cardiovascolari) all'attuale livello di sviluppo, l'opzione principale è quella di perfezionare i metodi disponibili. La raffinazione porterà anche a una riduzione del numero di animali richiesto a causa della minore variabilità, il che migliora la potenza dell'analisi e delle conclusioni. Inoltre, la combinazione di misurazioni della contrattilità cardiaca con modelli animali di malattie cardiache comprese quelle indotte dalla stimolazione neuroumorale o dal sovraccarico di pressione come il banding aortico, che imita ad esempio i livelli alterati di catecolamina / β-adrenergici1,2,3,4, fornisce un metodo potente per gli studi pre-clinici. Tenendo conto che il metodo basato su catetere rimane l'approccio più utilizzato per la valutazione approfondita della contrattilità cardiaca5, abbiamo mirato a presentare qui una misurazione raffinata della funzione cardiaca in vivo nei topi mediante misurazioni del ciclo pressione-volume (PVL) durante la stimolazione β-adrenergica basata su precedenti esperienze, inclusa la valutazione di parametri specifici di questo approccio6, 7.

Per determinare i parametri emodinamici cardiaci sono disponibili approcci che includono tecniche di imaging o basate su catetere. Entrambe le opzioni sono accompagnate da vantaggi e svantaggi che devono essere attentamente considerati per la rispettiva domanda scientifica. Gli approcci di imaging includono l'ecocardiografia e la risonanza magnetica (MRI); entrambi sono stati utilizzati con successo nei topi. Le misurazioni ecocardiografiche comportano elevati costi iniziali da una sonda ad alta velocità necessaria per l'alta frequenza cardiaca dei topi; è un approccio non invasivo relativamente semplice, ma è variabile tra gli operatori che idealmente dovrebbero essere esperti nel riconoscere e visualizzare le strutture cardiache. Inoltre, non è possibile eseguire direttamente misurazioni della pressione e i calcoli sono ottenuti dalla combinazione di grandezze dimensionali e misurazioni del flusso. D'altra parte, ha il vantaggio che diverse misurazioni possono essere eseguite sullo stesso animale e la funzione cardiaca può essere monitorata ad esempio durante la progressione della malattia. Per quanto riguarda la misurazione del volume, la risonanza magnetica è la procedura gold standard, ma simile all'ecocardiografia, non sono possibili misurazioni dirette della pressione e si possono ottenere solo parametri dipendenti dal precarico8. Fattori limitanti sono anche la disponibilità, lo sforzo di analisi e i costi operativi. Qui i metodi basati su catetere per misurare la funzione cardiaca sono una buona alternativa che consente inoltre il monitoraggio diretto della pressione intracardiaca e la determinazione di parametri di contrattilità indipendenti dal carico come il lavoro di ictus reclutabile precarico (PRSW)9. Tuttavia, i volumi ventricolari misurati da un catetere di pressione-conduttanza (attraverso la determinazione della conducibilità) sono inferiori a quelli della risonanza magnetica, ma le differenze di gruppo sono mantenute nello stesso intervallo10. Per determinare valori di volume affidabili è necessaria la calibrazione corrispondente, che è un passaggio critico durante le misurazioni PVL. Combina misure ex vivo della conducibilità del sangue in cuvette calibrate in volume (conversione della conduttanza in volume) con l'analisi in vivo per la conduttanza parallela del miocardio durante l'iniezione in bolo della soluzione salina ipertonica11,12. Oltre a ciò, il posizionamento del catetere all'interno del ventricolo e il corretto orientamento degli elettrodi lungo l'asse longitudinale del ventricolo sono fondamentali per la capacità di rilevamento del campo elettrico circostante prodotto da loro. Ancora con le ridotte dimensioni del cuore di topo è possibile evitare artefatti prodotti da cambiamenti nell'orientamento intraventricolare del catetere, anche nei ventricoli dilatati5,10,ma gli artefatti possono evolvere sotto stimolazione β-adrenergica6,13. Oltre ai metodi di conduttanza, lo sviluppo del metodo basato sull'ammissione sembrava evitare le fasi di calibrazione, ma qui i valori di volume sono piuttosto sovrastimati14,15.

Poiché il topo è uno dei modelli pre-clinici più importanti nella ricerca cardiovascolare e la β-riserva adrenergica del cuore è di interesse centrale nella fisiologia e patologia cardiaca, presentiamo qui un protocollo raffinato per determinare la funzione cardiaca in vivo nei topi mediante misurazioni PVL durante la stimolazione β-adrenergica.

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Protocollo

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati ed eseguiti secondo i regolamenti del Consiglio regionale di Karlsruhe e dell'Università di Heidelberg (AZ 35-9185.82/A-2/15, AZ 35-9185.82/A-18/15, AZ 35-9185.81/G131/15, AZ 35-9185.81/G121/17) conformi alle linee guida della direttiva 2010/63/UE del Parlamento europeo sulla protezione degli animali utilizzati a fini scientifici. I dati mostrati in questo protocollo sono derivati da topi maschi wild type C57Bl6/N (17 ± 1,4 settimane di età). I topi sono stati mantenuti in condizioni specifiche prive di agenti patogeni presso la struttura per animali (IBF) della Facoltà di Medicina di Heidelberg. I topi sono stati alloggiati in un ciclo luce-buio di 12 ore, con un'umidità relativa tra il 56-60%, un cambio d'aria 15 volte all'ora e una temperatura ambiente di 22 ° C + / - 2 ° C. Erano tenuti in gabbie convenzionali di tipo II o di tipo II a lungo dotate di lettiera per animali e carte veline come arricchimento. Il cibo autoclavato standard e l'acqua autoclavata erano disponibili per consumare ad libitum.

1. Preparazione di strumenti e soluzioni farmacologiche

  1. Catetere venoso centrale: tagliare il micro tubo (diametro esterno di 0,6 mm) in tubi catetere lunghi ~ 20 cm. Utilizzare una pinza per tirare un'estremità del tubo sulla punta di una cannula calibro 23. Tagliare l'altra estremità del tubo in diagonale per creare una punta affilata che può perforare la vena femorale.
  2. Tubo endotracheale: per un tubo di intubazione tagliare una cannula di venipuntura di 20 cm di lunghezza per rimuovere l'attacco della siringa.
    1. Se il tubo di intubazione non si adatta perfettamente alla connessione del ventilatore, avvolgere il parafilm sull'estremità del tubo in cui è collegato il dispositivo di ventilazione. La connessione deve essere stabile e sigillata dall'ispessimento (Figura 1A). Accorciare il perno di guida in metallo della cannula venipuntura-20 gauge a 2,7 cm e usarlo come ausilio per l'intubazione. Anche gli approcci raffinati per l'intubazione, comprese le fibre leggere per facilitare la visualizzazione della trachea, sono ben descritti, ad esempio da Das e collaboratori16.
  3. Miscela anestetica utilizzata per l'intubazione: miscelare 200 μL di eparina (1000 UI/mL) con 50 μL di NaCl allo 0,9% e 750 μL di etomidato da 2 mg/mL di etomidato da un prodotto a base di emulsione olio-in-acqua. Utilizzare 7 μL/g di peso corporeo (BW) per ogni topo (0,1 mg/kg di buprenorfina BW 10 mg/kg di etomidato BW).
  4. Rilassante muscolare: Sciogliere 100 mg di Pancuronio-bromuro in 100 ml di NaCl allo 0,9%. Utilizzare 1,0 μL/g di peso corporeo (1 mg/kg di peso corporeo) per ciascun topo.
  5. Soluzioni di isoproterenolo: Sciogliere 100 mg di isoproterenolo in 100 mL di NaCl allo 0,9% (1 μg/μL). Preparare le seguenti diluizioni (Tabella 1) e trasferire ciascuna in una siringa da 1 mL.
    1. Per ottenere la diluizione 1, diluire il brodo 1:1.8. Per ottenere la diluizione 2, diluire il brodo 1:6. Per ottenere la diluizione 3, diluire la diluizione 1 in 1:10. Infine, ottenere la diluizione 4 con una diluizione 1:10 della diluizione 2.
  6. NaCl ipertonico al 15% (p/v): Sciogliere 1,5 g di NaCl allo 0,9% in 10 ml di H2O a doppio distillato. Filtrare la soluzione con un filtro a siringa per pori da 0,45 μm.
  7. Preparazione di soluzione di albumina al 12,5% (p/v): Sciogliere 1,25 g di albumina sierica bovina in 10 ml di NaCl allo 0,9%. Incubare la soluzione a 37 °C per 30 min. Raffreddare a temperatura ambiente e filtrare la soluzione con un filtro a siringa per pori da 0,45 μm.
  8. Preparazione della configurazione: Prima accendere la piastra riscaldante e impostarla a 39-40 °C. Posizionare una siringa riempita con soluzione salina sulla piastra riscaldante e trasferire il catetere PVL (Pressure-Volume Loop) nella siringa. Pre-incubare il catetere per almeno 30 minuti prima dell'uso per la stabilizzazione. La configurazione che utilizziamo è costituita da un catetere di conduttanza da 1,4 F, un'unità di controllo e il software corrispondente, ed è descritta graficamente nella Figura 1B e i riferimenti del fornitore sono elencati nella Tabella dei materiali.

2. Anestesia

  1. Iniettare buprenorfina (0,1 mg/kg di peso corporeo per via intraperitoneale) 30 minuti prima dell'intubazione.
  2. Posizionare il mouse in una camera di vetro acrilica pre-satura con isoflurano al 2,5% e preriscaldata con una piastra riscaldante posta sulla base della camera.
  3. Non appena il topo dorme (mancanza di riflessi), iniettare la miscela anestetica (7 ml/kg di peso corporeo) contenente 10 mg/kg di etomidato ed eparina (1.200 UI/kg di peso corporeo) per via intraperitoneale.

3. Ventilazione

  1. Trasferire l'animale sulla piattaforma di intubazione (Figura 1C) 3-4 minuti dopo l'iniezione di anestetico. Il topo pende dai denti con la vista dorsale rivolta verso l'operatore.
  2. Sollevare delicatamente la lingua con una pinza. Per identificare la glottide, sollevare leggermente la mascella inferiore del mouse con una seconda pinza.
  3. Inserire con attenzione il tubo endotracheale (Figura 1A) nella trachea e rimuovere l'asta guida.
  4. Trasferire l'animale sulla piastra riscaldante, posizionarlo sul retro e collegare il tubo di intubazione al respiratore del piccolo animale.
  5. Regolare la frequenza respiratoria a 53,5 x (peso corporeo in grammi)-0,26 [min-1], come descritto da altri12e i volumi di marea alle pressioni inspiratorie di picco di 11 ± 1 cmH2O. Stabilire un PEEP di 2 cmH2O.
  6. Fissare con attenzione le estremità del mouse sulla piastra riscaldante con strisce adesive e applicare un unguento per gli occhi su entrambi gli occhi per evitare secchezza.
  7. Inserire una sonda di temperatura rettale e mantenere la temperatura corporea interna a 37 ± 0,2 °C.
  8. Installare un ECG a 1 derivazione e monitorare la frequenza cardiaca on-line come indicatore per la profondità e la stabilità dell'anestesia.
  9. In assenza di riflessi interdigitali, iniettare 1 mg/kg di peso corporeo del rilassante muscolare pancuronio-bromuro per via intraperitoneale. Ciò previene gli artefatti respiratori durante le misurazioni PVL.

4. Chirurgia

  1. Raccomandazioni generali
    1. Durante l'intervento chirurgico, ventilare con ~ 1,5-2% di isoflurano vaporizzato con O2. La concentrazione di isoflurano può anche dipendere da variabili come il ceppo di topo, il sesso, l'età e il peso degli animali, ma deve essere determinata individualmente e sperimentalmente e i valori qui sono di riferimento per il ceppo di topo C57BL6 / N. È importante sottolineare che il ventilatore è collegato a un sistema di estrazione per impedire all'operatore di inalare isoflurano.
    2. Utilizzare un ingrandimento compreso tra 1,5-4x dallo stereomicroscopio per le procedure chirurgiche.
      NOTA: Fare riferimento alle linee guida istituzionali / locali sulla preparazione dell'animale per interventi chirurgici di non sopravvivenza.
  2. Cannulazione femorale
    1. Risciacquare l'arto posteriore con etanolo al 70%, incidere la regione inguinale sinistra ed esporre la vena femorale sinistra.
    2. Esplodere l'arteria epigastrica e la vena con una cauterizzazione.
    3. Ligate la vena femorale con una sutura posta distale all'accesso del catetere.
    4. Passare una sutura sotto la vena femorale e preparare un nodo cranico del sito di puntura. Perforare la vena femorale con il microtubo preparato (vedere punto 1.1) attaccato a una siringa da 1 mL.
    5. Legare il nodo per fissare il tubo all'interno della nave.
    6. Contrastare la perdita di liquidi mediante infusione di NaCl allo 0,9% integrato con albumina al 12,5% ad una velocità di infusione di 15 μL/min con una pompa automatica a siringa. Inoltre, mantenere umido il tessuto esposto utilizzando nacl preriscaldato allo 0,9%.
  3. Thoracotomy
    1. Risciacquare il torace con il 70% di etanolo.
    2. Incidere la pelle appena sotto il processo xifoide e separare senza mezzi termini i muscoli pettorali dalla parete toracica con una pinza o una cauterizzazione.
    3. Sollevare il processo xifoide con una pinza, quindi tagliare la parete toracica muovendosi lateralmente su entrambi i lati con una cauterizzazione fino a quando il diaframma è completamente visibile dal basso.
    4. Incidere il diaframma da sotto ed esporre l'apice cardiaco. Quindi rimuovere con cura il pericardio con una pinza.
    5. Eseguire una costotomia limitata sul lato sinistro come descritto in precedenza6.
    6. Passare una sutura sotto la vena cavale inferiore per eseguire la riduzione del precarico durante le fasi successive.
    7. Forare delicatamente l'apice cardiaco con una cannula calibro 25 (massima 4 mm). Rimuovere la cannula e inserire il catetere fotovoltaico fino a quando tutti gli elettrodi sono all'interno del ventricolo.
    8. Regolare la posizione del catetere con movimenti delicati e giri fino a ottenere anelli di forma rettangolare (Figura 2A).
    9. Mantenere sempre umido tutto il tessuto esposto utilizzando NaCl 0,9% preriscaldato.

5. Misurazioni

  1. Raccomandazioni generali
    1. Durante le misurazioni, ventilare con ~ 1,5-2% di isoflurano vaporizzato con 100% O2.
    2. Eseguire 2 misurazioni al basale e 2 occlusioni della vena cava in ogni fase del protocollo dose-risposta.
      NOTA: È importante che dopo la prima e la seconda occlusione della vena cava, sia i valori di pressione che quelli di volume ritornino ai valori dello stato stazionario come prima della prima occlusione. Questa osservazione è necessaria per riconoscere uno spostamento della posizione del catetere dovuto a riduzioni seriali del volume intraventricolare. Se si verificasse uno spostamento della posizione del catetere, in particolare i valori di volume verrebbero spostati.
  2. Eseguire un'analisi on-line dei parametri (frequenza cardiaca, volume ictus, dP/dtmax)e attendere l'ottenimento della funzione cardiaca allo stato stazionario. Per l'intervallo di parametri previsto con l'impostazione qui utilizzata nei mouse C57Bl6/N, fare riferimento ai risultati pubblicati6.
  3. Arrestare il respiratore in posizione espiratoria finale e registrare i parametri basali. Dopo 3-5 secondi ridurre il precarico cardiaco sollevando la sutura sotto la vena cavale inferiore con una pinza per ottenere parametri indipendenti dal precarico (Figura 2B). Accendere il ventilatore. Attendere almeno 30 secondi per la seconda occlusione fino a quando i parametri emodinamici non saranno stabilizzati.
  4. Dopo aver ottenuto le misurazioni in condizioni basali procedere alla dose-risposta di isoproterenolo passando alle siringhe preparate. Qui la velocità di infusione rimane invariata al fine di evitare modifiche del precarico cardiaco. Fare attenzione a non infondere bolle d'aria quando si cambia la siringa.
    1. Attendere almeno 2 minuti fino a quando non si ottiene una nuova funzione cardiaca allo stato stazionario, quindi arrestare nuovamente il respiratore in posizione espiratoria finale e registrare i parametri basali. Dopo 3-5 secondi ridurre il precarico cardiaco sollevando la sutura sotto la vena cavale inferiore al fine di ottenere parametri indipendenti dal precarico.
    2. Attendere almeno 30 secondi per la seconda occlusione. Successivamente passare alla siringa preparata con la successiva concentrazione di isoproterenolo e ripetere le registrazioni dei parametri indipendenti dal basale e dal precarico.
      NOTA: Artefatti come il picco di pressione sistolica terminale (ESPS, Figura 2C)possono verificarsi durante l'aumento del dosaggio di isoproterenolo, che deriva dall'intrappolamento del catetere. Gli artefatti che si verificano prima dell'inizio dei parametri basali possono essere facilmente corretti tramite il riposizionamento del catetere.

6. Calibrazione

NOTA: le procedure di calibrazione possono variare a seconda del sistema PVL utilizzato.

  1. Calibrazione della conduttanza parallela
    1. Collegare una siringa contenente una soluzione di NaCl al 15% alla cannula femorale dopo l'ultima misurazione dalla dose-risposta isoproterenolica. Infondere con attenzione 5 μL della soluzione ipertonica rimanente nel tubo fino a quando PVL non si sposta leggermente a destra durante la visualizzazione in linea. Quindi attendere che i loop tornino allo stato stazionario.
    2. Arrestare il respiratore alla fine dell'espirazione e iniettare un bolo di 10 μL di NaCl al 15% entro 2-3 secondi. Controlla se i PVL si allargano ampiamente e vengono spostati a destra durante la visualizzazione online.
  2. Calibrazione della conduttanza al volume
    1. Attendere 5 minuti, niente di meno, in modo che il bolo salino ipertonico sia completamente diluito. Successivamente rimuovere il catetere e prelevare almeno 600 μL di sangue dal ventricolo sinistro del cuore pulsante utilizzando una siringa da 1 mL e una cannula calibro 21. In questo momento l'animale viene eutanasia in anestesia profonda e analgesia da sanguinamento massiccio, interrompendo la ventilazione e la rimozione del cuore.
    2. Trasferire il sangue nella cuvetta di calibrazione preriscaldata (a bagnomaria a 37 °C) con cilindri di volume noto. Posizionare il catetere fotovoltaico centralmente in ogni cilindro e registrare la conduttanza. Calcolando una curva standard per ogni animale, le unità di conduttanza possono essere convertite in valori di volume assoluti.

7. Analisi

  1. Dopo aver ottenuto con successo le misurazioni PVL in condizioni basali e la stimolazione isoproterenolica, visualizzare, digitalizzare, calcolare ed estrarre i parametri che caratterizzano la funzione cardiaca (come PRSW, dP / dt, pressione e volume diastolica terminale, pressione e volume sistolica finale, costante di rilassamento Tau, tra gli altri) utilizzando un software di analisi PVL appropriato. Ulteriori analisi statistiche e rappresentazioni grafiche possono essere eseguite con software di analisi standard.
  2. Analisi dei parametri indipendenti dal precarico
    NOTA: Per questo passaggio è fondamentale standardizzare la procedura.
    1. Selezionare i primi 5-6 PVL che mostrano il precarico decrescente in tutte le misurazioni per l'analisi dei parametri indipendenti dal precarico (Figura 2D). Un numero costante di PVL selezionati per l'analisi durante la riduzione del precarico ridurrà la variabilità tra le misurazioni dei parametri ottenuti.
    2. Calcolare il valore medio delle due misurazioni in ogni fase del protocollo.

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Risultati

La misurazione del volume-loop di pressione (PVL) è un potente strumento per analizzare la farmacodinamica cardiaca dei farmaci e per indagare il fenotipo cardiaco di modelli murini geneticamente modificati in condizioni normali e patologiche. Il protocollo consente la valutazione della riserva cardiaca β-adrenergica nel modello murino adulto. Qui descriviamo un metodo a torace aperto in anestesia isoflurano combinato con buprenorfina (analgesico) e pancuronio (rilassante muscolare), che si concentra sulla risposta cardi...

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Discussione

Qui, forniamo un protocollo per analizzare la funzione cardiaca in vivo nei topi sotto stimolazione β-adrenergica crescente. La procedura può essere utilizzata per affrontare sia i parametri basali della funzione cardiaca che la riserva adrenergica (ad esempio, inotropia e cronotropia) nei topi geneticamente modificati o su interventi. Il vantaggio più importante delle misurazioni del ciclo pressione-volume (PVL) rispetto ad altri mezzi per determinare la funzione cardiaca è l'analisi della funzione cardiaca intrinseca e...

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Dichiarazioni

Non è necessario dichiarare alcun conflitto di interessi.

Ringraziamenti

Siamo grati a Manuela Ritzal, Hans-Peter Gensheimer, Christin Richter e al team dell'Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung (IBF) dell'Università di Heidelberg per l'assistenza tecnica esperta.

Questo lavoro è stato sostenuto dal DZHK (Centro tedesco per la ricerca cardiovascolare), dal BMBF (Ministero tedesco dell'istruzione e della ricerca), da un fondo federale per l'innovazione del Baden-Württemberg e dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, German Research Foundation) Project-ID 239283807 - TRR 152, FOR 2289 e dal Collaborative Research Center (SFB) 1118.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Catetere 1.4F SPR-839Millar Instruments, USA840-8111
siringhe da 1 mlBeckton Dickinson, USAREF303172
Bio AmplifierADInstruments, USAFE231
Bridge-AmplifierADInstruments, USAFE221
Siero bovino AlbuminaRoth, Germania8076.2
Buprenorfina cloridratoBayer, Germania4007221026402
Cuvetta di calibrazioneMillar, USA910-1049
Trasduttore di pressione differenziale MPXHugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, GermaniaTipo 39912
Dumont Forceps #5/45Fine Science tools Inc.11251-35
Pinze Dumont #7Bstrumenti per la scienza raffinata Inc.11270-20
Graefe ForcipeStrumenti per la scienza fine Inc.11051-10
GraphPad PrismGraphPad SoftwareVer. 8.3.0
EcoLab-PE-MicotubeSmiths, USA004/310/168-1
Etomidate LipuroBraun, Germania2064006
ExcelMicrosoft
HeparinRatiopharm, GermaniaR26881
Piastra riscaldante e unità di controlloLabotec, GermaniaPiastra riscaldante 062
IsofluranBaxter, GermaniaHDG9623
Vaporizzatore IsofluranAbbotVapor 19.3
IsoprenalinacloridratoSigma-Aldrich, USAI5627
Tubo in polietilene a foro fine 0,61 mm OD, 0,28 mm IDSmiths Medical International Ltd, Regno UnitoRef. 800/100/100
MiniVent ventilatore per topiHugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, GermaniaTipo 845
MPVS Ultra PVL SystemMillar Instruments, USA
NaClAppliChem, GermaniaA3597
NaCl 0,9% isotonicoBraun, Germania2350748
Bromuro di pancuronioSigma-Aldrich, USABCBQ8230V
Perfusor 11 PlusHarvard ApparatusNr. 70-2209
Unità di controllo Powerlab 4/35ADInstruments, USAPL3504
Cauterizzazione ricaricabile-SetFaromed, Germania09-605
ForbiciFine Science tools Inc.140094-11
Software LabChart 7 ProADInstruments, USALabChart 7.3 Pro
Cibo per topi standardLASvendi GmbH, GermaniaRod18
StereomicroscopioZeiss, GermaniaStemi 508
Sutura chirurgica 8/0Suprama, GermaniaCh.B.03120X
Cannula per venipuntura Venflon Pro Safty 20-gaugeBeckton Dickinson, Stati Unitid'America 393224
Pinze per incannulamento dei vasiFine Science Tools Inc.00574-11
BagnomariaThermo Fisher Scientific, USA
Filtro per siringa (Filtropur S 0.45)Sarstedt, GermaniaRif. 83.1826

Riferimenti

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